DNA浓度的检测.doc

可以。DNA的碱基在260nm处有吸收。用紫外分光光度计测260nm处DNA分子的OD值，就能通过朗伯-比尔定律OD=lc换算出浓度。式子里l是吸收光路的长度；c是浓度，单位一般用g/ml；是吸光系数，双链DNA一般取0.02ml/(gcm)，单链DNA因为增色效应，要大一些，取0.05ml/(gcm)。如果知道一个DNA片段的碱基数，还可以换算出DNA片段的物质的量浓度。取1DNA，用ddH2O水稀释到1ml，以1ml ddH2O为对照，紫外分光光度计测定OD260，OD280，OD260/OD280(都在 1.8左右之间，说明 DNA样品纯度较高),concentration。 另，基因组DNA1的琼脂糖凝胶电泳检测均呈现完整清晰条带没有拖尾，说明 DNA 样品的完整性好，也可通过DNA marker 推算出DNA浓度。目的： 了解紫外吸收检测DNA浓度与纯度的原理，掌握测定方法。原理： 核酸的最大吸收波长为260nm，蛋白质为280nm，在波长260nm时，1OD值相当于双链DNA浓度为50g/ml，单链寡核苷酸的含量为30g/ml，可以据此来计算核酸样品的浓度,还可通过测定在260nm和280nm的OD值的比值（OD260/OD280），估计核酸的纯度。纯净DNA的比值为1.8, RNA为2.0。若比值高于1.8说明DNA样品中的RNA尚未除尽，若样品中含有酚和蛋白质将导致比值降低。270nm存在高吸收表明有酚的干扰。 紫外分光光度法只能用于测定浓度大于0.25g/ml的核酸溶液，对浓度更小的样品，可采用荧光分光光度法。试剂与仪器： 提取的质粒DNA，紫外分光光度仪。操作步骤：1) 分光光度计先用水在260nm和280nm两个波长下校零。2) 取质粒DNA样品2l，用水稀释100倍，转入分光光度计的石英比色杯中。3) 在260nm和280nm分别读出样品光密度值。如果样品浓度单位为g/l，则样品DNA浓度为OD 值的10倍，即如OD260=0.1，则样品浓度即为1g/l。4) 若OD260/OD280大于1.8，说明仍有RNA，可以考虑用RNA酶处理样品，若小于1.8，说明样品中含有蛋白质或酚，应再用酚/氯仿抽提，以乙醇沉淀纯化DNA。“1od=0.05ug/ul”这个说法很不严谨。按照我的理解，这句话的意思是：在光程为1cm的吸收池内，测得双链DNA的OD值为1时，DNA溶液的浓度为0.05g/L。因为OD=lc，这里OD=1，光程l通常都是1cm，双链DNA的吸收系数=0.02mL/(gcm)，那么浓度c=OD/(l)=1/0.02mL/(gcm)*1cm=50g/mL=0.05g/L。楼主的测定在类似条件下，所以l=1cm，=0.02mL/(gcm)，而OD=0.45，所以浓度c=OD/(l)=0.45/0.02mL/(gcm)*1cm=22.5g/mL=0.0225g/L。实验准备工作：1 所用离心管、枪头要洗净、烘干（最好灭菌）。2 试剂配制：1 M Tris-HCl (pH 8.0): 称取Tris-Base 121g, 加入约800 ml 水在磁力搅拌器上搅拌，使其充分溶解后加入浓盐酸调整pH至8.0后加水定溶至1000 ml. 灭菌后于室温保存。0.5 M EDTA (pH 8.0): 称取EDTA-Na2盐 187 g 加入约 800 ml水，在磁力搅拌器上边搅拌边加入固体NaOH，当EDTA和NaOH均完全溶解，溶液变清时其pH值刚好达到8.0左右，再用pH试纸略加调整即可, 灭菌后于室温保存。5.0 M NaCl: 称取NaCl 300 g, 加入蒸馏水约800 ml 于磁力搅拌器上充分搅拌，约5分钟后停止搅拌，静止23分钟，倒出上清液，再加入100 ml蒸馏水重复前面的步骤，直到NaCl充分溶解后定溶至1000 ml., 灭菌后于室温保存。酚：氯仿：异戍醇（25：24：1）的配制：可参考分子克隆亦可按如下方法配制取重蒸酚100 ml ，蒸馏水50 ml，8-羟基喹咛0.05g 加入500 ml玻璃烧杯于磁力搅拌器上边加热边搅拌，待酚达到水饱和后加入18 g Tris-Base，等Tris-Base 完全溶解后加入100 ml氯仿：异戌醇（24：1），搅拌1020分钟，静止约10分钟，除去上层水相后，装入棕色瓶，最后加入20 ml 0.1M的Tris-HCl保护液于4保存。