蛋白表达及菌体破碎问题

1、蛋白表达及菌体破碎问题我最近做蛋白表达时，蛋白表达量尚可，但就是在超声波碎菌时老是破不 碎，后来 做了相同条件下未诱导菌体进行破碎，发现很容易破碎，请教列位大 侠这是怎么一回事 啊？我的具体操作如下：培养两瓶200ml BL21 （ DE ） plysS4小时,OD值0.9,对其中一瓶加 入IPTG置37度诱导表达，IPTG终浓度为O.lmmol/1,另一瓶保持不 变。诱导过夜，离心 收获菌体，PES洗涤两次后30ml PES悬浮菌体，超声破碎3（）分钟（5秒、9秒）， 保证冰浴。然后对菌体裂解液分别以600（）转、12000转 离心，SDS检测，发 现目的蛋白&菌体蛋白绝大部分存在于6000

2、转沉淀中，上清中只有很少菌体蛋白（诱导 后的）；而未诱导的则沉淀很少，且菌体蛋白大部分存在于上清中。请各位大侠帮小弟 看看是怎么回事？是不是因为我的 蛋白表达影响到了菌体细胞壁的结构了？可我的蛋白 应该是包涵体表达啊，晕T!另外，在此前我做了大量的工作对菌体迸行破碎，包括反复冻融，溶菌酶，盐酸月瓜（l- 3mol/L,我不想用太高浓度的，尽管可以），DOC, SKL还有一些文献上介绍的一些裂解 液配方，均无法破碎，我简直要无语了！我最近在做蛋白表达用的是 PET和DE3我也有一些问题不懂，希望可以 和你 一路探讨学习。我表达的是分泌型蛋白，以下是我对你实验的拙见：1诱导的温度是 否可以在重新调

3、超青的能量你用的多大的数值？是否在保证蛋白不变性的前提下，加大超青 条件， 超声时间适当可以延长。直到菌液清亮透明（黄油状）3取溶菌酶作用的最佳浓度，同时在反复冻融的过程中要不时的调节 pH到它可以发挥 最大效力的数值破包涵体以尺其它方法的过程怎么样？你用SDS检测沉淀中的目的蛋白的分于量怎么样？6蛋白表达影响菌体细胞壁的结构这一问题我也想知道诱导温度我以前用的2（）度，后来发现37度诱导表达量较高就采用了 37度， 但对破碎效果的影响我正准备再试试。我用的超声仪属于前辈级机器（但保证能用），我也不知道具体功率的大小，只知道 以往所用均为35% 45%,我用的是38%。超声时间我延长过，但诱导

4、后 的始终均是浑浊 菌体悬液。甚至有时发生分层，估计是变性了。溶菌酶我用的效应浓度为lmg/ml, PH8.0, 37度水浴lh,不管用。不知道你一般用多少 浓度？溶菌酶能否与其它一些低浓度的离液剂或者去污剂联用？冻融法也用过，-20-37度，3次，不管用。再者就是一些裂解液，效果实在 让人郁 闷。SDS检测沉淀中确实是目的蛋白，与全菌直接检测分子量相同。不知 你对这 一点有什么想法？不知哪位大侠对蛋白表达是否会影响菌体胞壁结构这一问题不吝赐教？诱导温度的选择是以什么为标准(产量与表达蛋白的分离率)建议查文献 核实2菌液离心后上清做 SDS检测。看是否有目的蛋白，并收集。多次洗细菌沉淀 并重悬

5、细菌，超声只破碎离心收集的细菌细胞(防止菌液内已经有的蛋白在超声时与细菌 一起超声变性发生分层)3超言破碎细菌细胞，并纯化包含体后裂解释放包涵体，离心收集上清跑电泳看是否有目的蛋白，有收集，并收集包含体，对其处理如下(包含体的处理是我在园于里找到的， 你在园于里搜索一下)10 000 r min - 1 离心 15 min，弃上清。将沉淀用3 mol - L-1尿素含0.2g- L-l TriionX2100反复洗涤处置取得纯化的 包涵体，称 重。包涵体用8 mol - L-1尿素含1() mmol - L-1二硫苏糖醇(DTT)溶解变性。复性：包涵体溶解变性后10 OCX) r min-1离

6、心15 min，清除不溶性杂质。上清直接用复性液:50 mmol - L-1 Tris Cl, 1 mmol - L-1 EPTA , 1 mmol L-1苯甲基磺酰氟 (PMSF)，不同浓度的氧化型谷胱甘肽(GSSG),还原型谷胱甘肽(GSH)稀释，使蛋白质终 浓度不超过100 mg - L-1,尿素终浓度为0. 5 1. 0 mol-L-1 ；在其他条件不变的情况下， 别离改变GSSG和GSH浓度、温度尺复性 时间，PEG2()0()()浓缩后，离心。测上清总蛋白质量，计算复性率，找出最佳复性条件。溶菌B lOmg/mlo在作用过程中菌液的pH会下将，所以最好多次重新调节 pH8(你查一下

