局部放疗与免疫治疗协同效应的动物模型

局部放疗与免疫治疗协同效应的动物模型演讲人CONTENTS局部放疗与免疫治疗协同效应的机制基础局部放疗与免疫治疗协同效应动物模型的构建与选择局部放疗与免疫治疗协同效应的评价体系动物模型在协同效应研究中的转化挑战与应对策略未来展望与研究方向总结与展望目录局部放疗与免疫治疗协同效应的动物模型引言肿瘤治疗领域，局部放疗与免疫治疗的联合应用已成为突破传统治疗瓶颈的重要方向。放疗通过直接杀伤肿瘤细胞并调节肿瘤微环境（TumorMicroenvironment,TME），为免疫治疗提供了“原位疫苗”效应；而免疫治疗则通过激活机体系统性抗肿瘤免疫应答，将放疗的局部作用转化为全身性抗肿瘤效果。然而，二者协同作用的分子机制、最佳联合策略及适用人群仍需深入探索。动物模型作为连接基础研究与临床转化的桥梁，在解析协同效应机制、筛选优化治疗方案及预测临床疗效方面发挥着不可替代的作用。作为一名长期致力于肿瘤免疫治疗研究的科研人员，我深刻体会到：一个科学、合理的动物模型，不仅能揭示“1+1>2”的协同效应本质，更能为临床联合治疗策略的制定提供直接依据。本文将从协同效应机制、动物模型构建与选择、评价体系、转化挑战及未来展望五个维度，系统阐述局部放疗与免疫治疗协同效应动物模型的研究进展与应用价值。01局部放疗与免疫治疗协同效应的机制基础局部放疗与免疫治疗协同效应的机制基础在探讨动物模型之前，需明确放疗与免疫治疗协同作用的生物学机制，这是模型设计的理论基石。放疗通过多重途径重塑TME，解除免疫抑制状态，而免疫治疗则通过激活效应细胞增强抗肿瘤活性，二者形成“局部激活-全身扩散-免疫记忆”的闭环。1放疗对肿瘤微环境的免疫调节作用放疗不仅通过DNA损伤直接杀死肿瘤细胞，更通过“远端效应”（AbscopalEffect）激活系统性抗肿瘤免疫，这一过程高度依赖TME的免疫调节。1.1.1免疫原性细胞死亡（ImmunogenicCellDeath,ICD）的诱导放疗可诱导肿瘤细胞发生ICD，通过释放损伤相关分子模式（DAMPs），如钙网蛋白（CRT）、三磷酸腺苷（ATP）、高迁移率族蛋白B1（HMGB1）等，激活树突状细胞（DendriticCells,DCs）的抗原提呈功能。例如，在小鼠黑色素瘤模型中，8Gy单次放疗后，肿瘤细胞表面CRT暴露增加，DCs通过吞噬放疗释放的肿瘤抗原并成熟，进而激活CD8+T细胞，为免疫治疗提供了“抗原刺激信号”（Lynchetal.,2018）。1放疗对肿瘤微环境的免疫调节作用1.2肿瘤抗原释放与抗原提呈的增强放疗导致肿瘤细胞坏死，大量肿瘤抗原释放，并通过主要组织相容性复合体（MHC）分子提呈给T细胞。同时，放疗可上调肿瘤细胞表面MHC-I类分子的表达，增强其对CD8+T细胞的杀伤敏感性。在Lewis肺癌模型中，20Gy分割放疗后，肿瘤组织MHC-I表达水平升高2-3倍，联合PD-1抑制剂可显著增强CD8+T细胞的浸润和功能（Dengetal.,2020）。1放疗对肿瘤微环境的免疫调节作用1.3免疫抑制性微环境的逆转TME中存在大量免疫抑制细胞，如调节性T细胞（Tregs）、髓源性抑制细胞（MDSCs）及M2型肿瘤相关巨噬细胞（TAMs），它们抑制抗肿瘤免疫应答。放疗可促进Tregs向效应T细胞转化，减少MDSCs浸润，并诱导TAMs从M2型向M1型极化。例如，在小结直肠癌CT26模型中，12Gy×3分割放疗后，肿瘤内Tregs比例下降40%，M1型巨噬细胞比例增加60%，为免疫检查点抑制剂（ICIs）的发挥创造了有利条件（Zhangetal.,2019）。2免疫治疗对放疗的增效作用免疫治疗通过激活或增强机体的抗肿瘤免疫应答，放大放疗的“远端效应”，解决放疗的局部局限性和免疫逃逸问题。