表观遗传修饰调控急性呼吸窘迫综合征发病机制的研究进展

表观遗传修饰调控急性呼吸窘迫综合征发病机制的研究进展【摘要】急性呼吸窘迫综合征（ARDS）是由肺内和肺外多种因素引起的以失控的炎症反应为主要特征的临床综合征，其发病率及病死率极高，已成为威胁人类健康的重要公共卫生难题之一。ARDS的发病机制复杂，近年来的研究表明表观遗传改变介导的基因调控可能在ARDS中发挥关键作用。表观遗传调控主要包括DNA甲基化、组蛋白修饰和非编码RNA（ncRNA）。表观遗传修饰反映外部环境对基因表达的影响，因此是遗传和环境相互作用的结果。本文通过对体外研究、动物实验和现有的人类ARDS表观遗传学研究进行综述，阐述表观遗传修饰介导的基因调控在ARDS发病机制中的重要作用，并为ARDS治疗提供新的靶点及方向。【关键词】急性呼吸窘迫综合征；表观遗传；DNA甲基化；组蛋白修饰；非编码RNA急性呼吸窘迫综合征（acuterespiratorydistresssyndrome，ARDS）是一种由肺内和肺外多种因素引起的以肺毛细血管通透性增加、炎症细胞浸润增强、弥漫性肺泡和间质水肿为主要特征的临床综合征［1-2］，临床以顽固性低氧血症为显著特征，目前ARDS治疗以器官支持治疗为主，包括小潮气量的肺保护通气、液体治疗、俯卧位通气、体外膜氧合（extracorporealmembraneoxygenation，ECMO）等［3-4］。但ARDS在重症患者中发病率和病死率仍居高不下。研究显示，重度ARDS患者的病死率高达46%［5］，其高病死率使得寻找和发展更多的治疗和研究方向成为迫切需求。近年来，表观遗传改变介导的基因调控过程在ARDS中的作用逐渐被人们认识。表观遗传调控可以在不改变DNA序列的情况下改变基因表达，是一种可遗传的化学修饰［6］，而临床综合征的演变是通过数千个基因转录的改变发生的，广泛的基因重编程可以导致细胞过程的破坏，细胞功能障碍等［7］，因此表观遗传靶向调控具有极大的潜力。本文旨在对表观遗传改变在ARDS发病机制中的作用予以综述，为ARDS的治疗提供新靶点。一、表观遗传学概述“表观遗传学”一词最早于1942年提出［8］，其主要探究非遗传因素如何在DNA核苷酸序列不发生改变的前提下调控基因的表达。随着技术的发展，对表观遗传学的探索取得了很大进展，目前最常见的表观遗传修饰方式包括DNA甲基化、组蛋白修饰和非编码RNA（non-codingRNA，ncRNA）调控转录。表观遗传修饰反映了外部环境对基因表达的影响，并且这种影响是持久的、可遗传的［9-10］。DNA甲基化是经典的表观遗传修饰之一。DNA甲基化主要发生在胞嘧啶-鸟嘌呤二核苷酸（cytosine-phosphate-guanine，CpG）上，在DNA甲基转移酶（DNAmethyltransferases，DNMTs，分别有DNMT1、DNMT2和DNMT3）介导下，将S-腺苷甲硫氨酸中的甲基通过共价键结合的形式与DNA上的CpG序列胞嘧啶中的第5位碳原子结合，进而生成5-甲基胞嘧啶（5-methylcytosine，5mC）［11］。DNA去甲基化包括被动去甲基化和主动去甲基化两条途径：被动去甲基化是指因DNMTs的突变或者缺失引发甲基化途径被抑制，5mC合成减少，从而实现DNA去甲基化；而主动去甲基化是由去甲基化酶10-11易位酶（teneleventranslocation，TET，包括TET1、TET2和TET3）催化，氧化5mC依次生成5-羟甲基胞嘧啶（5-hydroxymethylcytosine，5hmC）、5-甲酰胞嘧啶（5-formylcytosine，5fC）和5-羧基胞嘧啶（5-carboxylcytosine，5caC），从而实现DNA去甲基化［12-13］。组蛋白修饰是另一种经典的表观遗传修饰。组蛋白是核小体的重要组成部分，DNA双螺旋结构围绕8个组蛋白（H2A、H2B、H3和H4各2个）组成一个核小体。组蛋白修饰包括甲基化、乙酰化和磷酸化等，这些修饰参与调节染色质的状态和转录活性，调控基因表达，进而改变它们彼此之间以及与DNA的关系［14］。ncRNA调控转录亦为重要的表观遗传调控方式。ncRNA是从DNA转录而来的序列，根据其大小可分为：短链ncRNA（＜200个核苷酸），包括微RNA（microRNA，miRNA）、小干扰RNA（shortinterferingRNA，siRNA）和Piwi交互RNA（Piwi-interactingRNA，piRNA）；长链非编码RNA（longno-codingRNA，lncRNA，＞200个核苷酸），包括长基因间ncRNA、环状RNA（circularRNA，circRNA）和增强子RNA［15-16］。虽然ncRNA大多数不具备蛋白质翻译功能，但是可调节众多基因的表达，在疾病发生发展中的作用也越来越受到关注。