药理学实验的基本知识.ppt

药理学实验概述,一、药理学实验课的目的,在实验过程中使学生初步掌握药理学实验的基本操作技术 验证和巩固药理学的基本理论。 通过实验培养学生具有科学的思维方法和科学的工作态度。,药理学实验的特点,药理学实验一般以活体为对象，包括其正常功能、整体的动物和离体的器官或组织均在具有活性的前提下用于实验。 小心、规范地操作注意保护动物或标本于最佳活性状态。,三、药理学实验课的要求,实验前 仔细阅读本课程和有关课程的讲义，了解实验的目的、要求、步骤和操作程序。 结合实验内容复习有关理论。,（二）实验时 保持实验室的整齐、清洁，保持实验室安静，不要高声谈笑，不得进行与实验无关的活动。 爱护公共财物,各组仪器和器材由各组使用 按照实验步骤，认真操作，注意保护实验动物和标本，节省实验器材和药品。 仔细、耐心地观察实验过程中出现的现象，真实客观地记录实验结果，并加上必要的文字注释，有时还需要绘制图形或曲线进行分析。,（三）实验后 将实验用具整理就绪，所用器械冲洗干净后，交还借用的器械。如果器械有损坏或短少，应立即报告负责教师。 动物尸体、标本、纸片和废品应放到指定地点。 搞好实验室的清洁卫生工作，离开实验室前应关灯，关窗，关水龙头。 认真整理实验结果并撰写实验报告。,实验报告的书写,每次实验，均要求写出实验报告。实验报告应注意文字简练，通顺，书写清楚，整洁，正确使用标点符号。,常用手术器械 常用试验仪器,动物实验的基本操作技术,实验动物是指人工饲养，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的动物。 这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和较好的重复性。,1青蛙与蟾蜍 2小白鼠 3大白鼠 4豚鼠：性情温顺，胆小怕惊吓，对组胺敏感。常用于免疫学研究和过敏性疾病模型 5家兔：耳大，血管清晰，便于静脉注射和取血。眼大易观察，常用于眼科研究。因其体温变化较敏感，也常用于体温实验及热原检查。,6猫：猫的血压比较稳定，较大鼠、家兔等小动物更接近于人体，且与人相似，故可用于循环药理研究。 7狗：是医学实验中最常用的大动物。血液、循环、消化和神经系统均很发达、与人类较接近。适用于药理学、毒理学和药物代谢、营养学和药理学研究。 8、小型猪：毛发、皮肤厚薄，形态学和增殖动力学与人非常相似。理想的烧伤模型 9、猴：最相似的生物学和行为学特征,实验动物的编号、捉拿与固定,1染料标记法 常用染料： 红色染料：5中性红或品红液； 黄色染料：3%5苦味酸溶液； 咖啡色染料：2硝酸银溶液； 黑色染料：煤焦油的酒精溶液。,（2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A、兔、猫、狗等动物的标记方法：用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写号码。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1分钟。 B、大鼠、小鼠的标记：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的号码。常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。 在每组实验动物不超过10只的情况下适用。,双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。双色法色法可标记100位以内的号码。 例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方法参照单色涂染法， 即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部4 0号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标记。 比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红（红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即可。,2穿耳打孔法：用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔或缺口来表示一定号码。此法是小鼠常用的标记方法之一。 3挂牌编号法：常用于狗、猴、猫等大动物的编号。实验前将之固定于动物的颈圈或耳上 4人工针刺号码法：先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出号码，再用酒精墨汁涂染即可,动物的抓取,小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。有经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。,大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。,动物的抓取,实验动物的给药方法,经消化道给药 1小鼠灌胃法灌胃法 1216号注射针头，尖端部磨钝，针头长45cm进针23cm后。 灌药量一般为0.10.3ml/10g体重,大鼠灌胃法 长约68cm，直径约为1.2mm ， 一次灌胃量一般在1ml/100g体重。,豚鼠灌胃法 豚鼠体重200g以上时，应用木制开口器和导尿管灌胃。 插管完毕后，先回抽注射器针栓，无空气抽出时，再慢慢推注药液。如回抽出空气，说明可能插入气管，应拔出重插。 药物注完后应再注入生理盐水2ml，将管内残存药物冲入,兔灌胃法： 用兔固定箱，可一人操作。右手将开口器固定于兔口中，舌压在开口器下面， 慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约1518cm。插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。如无气泡逸出，则可将药推入 并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。,二、注射给药法,小鼠皮下注射 通常在背部皮下注射。注射时以左手拇指和中指将小鼠颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮下，此时可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。 