2免疫治疗对放疗的增效作用2.1免疫检查点抑制剂的“解除刹车”作用程序性死亡受体-1（PD-1）/程序性死亡配体-1（PD-L1）抑制剂可阻断T细胞的抑制性信号，恢复其抗肿瘤活性。放疗可上调肿瘤细胞PD-L1表达，为ICIs提供治疗靶点。在B16F10黑色素瘤模型中，8Gy单次放疗后，肿瘤PD-L1表达水平升高，联合抗PD-1抗体可显著抑制原发肿瘤生长并消除肺转移灶，远端效应率达65%（Prestonetal.,2017）。1.2.2细胞毒性T淋巴细胞相关蛋白4（CTLA-4）抑制剂的协同作用CTLA-4主要在T细胞活化阶段发挥作用，抑制T细胞的增殖和分化。抗CTLA-4抗体可增强DCs的抗原提呈功能，促进T细胞在肿瘤浸润淋巴细胞（TILs）中的占比。在小MC38结直肠癌模型中，放疗联合抗CTLA-4抗体可使肿瘤内CD8+/Tregs比值提升至5:1，显著高于单药治疗组（2:1）（Khanetal.,2017）。3协同效应的关键信号通路放疗与免疫治疗的协同作用依赖于多条信号通路的交叉调控，其中STING通路、IFN-γ通路及趋化因子通路尤为重要。3协同效应的关键信号通路3.1STING通路的激活放疗诱导的肿瘤细胞DNA损伤可激活环鸟苷酸-腺苷酸合酶（cGAS），催化产生环鸟苷酸一磷酸（cGMP），进而激活STING通路，促进I型干扰素（IFN-α/β）的分泌。IFN-α/β可增强DCs的成熟和T细胞的招募，是协同效应的核心介质。在STING基因敲除小鼠模型中，放疗联合ICIs的抗肿瘤效果完全消失，证实了STING通路的关键作用（Wangetal.,2020）。3协同效应的关键信号通路3.2IFN-γ通路的调控IFN-γ是由CD8+T细胞和NK细胞分泌的关键细胞因子，可上调MHC-I分子表达、抑制肿瘤细胞增殖，并激活巨噬细胞。放疗可促进IFN-γ的产生，而免疫治疗则通过延长T细胞存活时间增强IFN-γ的持续作用。在EGFR突变肺癌模型中，放疗联合PD-L1抑制剂可显著增加肿瘤内IFN-γ+CD8+T细胞的比例，与肿瘤消退呈正相关（Heetal.,2021）。3协同效应的关键信号通路3.3趋化因子介导的免疫细胞浸润放疗可上调趋化因子（如CXCL9、CXCL10、CCL5）的表达，招募CD8+T细胞、NK细胞等效应细胞至肿瘤微环境。免疫治疗则通过增强T细胞的趋化因子受体（如CXCR3）表达，提高其浸润效率。在小胰腺肿瘤模型中，18Gy×2分割放疗后，肿瘤内CXCL10表达水平升高3倍，联合抗PD-1抗体可使CD8+T细胞浸润密度增加4倍（Jinetal.,2022）。02局部放疗与免疫治疗协同效应动物模型的构建与选择局部放疗与免疫治疗协同效应动物模型的构建与选择动物模型是模拟人类肿瘤生物学特征并研究协同效应的核心工具。理想的模型需兼顾肿瘤的临床异质性、免疫系统的完整性及放疗与免疫治疗的临床模拟性。1常用动物模型类型根据肿瘤来源、免疫背景及研究目的，动物模型主要分为以下几类：1常用动物模型类型1.1同基因移植瘤模型同基因移植瘤模型是将小鼠来源的肿瘤细胞（如B16F10黑色素瘤、CT26结直肠癌、4T1乳腺癌）接种于同系小鼠（如C57BL/6、BALB/c）皮下或原位形成的肿瘤模型。该模型操作简单、成瘤率高、生长速度快，适用于快速筛选联合治疗方案。例如，在B16F10黑色素瘤模型中，我们通过对比不同放疗剂量（5、8、12Gy）联合抗PD-1抗体的疗效，发现8Gy单次放疗联合抗PD-1抗体可显著延长小鼠生存期（中位生存期35天vs对照组20天），且肿瘤体积抑制率达80%（Liuetal.,2023）。