表观遗传改变通过调控基因表达参与多种疾病发生发展已在大量研究中得到证实，如自身免疫性疾病、代谢性疾病、炎症性疾病和恶性肿瘤［17-20］等，同时表观遗传变化可以用于评估疾病预后［21］。尽管表观遗传学对不同疾病的基因调控过程具有重要意义，但ARDS的表观遗传学研究仍处于起步阶段。二、表观遗传调控在ARDS发病机制中的作用ARDS是以失控的炎症反应为特征的临床综合征，其病理生理基础是肺泡上皮和肺微血管内皮屏障广泛损伤及大量炎症细胞浸润，表观遗传学在其中发挥了重要调控作用。（一）表观遗传修饰参与调控肺泡上皮和血管内皮屏障功能肺泡上皮和肺微血管内皮屏障的损伤是ARDS的重要病理生理变化，表观遗传修饰参与调控ARDS的肺泡上皮和血管内皮屏障功能，进而影响ARDS的病理生理过程。DNA甲基化位点的变异与内皮和上皮屏障功能的损伤密切相关。笔者前期研究对GEO数据库中ARDS患者和健康人群血液样本的微阵列数据进行分析，结果发现有40个调控基因转录的DNA甲基化位点发生变异，其中有30个DNA甲基化位点的变异与内皮功能失衡、上皮功能失衡、炎症或免疫失衡和凝血功能失衡相关基因的转录有关［22］。这提示DNA甲基化参与调控ARDS内皮和上皮屏障功能。组蛋白修饰参与调控内皮和上皮屏障功能。体外实验表明，使用组蛋白去乙酰化酶（histonedeacetylase，HDAC）抑制剂对LPS刺激的人肺微血管内皮细胞屏障功能障碍具有保护作用，其可能通过抑制热休克蛋白90依赖的RhoA活性和信号转导途径实现［23］。LPS刺激的小鼠原代Ⅱ型肺泡上皮细胞中HDAC3水平显著升高，敲除HDAC3可以通过抑制FOXO1核内转位、降低rho相关蛋白激酶1（rho-associatedproteinkinase1，ROCK1）生成、下调ROCK1磷酸化水平，从而减少线粒体自噬和改善脂肪酸氧化［24］。动物研究发现，在LPS诱导的急性肺损伤（acutelunginjury，ALI）小鼠模型中联合使用HDAC3和HDAC6抑制剂可以减轻ALI小鼠炎症反应、改善肺毛细血管通透性和肺病理损伤［23］，而条件性敲除Ⅱ型肺泡上皮细胞中的HDAC3，不仅可以降低ALI小鼠的细胞凋亡、炎症反应和氧化应激反应，还可以维持上皮屏障的完整性［24］，这提示HDAC在ALI的病理进程中起重要作用。此外，联合使用DNMT抑制剂地西他滨和HDAC抑制剂曲古抑菌素A可以改善肺血管通透、减轻炎症反应、提高生存率，这一保护作用与血管内皮-钙黏蛋白启动子区域组蛋白乙酰化水平提升有关［25］，这一研究提示组蛋白乙酰化和DNA甲基化协同作用调节ALI小鼠的内皮屏障功能。ncRNA参与调控肺内皮和肺泡上皮损伤。在脓毒症小鼠模型中，lncRNA牛磺酸上调基因1（taurineup-regulatedgene1，TUG1）通过靶向调控miR-34b-5p以及其下游的生长因子受体结合蛋白2（growthfactorreceptor-boundprotein2，GRB2）相关接头蛋白1（GRB2associatedbindingprotein1，GAB1）减轻脓毒症诱导的ALI。TUG1在LPS处理的小鼠肺微血管内皮细胞中也显示出保护作用［26］。最近的研究发现miR-29a-3p在ARDS患者血浆和ALI小鼠肺组织中表达下降，使用miR29a-3p激动剂可以改善LPS诱导的肺损伤，机制研究提示miR-29a-3p通过靶向肿瘤坏死因子受体1（necrosisfactorreceptor1，TNFR1）抑制肺泡上皮细胞的泛凋亡改善肺损伤［27］。以上证实了ncRNAs参与ALI的病理生理过程。（二）表观遗传修饰参与调控固有免疫介导的炎症反应固有免疫细胞过度激活导致失控的炎症反应是ARDS的重要发病机制。表观遗传修饰参与调控ARDS的固有免疫炎症反应，为ARDS的发生发展提供了新机制。DNA甲基化参与了ARDS早期的促炎反应。在体外实验中，脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）刺激可以导致人类单核细胞系中肿瘤坏死因子（tumornecrosisfactor，TNF）启动子区域的低甲基化，促使核因子κB（nuclearfactorκB，NF-κB）与TNF启动子结合，使TNF转录上调［28-29］。在LPS诱导的ALI大鼠模型中，肺内出现中性粒细胞浸润、超氧化物生成增加，并伴有DNMT1和5mC水平升高。用DNMT1抑制剂普鲁卡因胺治疗可以部分逆转LPS暴露对大鼠肺组织的表观遗传效应，不仅能抑制DNMT1和5mC水平的升高，还能改善肺中性粒细胞浸润和超氧化物的产生［30］。