药量一般为0.1ml0.3ml/10g体重。,大鼠皮下注射 注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮下后推注药液。 一次注射量不超过1ml/100g体重。,豚鼠皮下注射 通常在大腿部内侧面注射。固定豚鼠后，左手固定注射侧的后肢并充分提起皮肤，右手持注射器，针头与皮肤呈45度角的方向刺入，确定针头在皮下后推入药液。注射完毕后应指压刺入部位并轻轻揉之。,兔皮下注射法 可在背部或颈部注射，方法参照小鼠皮下注射法。 给药量一般为0.51.0ml/kg体重。,2腹腔注射法,（1）小鼠腹腔注射 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。右手持注射器，在小鼠下腹部腹白线稍向左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮下后， 沿皮下向前推进35mm，然后使注射器针头与皮肤呈45角刺入腹膜。 针头刺入腹膜后感抵抗力消失，此时在保持针头不动的状态下回抽针栓，如无回血或尿液，则可推入药液。 一次可注射量为0.10.2ml/10g体重。,大鼠、豚鼠、兔、猫等的腹腔注射皆可参照小鼠腹腔注射法。但应注意家兔与猫在腹白线两侧注射（应在离腹白线约1cm处进针）。,3肌肉注射法 小鼠、大鼠、豚鼠肌肉注射 一般因肌肉少，不作肌肉注射，如需要时，可将动物固定后，一手拉直动物左或右侧后肢，将针头刺入后肢大腿外侧肌肉内， 小鼠一侧药液注射少于0.4ml，针头选用57号。 兔肌肉注射 可选两臂或股部。,静脉注射法,小鼠大鼠一般采用尾静脉注射。 注射前先将动物固定于固定器内（可采用铁丝笼、金属筒或底部有小孔的玻璃筒），使其整个尾部外露， 以右手食指轻弹尾尖部，必要时可用4550的温水浸泡尾部12分钟或用75乙醇擦拭尾部，或者将小鼠先放在4050左右的加热板上做运动，使其全部血管扩张充血。 以拇指与食指捏住尾根部两侧，无名指和小指夹持尾尖部，中指从下托起尾巴固定之。,选择一根最为充盈的血管，右手持4号针头使其与尾部呈30度角刺入静脉，针头在静脉内平行推进少许，左手三指连针头和鼠尾一起捏住固定，以防动物活动时针头脱出。回抽见血，且推动药液无阻力、并可见沿静脉血管出现一条白线说明针头在血管内，可注药 。如遇到阻力较大，局部发白变硬时，说明针头不在静脉内，需拔出针头重新穿刺。注射完毕后拔出针头，轻按注射部止血。一般选择尾两侧静脉，针刺宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以备反复应用。 一般一次注射量为0.050.2ml/10g体重。,大鼠亦可舌下静脉注射或待其麻醉后，切开其大腿内侧皮肤进行股静脉注射，也可颈外静脉注射。,豚鼠：可选用前肢皮下头静脉、耳壳静脉、外颈静脉、或脚背中足静脉等多部位进行注射。偶还可心内注射。,家兔：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。 注射前先剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部，血管即显现出来。可先轻弹或用酒精棉球揉擦耳尖部并用左手食指和中指轻压耳根部，拇指小指夹住耳边缘部分，以左手无名指放在其下作垫，待静脉显著充盈后，右手持带有68号针头的注射器刺入静脉（第一次进针点要尽可能靠远心端，以备反复应用），顺着血管平行方向深入1厘米后，放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食指移至针头刺入部位，将针头与兔耳固定 针头刺入血管后再稍向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤发白、隆起现象，即可进行药物注射，,实验动物的麻醉,1.局部麻醉 浸润麻醉、阻滞麻醉、和椎管麻醉常用0.51普鲁卡因，表面麻醉宜选用2%丁卡因溶液。 2.全身麻醉 （1）吸入麻醉 小鼠、大鼠和兔常用乙醚吸入麻醉。将浸过乙醚的脱脂棉花铺在麻醉用的玻璃容器底部，实验动物置于容器内，容器加盖。乙醚具挥发性，经呼吸道进入肺泡后对动物进行麻醉，吸入后约1520分钟开始发挥作用，适用于时间短的手术过程或实验。内放置乙醚棉球可追加麻醉时间。但在麻醉初期，动物常出现强烈兴奋的现象，因其对呼吸道有较强的刺激作用，可使粘液分泌增多以致堵塞呼吸道。另外，乙醚易燃、易爆，故需要专人管理。使用时应避火、通风、注意安全。,（2）注射麻醉 适用于多种动物，注射方法不一。不同动物对注射麻醉药的反应不尽相同，故需根据实验的目的针对不同的实验动物选用合适的麻醉药种类和剂量。,表3-6-1 注射麻醉药的剂量与给药途径 药 物 （常用浓度）动 物给药法剂 量（mg/kg）维持时间（小时）备 注戊巴比妥钠（15）犬猫兔豚鼠大鼠小鼠I.V.I.P.I.H.I.P.I.P.I.P.303050454545121212121212硫喷妥钠（5）犬、猫兔、大鼠I.V. I.P.I.V. I.P.203030500.250.50.250.5抑制呼吸，I.V.宜慢，应临用时配乌拉坦 （20）猫、兔大鼠、小鼠蛙I.V. I.P.I.M.淋巴囊90100013002000242424毒性小，较安全氯醛糖（2）猫、兔大鼠I.V. I.P.I.V. I.P.80805656安全，肌松不全氯乌合剂猫兔I.V. I.P.氯75乌75056I.V.静脉注射 I.P.腹腔注射 I.M.肌肉注射 I.H.皮下注射 *氯:氯醛糖 乌：乌拉坦,在麻醉过程中，除参照上述一般药物用量标准外，还必须密切注意动物的状态，以决定麻醉药的用量。麻醉的深浅，可根据呼吸的深度和快慢、角膜反射的灵敏度、四肢及腹壁肌肉的紧张性以及皮肤夹捏反应等进行判断。当呼吸突然变深变慢、角膜反射的灵敏度明显下降或消失，四肢和腹壁肌肉松弛，皮肤夹捏无明显疼痛反应时，应立即停止给药。静脉注药时应坚持先快后慢的原则，避免动物因麻醉过深而死亡。,实验动物的处死方法,1.颈椎脱臼法： 本法最常用于小鼠。用拇指和食指压住小鼠头的后部，另一手捏住小鼠尾巴，用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，延脑与脊髓离断而死亡。处死大鼠也可用此法，但需较大力气。,2.空气栓塞法： 主要用于大动物的处死。用注射器将空气快速注入静脉或心脏，使动物发生静脉空气栓塞，特别是肺动脉栓塞而致死。 兔一