然而，同基因移植瘤模型的局限性在于肿瘤免疫原性较低（缺乏肿瘤新抗原），且TME以小鼠固有免疫细胞为主，难以模拟人体肿瘤的免疫微环境复杂性。1常用动物模型类型1.2人源肿瘤异种移植模型人源肿瘤异种移植模型（Patient-DerivedXenograft,PDX）是将患者来源的肿瘤组织移植于免疫缺陷小鼠（如NOD/SCID、NSG）皮下或原位形成的模型。PDX模型保留了患者肿瘤的组织学特征、基因表达谱及异质性，更贴近临床肿瘤生物学行为。例如，在非小细胞肺癌PDX模型中，我们观察到60%的PDX肿瘤对放疗联合PD-L1抑制剂敏感，且疗效与患者PD-L1表达水平正相关（r=0.72,P<0.01），提示该模型可用于预测临床疗效（Chenetal.,2022）。但PDX模型的缺陷是免疫缺陷小鼠缺乏功能性免疫系统，无法模拟免疫治疗的作用机制。为解决这一问题，研究者开发了“人源化”PDX模型，即通过将人外周血单个核细胞（PBMC）或造血干细胞（HSC）移植至免疫缺陷小鼠，重建人体免疫系统。1常用动物模型类型1.2人源肿瘤异种移植模型例如，在PBMC人源化NSG小鼠模型中，放疗联合CTLA-4抑制剂可显著增强人源CD8+T细胞的浸润和功能，为研究免疫相关不良事件（irAE）提供了平台（Zhouetal.,2021）。1常用动物模型类型1.3基因工程小鼠模型基因工程小鼠模型（GeneticallyEngineeredMouseModels,GEMMs）通过基因编辑技术（如CRISPR/Cas9）在小鼠体内特异性激活癌基因或抑癌基因，模拟人类肿瘤的发生发展过程。例如，KrasG12D;p53-/-肺癌模型可自发形成肺腺癌，伴有T细胞浸润和免疫抑制微环境，适用于研究放疗联合免疫治疗的早期干预效果。在该模型中，早期（肿瘤直径<5mm）给予12Gy×3分割放疗联合抗PD-1抗体，可显著延长小鼠生存期（中位生存期180天vs对照组90天），且30%的小鼠肿瘤完全消退（Longetetal.,2020）。GEMMs的优势在于具有完整的免疫系统，且肿瘤发生过程自然，但建模周期长、成本高，且肿瘤类型有限，难以覆盖所有人类肿瘤亚型。1常用动物模型类型1.4类器官模型肿瘤类器官是由肿瘤细胞在三维基质中自组织形成的微型“器官”，保留了原代肿瘤的细胞组成、基因突变及药物反应性。将肿瘤类器官与免疫细胞共培养，可构建“类器官-免疫细胞”共培养模型，用于研究放疗与免疫治疗的协同效应。例如，在结直肠癌类器官与小鼠脾脏T细胞共培养模型中，放疗联合抗CTLA-4抗体可显著增强T细胞的杀伤活性，类器官存活率下降60%（Wangetal.,2023）。类器官模型的高通量筛选优势突出，可用于快速评估不同放疗方案与免疫治疗的组合效果，但类器官缺乏血管和基质成分，难以模拟完整的TME。2放疗方案的设计与模拟动物模型中的放疗方案需尽可能模拟临床实践，包括照射剂量、分割方式、靶区范围及时间顺序。2放疗方案的设计与模拟2.1照射剂量与分割方式临床放疗多采用分割照射（如2Gy×30次、6Gy×5次），以保护正常组织并增强免疫调节作用。在动物模型中，常用分割方案包括：单次大剂量（8-20Gy）、中等剂量分割（6-10Gy×2-5次）和低剂量分割（2-3Gy×10-15次）。例如，在4T1乳腺癌模型中，6Gy×5分割放疗联合抗PD-L1抗体的效果优于单次12Gy放疗，可能与持续激活STING通路和T细胞招募有关（Lietal.,2021）。2放疗方案的设计与模拟2.2靶区范围与照射精度动物放疗需精准定位肿瘤靶区，避免照射正常组织。目前常用的小动物放疗设备包括X-RADSmART、SARRP等，可实现CT引导下的立体定向放疗（SBRT）。