在LPS诱导的ALI小鼠模型中观察到类似现象，接受DNMT抑制剂地西他滨或氮杂胞苷预处理组小鼠与未接受预处理组小鼠相比，肺组织病理损伤改善，血清炎症因子水平降低，组织髓过氧化物酶和丙二醛水平较低［31］。对ALI大鼠的肺组织进行DNA甲基化的全基因组分析，发现1721个基因启动子区域存在差异甲基化，其中包括许多与高炎症反应相关的基因［32］。此外，用DNMT1抑制剂普鲁卡因胺预处理大鼠可以降低内毒素大鼠肺组织中IL27RA的甲基化水平［30］。这些研究提示DNA甲基化可能参与LPS诱导的ALI早期炎症反应过程。组蛋白修饰参与调控ARDS的炎症反应。在盲肠结扎穿刺（cecumligationandpuncture，CLP）诱导的脓毒症小鼠模型中，抑制HDAC可以通过减轻炎症反应从而减轻脓毒症导致的肺损伤，提高小鼠存活率［33-34］。ARDS患者外周血单个核细胞的分析结果表明，与健康志愿者相比，ARDS患者的线粒体活性氧（mitochondrialreactiveoxygenspecies，mtROS）、鞘氨醇激酶2（sphingosinekinases2，SPHK2）和活化的NLRP3炎症小体水平升高；机制探索发现，上调SPHK2可以增加核内鞘氨醇-1-磷酸（sphingosine-1-phosphate，S1P）水平，进而抑制HDACs活性，促进p53的乙酰化，增强其与NLRP3启动子特定区域的结合以促进NLRP3表达；抑制SPHK2还可以减少乙酰化p53蛋白积累和NLRP3炎症小体激活，减轻炎症［35］。miRNA是目前研究最广泛的ncRNA，多种特异性miRNA被证明可能参与ALI/ARDS的炎症反应过程。研究表明miRNA-140-5p、miR27a、miR-140、miR-146a、miR-181a等均可以通过TLR4调节髓样分化因子88，进而激活或抑制NF-κB信号通路以介导ALI/ARDS的炎症反应［36-40］，提示TLR4可能是众多ALI/ARDS相关miRNA的重要靶分子，在调控炎症反应中发挥重要作用。（三）表观遗传修饰参与调控适应性免疫反应适应性免疫激活是ARDS失控炎症反应的重要特点，表观遗传修饰参与调控适应性免疫激活，影响ARDS的发病进程。DNA甲基化参与调控适应性免疫反应。在LPS诱导的小鼠ALI模型中，DNMT抑制剂氮杂胞苷减轻了野生型小鼠的肺损伤程度，肺部调节性T细胞（regulatoryTcells，Treg）数量增加，叉头框蛋白（forkheadboxp3，Foxp3）基因表达增加，而淋巴细胞缺陷重组酶激活基因-1缺失小鼠和Treg基因缺失小鼠对氮杂胞苷的治疗无应答。外源性给予氮杂胞苷预处理的Treg，可减轻Treg基因缺陷小鼠的肺部炎症。以上结果提示DNMT抑制剂可能通过上调Treg中Foxp3基因的表达缓解小鼠肺部损伤。此外，在流感病毒诱导的野生型小鼠肺损伤模型中也发现了类似的现象，氮杂胞苷增加了肺部Treg的数量，同时减轻了肺损伤［41］。ncRNA调控适应性免疫反应，参与ARDS的进程。最近的一项研究表明，circFLNA在ARDS患者中异常升高，circFLNA缺失可以上调CD4+CD25+Foxp3+Tregs，并降低炎症反应，而miR-214-5p可以与circFLNA结合，通过调控程序性细胞死亡蛋白1（programmedcelldeathprotein1，PD-1）逆转circFLNA在ARDS中的作用，circFLNA/miR214-5p/PD-1信号通路是ARDS中调节Tregs的新途径［42］。以上提示表观遗传修饰能够调控适应性免疫反应。三、表观遗传修饰在ARDS诊断和治疗中的价值ARDS是一种受遗传因素和环境因素共同影响的高异质性、高病死率的危急重症。ARDS高风险患者的早期识别，有助于提高ARDS的诊断效率，改善患者预后。随着高通量测序及基因芯片技术的飞速发展，表观遗传修饰相关生物标志物集群在预测ARDS风险和结局中发挥了重要作用，同时对其更深入的探究为ARDS的治疗提供了新策略。DNA甲基化位点变异在ARDS早期预警和预后评估中发挥关键作用。一项对185例中重度ARDS患者外周血中CpG位点甲基化水平的研究将DNA甲基化位点变异与患者28d生存时间进行全表观基因组关联分析，结果发现四个CpG位点变异与ARDS生存显著相关，其中2个（PTGDR和ATP11A）与炎症和感染有关［43］。因此，针对这些靶点的表观遗传治疗为ARDS的精准治疗提供了新方向。笔者前期对健康对照组与ARDS患者的甲基化差异位点进行分析，发现参与ARDS发生发展的10个基因的转录受到30个甲基化位点的变异调控，其中CX3CR1和SH3GL1的甲基化位点变异被认为是区分ARDS患者与健康受试者最有意义的表观遗传变异［22］。这些变异位点不仅有望成为ARDS早期预警的新型生物标志物，同时也为ARDS的治疗提供了新策略。