7、它的作用原理以尺大肠杆菌的特性就知道)冻融法我们是10次，最少六次6我感觉蛋白表达影响菌体细胞壁的结构的可能性较小，主要还是包含体的处理上(我 也是新手)见笑了，供大家一起学习关于前辈级机器，如果前辈用可以，那么你应该在自己漠漠条件了，1菌体破碎的检测指标：镜检，才可直观知破全没有？2反复冻融，溶菌酶，盐酸弧(l-3mol/L,我不想用太高浓度的，尽管可以)，DOC, SKL还 有一些文献上介绍的一些裂解液配方，均无法破碎？这些方法我都试过，菌是BL21 (DE3)均无问题你不成功的原因可能在于细节.未诱导的则沉淀很少，且菌体蛋白大部分存在于上清中结论是对的4.IPTG置37度诱导表达，IPT

8、G终浓度为lmmol/1, 3.545小时是最佳时间、再 长则减 你可做单因于优化.5.超肖破碎3()分钟(5秒、9秒)，保证冰浴。然后对菌体裂解液分别以6()0()转、120()0 转离心，SDS检测，发现目的蛋白尺菌体蛋白绝大部分存在于6000转沉淀中，上 清中只有很少菌体蛋白(诱导后的)结论正确，但还可优化但要注意超声的声音，如声音有异，则是没有工作原因参数设置不对，产热，温度高， 间隔时间太短如还有问题MSN伺名帐号，工作时间在线.谢谢的回答与建议。今明天我会再做一下IPTG诱导表达，温度20 度，IPTG 0.1mmol/Lo镜检或许是检测菌体破碎的金指标，但如果菌体有破碎，包含体是

9、不应该在600()转 沉淀下来啊，分级离心后电泳检测应该也可以说明一点问题。不过下面我会用镜检做一 下看。反复冻融、盐酸孤(l-3mol/L)我重复过，确实不行。溶菌酶有可能是PH控制不好，我 会重做再试试。D()C我用2%,悬浮后能释放核酸(悬液变粘稠)，但超言破碎效果确实不 行，我分别取了 2()分钟、6()分钟和9()分钟的超声裂解液电泳检测。SKL效及其它只做 过一次，效果更差。IPTG诱导我做过优化，终浓度()1和lmmol/L没有太大区别，所以我一直用0.1。我一直搞不明白，同等超声条件下为什么未诱导菌体可以很容易破碎，而诱导表达后就不容易破碎了呢？这应该不是超言的原因吧，否则未诱

10、导的也不应 该破碎啊1用不用溶菌酶都无多大关系，DOC用2%,悬浮后并不能释放核酸，悬液变粘稠是由于DOC.3.IPTG诱导我做过优化，终浓度().1和lmmol/L没有太大区别，所以一直用0.1?优化方法 不对同时做时间双因于培养基多因于温度20度可分泌表达，诱导过夜4破碎只用缓冲液即可包含体是不应该在6000转(4()000可沉淀80%你以前以为破菌不完全的原因：诱导时间太长，没有人在37度诱导过夜，这样的话菌都已经死了，而且都自溶T,所以你 离心收菌得到的已经都是包涵体和少量没有自溶的菌体，这样无论怎么破菌上清里都没 有多少菌体蛋白了。你的没有加1PTG的对照就很正常，没 有这种自溶现象

11、。不知道你的6000转无法离心下来包涵体的概念是怎么来的。首先6000转的说法 就不科 学，应该根据你使用的转头半径大小换算成9,才能反映真实离心力大小，现在的新离心机 上都能直接看到go再说一般的转头6000转已经能把大部分包涵体沉淀下来了，如果时 间够长，包涵体基本上都能沉淀下来。你的电泳照片显示你的目的蛋白在包涵体6000转已经把90%以上的包涵体沉淀下来To 12000转出现的两条主要的杂带我认为不存在于包涵体里，而是位于细胞膜上的膜蛋 白，12()00转(拜托换算成0把细胞膜的大碎片离心沉淀下 来了。建议只用6000转离心下来的还算比较纯的包涵体，扔掉12000转的沉淀。1, 37度

12、诱导留宿致使菌体死亡破裂，不是因为你的plyss菌自身表达溶菌 酶的原 因，而是由于ipig的细胞毒性，一旦诱导，细胞的主要生理活动都向着目的蛋白表达的 方面转化。在通常情况下，细胞将停止生长，形成克隆的能力大大降低，但并未死亡。 在37度环境中，34小时内细胞都不会死亡。但是如果过夜诱导，在这样的温度和营养已经耗尽的情况下，细胞应该会死掉一些，正 好你的plyss菌自身的溶菌酶会加速这个过程，所以才会出现你描述的情况。所以大家 在37度诱导时都是只诱导3-4小时。因为没有人在37度诱导过夜，所以找不到根据支持我的观点，你涂平板的结果也不太能 说明问题，我并没有说你的菌全部死掉了，不过你可以做一个稍微严 谨一点的试验来验 证一下我的推断，在同样的条件下37度过夜摇你的表达菌，一个加iptg, 一个不加，然 后分别稀释到合适的浓度涂平板培养，计算活菌数，我估计将会有1到2个数量级的差 别。如果你看过包涵体的电镜照片，你会发现包涵体还是很大个的，直径跟细菌差不多，而且密度很大，肯定是可以在60()()转离心下来的。你可以看看这个protocol，也 许对你的试验有帮助。他们就是600()转离心包涵体，CuntriFugclocollect inclusion bodies (fbr example, 6000 rpm for 15 minu