例如，在原位肝癌模型中，通过MRI定位肿瘤，给予18Gy×1SBRT，联合抗PD-1抗体可完全抑制肝内肿瘤生长，并预防肺转移（Zhangetal.,2023）。2放疗方案的设计与模拟2.3放疗与免疫治疗的时间顺序放疗与免疫治疗的联合顺序是影响协同效应的关键因素。临床前研究常用的策略包括：序贯治疗（放疗后1-7天给予免疫治疗）、同步治疗（放疗同时给予免疫治疗）和交替治疗（放疗与免疫治疗间隔给药）。在B16F10黑色素瘤模型中，我们比较了不同时间顺序的疗效：放疗后3天给予抗PD-1抗体（序贯组）的肿瘤抑制率（75%）显著优于同步组（50%）和交替组（45%），可能与放疗后DCs成熟和T细胞招募的高峰时间有关（Liuetal.,2023）。3模型选择的考量因素选择合适的动物模型需综合以下因素：3模型选择的考量因素3.1肿瘤类型与生物学特征不同肿瘤类型的免疫原性、免疫微环境及放疗敏感性差异较大。例如，免疫原性较强的肿瘤（如黑色素瘤）在同基因移植瘤模型中即可观察到明显的放疗-免疫协同效应；而免疫原性较弱的肿瘤（如胰腺癌）需在GEMMs或人源化模型中研究。3模型选择的考量因素3.2研究目的与机制深度若聚焦于分子机制（如STING通路、T细胞功能），可选用基因敲除小鼠模型；若评估疗效预测标志物，PDX模型更具优势；若研究免疫相关不良事件，人源化模型是理想选择。3模型选择的考量因素3.3伦理与成本限制动物实验需遵循3R原则（替代、减少、优化），在满足研究目的的前提下尽量减少动物使用量。同基因移植瘤模型成本较低、周期短，适合大样本筛选；而GEMMs和人源化模型成本高、周期长，需谨慎选择。03局部放疗与免疫治疗协同效应的评价体系局部放疗与免疫治疗协同效应的评价体系动物模型中协同效应的评价需从肿瘤控制、免疫应答、不良反应及长期免疫记忆四个维度进行综合评估，以确保结果的科学性和临床相关性。1肿瘤控制效果的评价肿瘤控制是评价协同效应的核心指标，包括肿瘤体积变化、生存期及完全缓解率。1肿瘤控制效果的评价1.1肿瘤体积与生长曲线通过卡尺测量皮下肿瘤体积（V=长×宽²/2），或通过活体成像（IVIS）监测荧光素酶标记肿瘤的生长情况，绘制生长曲线并计算肿瘤生长抑制率（TGI）。例如，在CT26模型中，放疗联合抗PD-1抗体组的TGI为85%，显著高于单药放疗组（40%）和单药免疫组（30%）（Dengetal.,2020）。1肿瘤控制效果的评价1.2生存期分析记录小鼠从治疗开始到死亡或终点的时间，绘制生存曲线并计算中位生存期（MST）和生存率。例如，在4T1乳腺癌模型中，放疗联合抗CTLA-4抗体组的MST为45天，显著长于对照组（25天）和单药治疗组（30天）（Lietal.,2021）。1肿瘤控制效果的评价1.3完全缓解率与长期控制完全缓解（CR）是指肿瘤完全消退且超过60天不复发。在B16F10黑色素瘤模型中，放疗联合抗PD-1抗体组的CR率为20%，而单药组均为0%，提示联合治疗可诱导长期免疫控制（Liuetal.,2023）。2免疫应答的评价免疫应答是协同效应的内在机制，需从免疫细胞浸润、细胞因子分泌及抗原提呈功能等方面评价。2免疫应答的评价2.1肿瘤浸润免疫细胞的表型与功能通过流式细胞术（FCM）检测肿瘤浸润淋巴细胞（TILs）中CD8+T细胞、Tregs、MDSCs、巨噬细胞等亚群的比例及活化状态（如CD69、CD44、PD-1）。例如，在MC38模型中，放疗联合抗PD-1抗体组肿瘤内CD8+/Tregs比值提升至4.5:1，且CD8+T细胞颗粒酶B和IFN-γ的表达水平显著升高（Khanetal.,2017）。2免疫应答的评价2.2细胞因子与趋化因子的检测通过ELISA或Luminex检测血清或肿瘤组织中细胞因子（如IFN-γ、TNF-α、IL-2）和趋化因子（如CXCL9、CXCL10、CCL5）的表达水平。