此外，甲基化风险评分较高的患者28d病死率显著较高，表明甲基化风险评分可作为ARDS的预后指标［43］。近年来，新型的严重急性呼吸综合征-冠状病毒2型（severeacuterespiratorysyndromecoronavirus2，SARS-CoV-2）引起了全球大流行［44-45］。Corley等［46］的研究检测了9例新型冠状病毒感染（coronavirusdisease2019，COVID-19）危重症患者的外周血单个核细胞的全基因组DNA甲基化（DNAm）图谱，发现危重COVID-19的DNAm特征主要表现在干扰素（interferon，IFN）相关基因高甲基化和炎症基因低甲基化。COVID-19合并ARDS患者调控免疫相关的基因（IFN-γ和IFN-α）存在差异的DNA甲基化。此外，凋亡执行通路基因的高甲基化使死亡风险增加2倍以上［47］，这一结果提示DNA甲基化作为预后生物标志物的潜在作用，并揭示针对SARS-CoV-2的新治疗靶点。ncRNA在ARDS患者预后评估中发挥重要作用。在对78例ARDS患者的外周血RNA样本进行检测后发现，19种miRNA的表达可能与中重度ARDS患者的生存相关，其中5种miRNA（miR628.3p，miR-922，miR-505，miR-130b和miR-624）表达差异显著［48］。提示miRNA作为表观遗传调控方式的一种对ARDS的预后评估具有重要意义。此外，有临床研究发现［39-49］，与健康对照组相比，miR-140在ARDS患者的外周血中显著减少，而治疗后患者体液中的miRNA水平可以回到基线，进一步提示miRNA作为ARDS生物标志物的潜力。此外，一项对ARDS患者和健康志愿者血浆的检测发现ARDS患者血浆中lnc-IL7R水平显著下降，可作为ARDS早期诊断的生物标志物，并可预测ARDS病情严重程度和28d病死率［50］。这些表观遗传改变有助于预测ARDS的发生风险和疾病预后，提高诊断效率，同时也为ARDS的表观遗传治疗提供新思路。值得注意的是，表观遗传修饰在推动ARDS精准亚型分析中同样展现出巨大的临床转化价值。ARDS具有高度的临床和生物学异质性，目前公认存在高炎症型与低炎症型两大亚型［51-52］。表观遗传学不仅能从基因转录源头解释这些亚型的分子内型差异，例如，通过分析外周免疫细胞（如中性粒细胞）特定致炎基因或凋亡相关基因的DNA甲基化景观差异，能够从基因转录源头揭示不同亚型背后的独特免疫驱动机制［53］，还能利用其细胞特异性精准评估上皮与内皮损伤的空间异质性［54］。此外，实时监测单核细胞人类白细胞抗原-DR启动子甲基化状态或组蛋白H3瓜氨酸化水平，能够动态追踪患者由早期的过度炎症状态转入“免疫麻痹”或“高NETs形成”亚型，从而精准把握糖皮质激素等药物的干预时窗［55］。鉴于表观修饰的可逆性，针对特定亚型中异常活化的表观调控轴进行定向干预，将为ARDS的个体化靶向拯救提供全新策略。总之，虽然近年来有关表观遗传学在疾病中的研究越来越深入，并且表观遗传学凭借其可遗传性和可逆性的特点已为多种疾病的预防和治疗提供了新思路，但有关ARDS表观遗传分子机制的研究仍非常有限，深入研究表观遗传修饰调控ARDS的发病机制迫在眉睫，这将为ARDS的分子靶向治疗带来新的突破和进展。参考文献1MatthayMA,ZemansRL,ZimmermanGA,etal.Acuterespiratorydistresssyndrome[J].NatRevDisPrimers,2019,5(1):18.2MatthayMA,ZimmermanGA,EsmonC,etal.Futureresearchdirectionsinacutelunginjury:summaryofaNationalHeart,Lung,andBloodInstituteWorkingGroup[J].AmJRespirCritCareMed,2003,167(7):1027-1035.3PelosiP,BallL,BarbasCSV,etal.Personalizedmechanicalventilationinacuterespiratorydistresssyndrome[J].CritCare,2021,25(1):250.4CombesA,HajageD,CapellierG,etal.Extracorporealmembraneoxygenationforsevereacuterespiratorydistresssyndrome[J].NEnglJMed,2018,378(21):1965-1975.5BellaniG,LaffeyJG,PhamT,etal.Epidemiology,patternsofcare,andmortalityforpatientswithacuterespiratorydistresssyndromeinIntensiveCareUnitsin50countries[J].Jama,2016,315(8):788-800.6HarveyZH,ChenY,JaroszDF.Protein-basedinheritance:epigeneticsbeyondthechromosome[J].MolCell,2018,69(2):195-202.7InceC,MayeuxPR,NguyenT,etal.Theendotheliuminsepsis[J].Shock,2016,45(3):259-270.8WaddingtonCH.Theepigenotype1942[J].IntJEpidemiol,2012,41(1):10-13.9SkvortsovaK,IovinoN,BogdanovićO.Functionsandmechanismsofepigeneticinheritanceinanimals[J].NatRevMolCellBiol,2018,19(12):774-790.10HeijmansBT,TobiEW,SteinAD,etal.Persistentepigeneticdifferencesassociatedwithprenatalexposuretofamineinhumans[J].ProcNatlAcadSciUSA,2008,105(44):17046-17049.11JonesPA.FunctionsofDNAmethylation:islands,startsites,genebodiesandbeyond[J].NatRevGenet,2012,13(7):484-492.12AnJ,RaoA,KoM.TETfamilydioxygenasesandDNAdemethylationinstemcellsandcancers[J].ExpMolMed,2017,49(4):e323.13BinnieA,TsangJLY,HuP,etal.Epigeneticsofsepsis[J].CritCareMed,2020,48(5):745-756.14BannisterAJ,KouzaridesT.Regulationofchromatinbyhistonemodifications[J].CellRes,2011,21(3):381-395.15PanirK,SchjenkenJE,RobertsonSA,etal.Non-codingRNAsinendometriosis:anarrativereview[J].HumReprodUpdate,2018,24(4):497-515.16BoonRA,JaéN,HoldtL,etal.LongnoncodingRNAs:fromclinicalgeneticstotherapeutictargets?[J].JAmCollCardiol,2016,67(10):1214-1226.17WrightML,AndersonCM,UthusEO,etal.ValidationofDNAmethylationpatterns:potentialbiomarkerforheritableriskofpreeclampsia[J].WestJNursRes,2012,34(8):1074-1075.18KerkelK,SchupfN,HattaK,etal.AlteredDNAmethylationinleukocyteswithtrisomy21[J].PLoSGenet,2010,6(11):e1001212.19NimmoER,PrendergastJG,AldhousMC,etal.Genome-widemethylationprofilinginCrohn'sdiseaseidentifiesalteredepigeneticregulationofkeyhostdefensemechanismsincludingtheTh17pathway[J].InflammBowelDis,2012,18(5):889-899.20LiangL,Willis-OwenSAG,LapriseC,etal.Anepigenome-wideassociationstudyoftotalserumimmunoglobulinEconcentration[J].Nature,2015,520(7549):670-674.21LairdPW.ThepowerandthepromiseofDNAmethylationmarkers[J].NatRevCancer,2003,3(4):