浅谈猪细小病毒病的流行特点及诊断.docx

浅谈猪细小病毒病的流行特点及诊断 猪细小病毒病是由猪细小病毒（Porcine Parvovirus， PPV）感染所引起的以母猪繁殖障碍为主要特征的病毒性传染病， PPV 主要影响猪的繁殖性能1-2，能引起妊娠母猪产生木乃伊胎、死胎，母猪分娩周期延长、不育等一系列典型的繁殖障碍症状，还可引起仔猪的皮炎和腹泻。 1 PPV的流行病学 据相关权威组织调查，PPV广泛存在于世界各地的猪群中。在相关组织对世界各地猪群的血清检测中可以发现，PPV的相关抗体在猪群中同样较为常见，而在这其中抗体阳性的猪群带毒猪的比重高达40%左右。 在猪群的成长发育中，其日常所接触到的猪群排泄物、其它病猪的鼻液与阴道分泌物、以及受到PPV污染的器具都会使其感染PPV，而PPV的感染往往不分猪的年龄与性别，这就进一步提升了PPV的恐怖性。PPV还具有一年四季均可出现的特点，但在春秋两季，PPV的活跃性将大大增强，猪群的感染几率也将大大增加。通常情况下，PPV并不单独出现，而是与PCV-2、CFSV等病症对猪进行混合感染。PPV垂直传播、水平传播、以及传染源多样化的特点将使得猪群的PPV感染出现长期持续发展的特点，严重影响了猪群的生长发育。 2 PPV的临床症状 在猪群的生长发育中，PPV的感染将对母猪的生育、成长带来极大影响，具体来说感染PPV的母猪流产、死胎、木乃伊化胎的几率将大大提升，能够生产下的猪仔也会出现瘦小、体质弱的情况，这种现象的发生严重影响了猪群的繁衍。此外，PPV的感染还可能使母猪陷入不孕不育甚至不规则发情中，皮炎和腹泻也是母猪感染PPV后常见的症状。 3 PPV的病理变化 经相关组织的具体调查发现，感染PPV的猪群中病变主要出现在受感染的怀孕母猪以及怀孕70d内的猪胎中，具体表现为受感染母猪子宫内出现内膜的轻度炎症以及胎盘的钙化，而在进一步的微观角度观察我们可以发现，受感染母猪的子宫上皮组织与固有层会出现局灶性或弥漫性单核细胞浸润，其孕娠黄体也会产生一定程度萎缩。出现PPV感染的猪胎一般会出现水肿、体腔积液、充血、脱水以及坏死等病变，甚至可能被怀孕母猪的子宫溶解与吸收，出现流产、死胎、木乃伊化胎等情况。没有出现流产、死胎的PPV感染猪胎也并不是逃过一劫，其还将在怀孕母猪的胚胎内继续感染现血管炎、外周血管炎、脑膜炎、间质性肝炎、肾炎、皮炎、肠炎、PMWS、钙化胎盘炎等多种炎症，最终在生产中夭折或者在生产后出现体质弱、瘦小的状况，这种猪仔将很难长期存活，几乎不可能顺利成长。 4 PPV的诊断方法 4.1 病毒的分离鉴定 在对PPV的具体诊断中，相关诊断人员通常会取用70d以内的流产胎儿、死胎、仔猪肾、架丸、肺、肝、肠系膜淋巴结或母猪胎盘、阴道分泌物等制成无菌悬液。在无菌悬液配置好后，相关研究人员可以在其中培育接种细胞，并进行观察。一般在接种细胞的24h左右的时间后可以观察到细胞核内包涵体以及8d左右的特征性细胞病变，这时相关研究人员就可通过血清方法进行PPV感染的诊断了。病毒的分离鉴定本身可靠性较强，但同时专业性较高，对相关器材的要求同样较高。 4.2 血清学诊断 在对PPV进行具体的诊断中，血凝试验（HA）和血凝抑制试验（HI）是最常见也应用最广泛地诊断手法。在血凝试验（HA）和血凝抑制试验（HI）PPV诊断中，相关研究人员需要对检测样本进行56度灭活，或者采用高岭土吸附的方法去除样本中存在的非特异性血凝素及血凝抑制因子，以此保证相关诊断的顺利进行。 4.3 分子生物学诊断 在PPV的相关诊断中，随着我国科学技术的不断发展，新型诊断手段也在不断出现，分子生物学诊断就是一种较为新颖且可靠的PPV诊断方法。在分子生物学的具体诊断中，采用单克隆抗体技术与EL ISA的结合的诊断方法能够有效的对PPV进行相关诊断，而其本身独有的从病料中检测病原的方法，也因为省去了病毒分离这一过程大大加快了具体诊断流程，所以我们说分子生物学诊断是一种较为可靠的诊断方法。 5 PPV的预防 5.1 PPV预防阶段 在我国现阶段的PPV相关研究中，暂且没有发现对其进行根治的方法，这种情况的出现使得我国对于PPV的防治职能集中在防这一单一方面。因此在我国的猪类养殖中，相关养殖机构需要坚持自繁自养，在进行猪类的相关引进时也要注意对其进行严格检查，以此预防外来PPV的传入。 5.2 PPV的发生处理阶段 在相关养殖机构中一旦发现疑似PPV的症状，我国疫情管理机构必须第一时间封锁现场并制定扑灭措施，最大程度上杜绝PPV的大面积感染，相关动物的尸体需要进行深埋与高温消毒。而在相关养猪场中，相关管理人员应最快速度将发病母猪与猪仔进行隔离并淘汰，并对猪群进行整体的PPV疫苗注册，通过严格的消毒避免PPV疫情的恶化。 参考文献 Adlhoch C， Kaiser M， Ellerbrok H， et al. High prevalence of porcine Hokovirus in German wild boar populationsrd-spacing: 0px; text-transform: none; color: rgb(51,51,51); text-align: left; font: 16px/28px 微软雅黑, Helvetica; letter-spacing: normal; text-indent: 0px; -webkit-text-stroke-width: 0px / Csagola A， Lorincz M， Cadar D， et al.Detection prevalence and molecular cloning of a novel porcine parvovirus: normal; word-spacing: 0px; text-transform: none; color: rgb(51,51,51); text-align: left; font: 16px/28px 微软雅黑, Helvetica; letter-spacing: normal; text-indent: 0px; -webkit-text-stroke-width: 0px / 殷震，刘景华.动物病毒学M.第2版.北京：科学出版社，1997：1148-1150. Chao-Ting Xiao， Patrick G. Halbur， Tanja Opriessvoviruses identified in pigsr style=white-space: normal; word-spacing: 0px; text-transform: none; color: rgb(51,51,51); text-align: left; font: 16px/28px 微软雅黑, Helvetica; letter-spacing: normal; text-indent: 0px; -webkit-text-stroke-width: 0px / 李金磊.猪细小病毒感染对猪外周血淋巴细胞细胞因子转录时相影响的研究D.河南：河南农业大学，2011. Oraveeerakul K， Sooccchoi C， Molinor T W. Detection of porcine parvovirus using nonnradioactive nucleic acid hybridization normal; word-spacing: 0px; text-transform: none; color: rgb(51,51,51); text-align: left; font: 16px/28px 微软雅黑, Helvetica; letter-spacing: normal; text-indent: 0px; -webkit-text-stroke-width: 0px / Molitor TW， O rareerakul K， Zhang QQ， et al. Parvovirus ormal; word-spacing: 0px; text-transform: none; color: rgb(51,