例如，在胰腺癌GEMM模型中，放疗联合抗CTLA-4抗体组肿瘤内IFN-γ和CXCL10表达水平升高5倍，与CD8+T细胞浸润密度正相关（Jinetal.,2022）。2免疫应答的评价2.3抗原提呈功能的评估通过免疫组化（IHC）或Westernblot检测DCs的成熟标志物（CD80、CD86、MHC-II）及肿瘤细胞MHC-I分子表达。例如，在Lewis肺癌模型中，放疗后肿瘤内CD86+DCs比例增加2倍，MHC-I表达水平升高3倍，联合抗PD-1抗体可进一步增强DCs的抗原提呈功能（Dengetal.,2020）。3不良反应的评价放疗与免疫治疗联合可能增加不良反应风险，如放射性肺炎、免疫相关结肠炎等，需通过临床观察、组织病理学及血液学指标进行评估。3不良反应的评价3.1临床症状观察每日观察小鼠的精神状态、活动度、饮食及体重变化，体重下降超过20%或出现严重呼吸困难时需humaneendpoint。例如，在肺部放疗模型中，单次12Gy放疗联合抗PD-1抗体组有20%的小鼠出现呼吸急促、体重下降，提示放射性肺炎风险（Heetal.,2021）。3不良反应的评价3.2组织病理学检测取放疗相关正常组织（如肺、肠、皮肤）进行HE染色，评估炎症浸润、组织坏死等病理改变。例如，在肺组织切片中，放疗联合免疫治疗组可见肺泡间隔增宽、淋巴细胞浸润，评分显著高于单药组（P<0.05）（Zhangetal.,2023）。3不良反应的评价3.3血液学及生化指标检测血常规（白细胞、血小板计数）及肝肾功能（ALT、AST、肌酐），评估骨髓抑制及器官毒性。例如，在18GySBRT联合抗PD-1抗体组中，小鼠白细胞计数轻度下降，但未达到骨髓抑制标准，提示联合治疗的安全性可接受（Zhangetal.,2023）。4长期免疫记忆的评价免疫记忆是协同治疗的长期目标，可通过再攻击实验评估小鼠对肿瘤的二次攻击抵抗力。4长期免疫记忆的评价4.1肿瘤再攻击实验在达到CR的小鼠中，于肿瘤消退后60天，再次接种相同肿瘤细胞（如1×10^6B16F10细胞），观察肿瘤生长情况。例如，在放疗联合抗PD-1抗体组中，CR小鼠再次接种肿瘤后，100%不生长肿瘤，而未治疗小鼠均在14天内成瘤，提示产生了长期免疫记忆（Liuetal.,2023）。4长期免疫记忆的评价4.2记忆性T细胞的检测通过FCM检测脾脏和淋巴结中centralmemoryTcells（Tcm，CD44+CD62L+）和effectormemoryTcells（Tem，CD44+CD62L-）的比例。例如，在联合治疗组中，Tcm比例升高3倍，且特异性识别肿瘤抗原的T细胞频率增加10倍，提示免疫记忆的形成（Longetal.,2020）。04动物模型在协同效应研究中的转化挑战与应对策略动物模型在协同效应研究中的转化挑战与应对策略尽管动物模型在放疗-免疫协同效应研究中取得了显著进展，但转化至临床仍面临诸多挑战，需通过模型优化和技术创新加以解决。1模型与人体肿瘤免疫微环境的差异动物模型（尤其是小鼠模型）与人体在免疫系统组成、肿瘤抗原谱及代谢特征上存在显著差异，限制了结果的临床转化性。1模型与人体肿瘤免疫微环境的差异1.1免疫系统的种属差异小鼠免疫系统的细胞组成（如T细胞亚群、巨噬细胞极化）和细胞因子网络（如IFN-γ、IL-12）与人类不同，可能导致协同效应机制在人体中无法重现。例如，小鼠Tregs高表达CTLA-4，而人类Tregs的CTLA-4表达较低，抗CTLA-4抗体在两种模型中的作用机制可能存在差异（Shietal.,2021）。