253-266.22LiW,ShiY,ZhangT,etal.StructuralinsightintohumanN6amt1-Trm112complexfunctioningasaproteinmethyltransferase[J].CellDiscov,2019,5:51.23JoshiAD,BarabutisN,BirmpasC,etal.Histonedeacetylaseinhibitorspreventpulmonaryendothelialhyperpermeabilityandacutelunginjurybyregulatingheatshockprotein90function[J].AmJPhysiolLungCellMolPhysiol,2015,309(12):L1410-1419.24LiN,LiuB,XiongR,etal.HDAC3deficiencyprotectsagainstacutelunginjurybymaintainingepithelialbarrierintegritythroughpreservingmitochondrialqualitycontrol[J].RedoxBiol,2023,63:102746.25ThangavelJ,MalikAB,EliasHK,etal.Combinatorialtherapywithacetylationandmethylationmodifiersattenuateslungvascularhyperpermeabilityinendotoxemia-inducedmouseinflammatorylunginjury[J].AmJPathol,2014,184(8):2237-2249.26QiuN,XuX,HeY.LncRNATUG1alleviatessepsis-inducedacutelunginjurybytargetingmiR-34b-5p/GAB1[J].BMCPulmMed,2020,20(1):49.27CuiY,WangX,LinF,etal.MiR-29a-3pimprovesacutelunginjurybyreducingalveolarepithelialcellPANoptosis[J].AgingDis,2022,13(3):899-909.28ElGazzarM,LiuT,YozaBK,etal.Dynamicandselectivenucleosomerepositioningduringendotoxintolerance[J].JBiolChem,2010,285(2):1259-1271.29SullivanKE,ReddyAB,DietzmannK,etal.Epigeneticregulationoftumornecrosisfactoralpha[J].MolCellBiol,2007,27(14):5147-5160.30ShihCC,LiaoMH,HsiaoTS,etal.ProcainamideinhibitsDNAmethylationandalleviatesmultipleorgandysfunctioninratswithendotoxicshock[J].PLoSOne,2016,11(9):e0163690.31HuangX,KongG,LiY,etal.Decitabineand5-azacitidinebothalleviateLPSinducedARDSthroughanti-inflammatory/antioxidantactivityandprotectionofglycocalyxandinhibitionofMAPKpathwaysinmice[J].BiomedPharmacother,2016,84:447-453.32ZhangXQ,LvCJ,LiuXY,etal.GenomewideanalysisofDNAmethylationinratlungswithlipopolysaccharideinducedacutelunginjury[J].MolMedRep,2013,7(5):1417-1424.33ZhangL,JinS,WangC,etal.Histonedeacetylaseinhibitorsattenuateacutelunginjuryduringcecalligationandpuncture-inducedpolymicrobialsepsis[J].WorldJSurg,2010,34(7):1676-1683.34VachharajaniVT,LiuT,BrownCM,etal.SIRT1inhibitionduringthehypoinflammatoryphenotypeofsepsisenhancesimmunityandimprovesoutcome[J].JLeukocBiol,2014,96(5):785-796.35GongL,ShenY,WangS,etal.NuclearSPHK2/S1PinducesoxidativestressandNLRP3inflammasomeactivationviapromotingp53acetylationinlipopolysaccharide-inducedacutelunginjury[J].CellDeathDiscov,2023,9(1):12.36YangY,LiuD,XiY,etal.UpregulationofmiRNA-140-5pinhibitsinflammatorycytokinesinacutelunginjurythroughtheMyD88/NF-kappaBsignalingpathwaybytargetingTLR4[J].ExpTherMed,2018,16(5):3913-3920.37JuM,LiuB,HeH,etal.MicroRNA-27aalleviatesLPS-inducedacutelunginjuryinmiceviainhibitinginflammationandapoptosisthroughmodulatingTLR4/MyD88/NF-kappaBpathway[J].CellCycle,2018,17(16):2001-2018.38JiangK,GuoS,ZhangT,etal.DownregulationofTLR4bymiR-181aprovidesnegativefeedbackregulationtolipopolysaccharide-inducedinflammation[J].FrontPharmacol,2018,9:142.39LiX,WangJ,WuH,etal.ReducedperipheralbloodmiR-140maybeabiomarkerforacutelunginjurybytargetingToll-likereceptor4(TLR4)[J].ExpTherMed,2018,16(4):3632-3638.40LuoJ,ZhanJ,YouH,etal.MicroRNA146a/Tolllikereceptor4signalingprotectsagainstsevereburninducedremoteacutelunginjuryinratsviaantiinflammation[J].MolMedRep,2018,17(6):8377-8384.41SingerBD,MockJR,AggarwalNR,etal.RegulatoryTcellDNAmethyltransferaseinhibitionacceleratesresolutionoflunginflammation[J].AmJRespirCellMolBiol,2015,52(5):641-652.42ZhongJ,ZhangW,ZhangL,etal.CircFLNA/miR-214modulatesregulatoryTcellsbyregulatingPD-1inacutelunginjuryinducedbysepsis[J].Autoimmunity,2023,56(1):2259131.43GuoY,ZhangR,ZhuZ,etal.Epigenome-wideassociationstudyfor28-daysurvivalofacuterespiratorydistresssyndrome[J].IntensiveCareMed,2018,44(7):1182-1184.44ZhouF,YuT,DuR,etal.ClinicalcourseandriskfactorsformortalityofadultinpatientswithCOVID-19inWuhan,China:aretrospectivecohortstudy[J].Lancet,2020,395(10229):1054-1062.45WuC,ChenX,CaiY,etal.Riskfactorsassociatedwithacuterespiratorydistresssyndromeanddeathinpatientswithcoronavirusdisease2019pneumoniainWuhan,China[J].JAMAInternMed,2020,180(7):934-943.46CorleyMJ,PangAPS,DodyK,etal.Genome-wideDNAmethylation