DNA Buffer的配制：1 M Tris-HCl (pH 8.0) 100 ml0.5 M EDTA (pH 8.0):100 ml5.0 M NaCl:300 mlH2O500 ml灭菌后于室温下保存3个月左右，用时按1.5%往Buffer中加入CTAB，在电炉上烧开；在通风橱里加入1%的巯基乙醇( 现配现用)。DNA的提取：1 取25 g叶片或愈伤组织，加入适量液氮研碎，转入预冷的50ml离心管，加入20 ml DNA提取缓冲液充分摇匀，于65水浴6090 min，中途轻轻摇匀两次。2 加入15 ml 氯仿：异戍醇（24：1）轻轻摇匀10分钟，于BECKMAN离心机中4000 rpm离心15分钟。3 取上清液于另一50 ml离心管加入10 ml 氯仿：异戍醇（24：1）重复步骤2。4 吸上清液于一干净的50 ml 离心管，加入15 ml 冷冻的异丙醇，轻轻摇匀后于-20冷冻半小时，4000 rpm离心10分钟。弃上清液，加入5 ml 76%的乙醇（含10 mM NH4Ac）浸泡5 h（或过夜），中途换乙醇2-3次。5 弃乙醇风干沉淀约半小时，加入3.0 ml TE缓冲液（10 mM Tris-HCl pH 8.0；1 mM EDTA , pH 8.0），20 l RNase A（10 mg/ml），37温浴过夜。6 溶液转入一10 ml离心管，加入3.0 ml苯酚：氯仿：异戊醇（25：24：1）充分颠倒混匀，4000 rpm离心15 min，吸上清液于另一10 ml的离心管中，（可重复一次）。7 加入1 ml 5.0 M的NaCl和3.0 ml水饱和乙醚，充分混匀，4000 rpm离心5 min。8 弃乙醚，用20 l枪头挡住离心管管口内侧，用力下压枪头，使枪头与管壁间形成一狭缝，让下清液从缝中流入另一10 ml离心管。9 加入5 ml冷冻的异丙醇，轻轻摇匀后于-20冷冻半小时，4000 rpm离心10分钟。弃上清液，加入3 ml 70%的乙醇浸泡46 h（或过夜），中途换乙醇2-3次。风干乙醇，加入500 l TE溶解，或浸在乙醇中长期保存。DNA检测1 取DNA原液15 l稀释至3.0 ml，用UV-1601型紫外分光光度计测定230 nm、 260 nm及280 nm的吸光值。高质量的DNA要求：A260/A2302.0； 1.7A260/A28012或pH3时，就会引起双链之间氢键的解离而变性。在溶液中的NaOH浓度为0.2mol/L,加抽提液时，该系统的PH就高达12.6,因而促使染色体DNA与质粒DNA的变性. SDS：SDS是离子型表面活性剂。它主要功能有：（1）溶解细胞膜上的脂质与蛋白，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜。（2）解聚细胞中的核蛋白。（3）SDS能与蛋白质结合成为R-O-SO3R-蛋白质的复合物，使蛋白质变性而沉淀下来。但是SDS能抑制核糖核酸酶的作用，所以在以后的提取过程中，必须把它去除干净，防止在下一步操作中（用RNase去除RNA时）受到干扰。 3溶液-3MOL/L NaAc(pH4.8)溶液 NaAc的水溶液呈碱性，为了调节pH至4.8,必须加入大量的冰醋酸.所以该溶液实际上是NaAc-Hac的缓冲液.用PH4.8的NaAc溶液是为了反pH12.6的抽提液,调回PH至中性,使变性的质粒DNA能够复性,并能稳定存在.而高盐的3MOL/L NaAc有利于变性的大分子染色体DNA,RNA,以及SDS-蛋白复合物凝聚而沉淀之.前者是因为中和核酸上的电荷,减少相斥力而互相聚合,后者是因为钠盐与SDS-蛋白复合物作用后,能形成较小的钠盐形式复合物,使沉淀更完全.4. 为什么用无水乙醇沉淀DNA? 用无水乙醇沉淀DNA,这是实验中最常用的沉淀DNA的方法.乙醇的优点是可以任意比和水相混溶,乙醇与核酸不会起任何化学反应,对DNA很安全,因此是理想的沉淀剂. DNA溶液是DNA以水合状态稳定存在,当加入乙醇时,乙醇会夺DNA周围的水分子,使DNA失水而易于聚合.一般实验中,是加2倍体积的无水乙醇与DNA相混合,其乙醇的最终含量占67%左右.因而也可改用95%乙醇来替代懈水乙醇(因为无水乙醇的价格远远比95%乙醇昂贵).但是加95%的乙醇使总体积增大,而DNA在溶液中有一定程度的溶解,因而DNA损失也增大,尤其用多次乙醇沉淀时,就会影响收得率.