应对策略：开发更完善的人源化小鼠模型，如通过移植人造血干细胞、PBMC或肿瘤浸润淋巴细胞（TILs），重建人体免疫系统；同时，利用人源肿瘤细胞系或PDX模型替代小鼠肿瘤细胞，提高模型的临床相关性。1模型与人体肿瘤免疫微环境的差异1.2肿瘤抗原的异质性小鼠肿瘤细胞系（如B16F10）的肿瘤抗原谱单一，而人体肿瘤具有高度异质性，包含大量新抗原和突变抗原，可能影响免疫治疗的疗效。应对策略：利用基因编辑技术构建携带人源肿瘤抗原的小鼠模型，或使用患者来源的类器官与免疫细胞共培养，模拟人体肿瘤的抗原异质性。2放疗方案的转化局限性动物模型中的放疗方案（如剂量、分割方式）与临床存在差异，可能导致疗效预测不准确。2放疗方案的转化局限性2.1剂量与分割方式的差异临床放疗多采用分割照射（如2Gy×30次），而动物模型中为缩短实验周期，常采用单次大剂量或少量分割照射，可能无法完全模拟临床的免疫调节效应。应对策略：在动物模型中采用与临床一致的分割方案（如6Gy×5次），并延长观察时间，评估长期疗效和不良反应；同时，利用小动物放疗设备实现精准靶区照射，避免正常组织损伤干扰结果。2放疗方案的转化局限性2.2照射范围与靶区设计的差异临床放疗需考虑肿瘤体积、周围正常组织保护及器官运动，而动物模型中肿瘤体积小、固定简单，照射精度虽高但与临床场景仍有差距。应对策略：利用影像引导（如CT、MRI）进行放疗计划设计，模拟临床的靶区勾画和剂量分布；同时，建立原位模型（如肺、肝、胰腺原位移植瘤），研究不同解剖位置肿瘤的放疗-免疫协同效应。3免疫治疗药物的种类差异动物模型中常用的免疫治疗药物（如抗小鼠PD-1抗体）与临床药物（如帕博利珠单抗）存在种属特异性，可能导致疗效差异。3免疫治疗药物的种类差异3.1抗体的种属特异性抗小鼠PD-1抗体（如RMP1-14）与抗人类PD-1抗体（如Pembrolizumab）的结合表位和下游信号通路不同，在小鼠模型中观察到的协同效应可能无法直接外推至人体。应对策略：开发人源化抗体或双特异性抗体（如同时结合小鼠PD-1和人类PD-1），在动物模型中模拟临床药物的作用；同时，利用人源化小鼠模型（如PBMC-NSG）评价临床免疫治疗药物的疗效。4生物标志物的筛选与验证难题放疗-免疫协同效应的预测生物标志物（如PD-L1表达、TMB、STING通路活性）在动物模型与人体中的一致性有待验证，缺乏可靠的疗效预测工具。4生物标志物的筛选与验证难题4.1生物标志物的异质性不同肿瘤类型的生物标志物存在差异，如PD-L1表达在黑色素瘤和肺癌中的预测价值不同，而动物模型难以覆盖所有肿瘤亚型。应对策略：利用多组学技术（转录组、蛋白组、代谢组）在动物模型中筛选潜在生物标志物，并在临床样本中进行验证；同时，建立生物标志物-疗效数据库，通过机器学习模型预测不同患者的联合治疗反应。4生物标志物的筛选与验证难题4.2动态监测技术的缺乏传统的生物标志物检测（如IHC、PCR）为有创性且静态评估，难以反映放疗后TME的动态变化。应对策略：开发无创性动态监测技术，如活体成像（IVIS）监测T细胞浸润、PET-CT检测葡萄糖代谢变化，以及液体活检（ctDNA、外泌体）评估肿瘤负荷和免疫应答。05未来展望与研究方向未来展望与研究方向局部放疗与免疫治疗的协同效应动物模型研究仍处于快速发展阶段，未来需在模型创新、机制深化及临床转化等方面取得突破。1新型动物模型的开发1.1基因编辑与类器官融合模型利用CRISPR/Cas9技术构建携带人源基因的小鼠模型（如人源PD-1/PD-L1、STING基因敲入模型），结合肿瘤类器官技术，开发“基因编辑类器官-免疫细胞”共培养模型，实现肿瘤免疫微环境的精准模拟。1新型动物模型的开发1.2微流控芯片模型基于器官芯片技术构建“肿瘤-免疫-血管”三维共培养系统