折中的做法初次沉淀DNA时可用95%乙醇代替无水乙醇,最后的沉淀步骤要使用无水乙醇.也可以用0.6倍体积的异丙醇选择性沉淀DNA.一般在室温下放置15-30分钟即可. 5.在用无水乙醇沉淀DNA时，为什么一定要加NaAC或NaCL至最终浓度达0.10.25MOL/L? 在Ph为8左右的DNA溶液中,DNA分子是带负电荷的,加一定浓度的NaAC或NaCL,使Na2+中和DNA分子上的负电荷,减少DNA分子之间的同性电荷相斥力,易于互相聚合而形成DNA钠盐沉淀,当加入的盐溶液浓度太低时,只有部分DNA形成DNA钠盐而聚合,这样就造成DNA沉淀不完全,当加入的盐溶液浓度太高时,其效果也不好.在沉淀的DNA中,由于过多的盐杂质存在,影响DNA的酶切等反应,必须要进行洗涤或重沉淀. 6.加核糖核酸酶降解核糖核酸后,为什么再要用SDS与Kac来处理? 加进去的Rnaese本身是一种蛋白质,为了纯化DNA,又必须去除之,加SDS可使它们成为SDS-蛋白复合物沉淀,再加Kac使这些复合物转变为溶解度更小的钾盐形式的SDS-蛋白质复合物,使沉淀更加完全.也可用饱和酚，氯仿抽提再沉淀，去除Rnese。在溶液中，有人以Kac代替NaAc，也可以收到较好的效果。 7为什么在保存或抽提DNA过程中，一般采用TE缓冲液？ 在基因操作实验中，选择缓冲液的主要原则是考虑DNA的稳定性及缓冲液成分不产生干扰作用。磷酸盐缓冲系统（pKa=7.2）和硼酸系统(pKa=9.24)等虽然也都符合细胞内环境的生理范围,可作DNA的保存液,但在转化实验时,磷酸根离子的种类及数量将与Ca2+产生Ca3(PO4)2沉淀;在DNA反应时,不同的酶对辅助因子的种类及数量要求不同,有的要求高离子浓度,有的则要求低盐浓度,采用Tris-HCL(pKa=8.0)的缓冲系统,由于缓冲液是TrisH+/Tris,不存在金属离子的干扰作用,故在提取或保存DNA时,大都采用Tris-HCL系统,而TE缓冲液中的EDTA更能稳定DNA的活性. 8.如何选择聚乙二醇(6000)的浓度来沉淀DNA? 采用PEG(6000)沉淀DNA,大小不同的DNA分子所用的PEG的浓度也不同,PEG的浓度低,选择性沉淀DNA分子量大,大分子所需PEG的浓度只需1%左右,小分子所需PEG浓度高达20%.本实验选择性沉淀4.3Kb的pBR322质粒DNA,每毫升加入0.4毫升的30%PEG,其最终PEG浓度为12%.PEG选择性沉淀DNA的分辩率大约100bp. 9.抽提DNA去除蛋白质时,怎样使用酚与氯仿较好? 酚与氯仿是非极性分子,水是极性分子,当蛋白水溶液与酚或氯仿混合时,蛋白质分子之间的水分子就被酚或氯仿挤去使蛋白失去水合状态而变性.经过离心,变性蛋白质的密度比水的密度为大,因而与水相分离,沉淀在水相下面,从而与溶解在水相中的DNA分开.而酚与氯仿有机溶剂比重更大,保留在最下层. 作为表面变性的酚与氯仿,在去除蛋白质的作用中,各有利弊,酚的变性作用大,但酚与水想有一定程度的互溶,大约10%15%的水溶解在酚相中,因而损失了这部分水相中的DNA,而氯仿的变性作用不如酚效果好,但氯仿与水不相混溶,不会带走DNA.所以在抽提过程中,混合使用酚与氯仿效果最好.经酚第一次抽提后的水相中有残留的酚,由于酚与氯仿是互溶的,可用氯仿第二次变性蛋白质,此时一起将酚带走.也可以在第二次抽提时,将酚与氯仿混合(1:1)使用. 10.为什么用酚与氯仿抽提DNA时,还要加少量的异戌醇? 在抽提DNA时,为了混合均匀,必须剧烈振荡容光焕发器数次,这时在混合液内易产生气泡,气泡会阻止相互间的充分作用.加入异戌醇能降低分子表面张力,所以能减少抽提过程中的泡沫产生.一般采用氯仿与异戌醇为24:1之比.也可以采用酚,氯仿与异戌醇之比为25:24:1(不必先配制,可在临用前把一份酚加入一份24:1的氯仿互异戌醇即成,)节同时异戌醇有助于分相,使离必后的上层水相,中层变性蛋白相以及下层有机溶剂相维持稳定. 11.为什么要用pH8的Tris水溶液饱和酚?呈粉红色的酚可否使用?如何保存酚不被空气氧化? 因为酚与水有一定的互溶.苯酚用水饱和的目的是使其抽提DNA过程中,不致吸收样品中含有DNA的水分,减少DNA的损失.用Tris调节至PH为8是因为DNA在此条件下比较稳定.在中性或碱性条件下(PH57),RNA比DNA更容易游离到水