抗肿瘤药效学指导原则

抗肿瘤药物药效学指导原则(讨论稿)1 基本原则 抗肿瘤药物可分为：(1)细胞毒类药物(cytotoxic agent)：包括干扰核酸和蛋白质合成、抑制拓扑异构酶及作用于微管系统的药物等；(2) 生物反应调节剂(biological response modifier)；(3) 肿瘤耐药逆转剂(resistance reversal agent)；(4) 肿瘤治疗增敏剂(oncotherapy sensitizer)；(5) 肿瘤血管生成抑制剂(tumor angiogenesis inhibitor)；(6) 分化诱导剂(differentiation inducing agent)；(7)生长因子抑制剂(growth factor inhibitor)；(8)反义寡核苷酸(antisense oligonucleotide)等。抗肿瘤药物的药效学包括体内外抗肿瘤试验，评价药物的抗癌活性时，以体内试验结果为主，同时参考体外试验结果以做出正确的结论。I类抗肿瘤新药应进行药物作用机制的初步研究。2 体外抗肿瘤活性试验2.1 试验目的 (1)对候选化合物进行初步筛选；(2)了解候选化合物的抗瘤谱；(3)为随后进行的体内抗肿瘤试验提供参考，如剂量范围、肿瘤类别等。2.2 试验方法 选用10-15株人癌细胞株，根据试验目的和所选用的方法选择相应的细胞系及适量的细胞接种浓度，按常规细胞培养法进行培养；推荐使用四氮唑盐3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyl-tetrazolium bromide, MTT还原法、XTT2,3-bis(2-methoxy-4-nitro-5-sulphonyl)-5-carboxanilide-2H-tetrazolium hydroxide还原法、磺酰罗丹明B(sulforhodamine B,SRB)染色法、或51Cr释放试验、集落形成法等测定药物的抗癌作用。药物与细胞共培养的时间一般为48-72 小时，贴壁细胞需先贴壁24 小时后再给药。试验应设阳性及阴性对照组，阳性对照用一定浓度的标准抗肿瘤药，阴性对照为溶媒对照。2.3 评价标准 以同一样品的不同浓度对肿瘤细胞抑制率作图可得到剂量效应曲线，然后采用Logit法计算半数有效浓度(IC50值或EC50值)。体外试验至少重复一次。3 体内抗肿瘤试验体内抗肿瘤试验结果是评价候选抗肿瘤化合物有效性的最重要指标。体内抗肿瘤试验必须选用三种以上肿瘤模型，其中至少一种为人癌裸小鼠移植瘤模型或其它人癌小鼠模型。试验结果三种模型均为有效，再重复一次也为有效，评定该化合物对这些实验性肿瘤具有治疗作用。鼓励使用人癌裸小鼠移植瘤模型和多种类的移植瘤模型，以较正确和全面地评价候选化合物的抗瘤活性和抗瘤谱。鼓励使用原位接种模型和中空纤维测定(hollow-fiber assay)等先进的抗肿瘤作用评价方法。3.1 动物 动物要求健康，符合等级动物要求，有实验动物合格证。雌雄均可，但同一批实验中动物性别必须相同。小鼠鼠龄为5-6周，体重为18-22克。评价同一物质的活性时，不同批次的实验必须采用同一品系的小鼠。3.2 肿瘤模型3.2.1小鼠肿瘤模型 可应用的小鼠肿瘤模型包括淋巴细胞白血病腹水瘤L1210和P388、白血病L-615、宫颈癌U14、肝癌H22、Lewis肺癌、黑色素瘤B16、网织细胞瘤M5076、肠癌26、肠腺癌38、乳腺癌CD8F1、艾氏腹水瘤（EAC）、肉瘤-180等，以及以上各种小鼠肿瘤的亚型和耐药瘤等。3.2.2 人癌裸小鼠移植瘤模型 应选用体外试验敏感细胞株进行体内抗人癌移植瘤试验。模型的建立和使用请注意以下几点：(1) 移植瘤一般由相应的细胞株移植而建立，对细胞株和移植瘤的化疗敏感性应予了解。(2) 移植瘤复苏后一般应传2-3代后再用于体内抗肿瘤试验。(3) 对模型生长情况应全面了解，尤其是生长快的模型。(4) 为了保持移植瘤的生物学特性和遗传特性，复苏后移植瘤体内传代应少 15-20代。3.3 试验过程3.3.1 接种 肿瘤接种方法主要有皮下接种、腹腔接种和原位接种。 皮下瘤模型：选择肿瘤生长旺盛且无溃破的荷瘤小鼠，颈椎脱臼处死，在无菌条件下（超净台或接种罩），用碘酒、酒精或新洁尔灭消毒动物皮肤，切开皮肤，剥离肿瘤。将瘤组织剪成1.5 mm3左右，用套管针接种于动物一侧或双侧腋窝皮下；或制成细胞悬液，然后按一定比例加入无菌生理盐水，一般每只小鼠接种肿瘤细胞数量为（1-5）106。 腹水瘤模型：无菌条件下，消毒动物皮肤，吸取生长良好的动物腹水，以生理盐水按一定比例稀释后接种于动物腹腔，接种细胞数量一般为（1-5）106。 原位接种模型：原位接种是指将来源于某脏器的肿瘤接种在动物的某脏器，如将人肝癌接种在裸小鼠的肝脏。原位接种不是常规的方法，但有其优越性，是鼓励使用的方法。主要有肺、肝、胃、肠、乳腺、颅内等原位接种方法。3.3.2 分组和剂量设置 分组：试验分阴性对照组、阳性对照组、治疗组。治疗组设高、中、低三个剂量组。小鼠肿瘤和腹水瘤接种后次日将动物随机分组，裸小鼠移植瘤用游标卡尺测量移植瘤直径，待肿瘤生长至100300mm3后将动物随机分组。治疗组动物数普通小鼠每组至少10只，裸小鼠至少6只。阴性对照组动物数为治疗组动物数试验组数。 剂量设置：治疗组设高、中、低剂量治疗组，一般按4:2:1设置，高剂量使用最大耐受量或LD10的剂量。阴性对照组给予相应的溶剂；阳性对照药选用对该动物敏感的、临床应用的抗肿瘤药物，如试验化合物为一抗癌药物的衍生物或类似物时，必须选用该抗癌药物作为阳性对照药。阳性对照药选择原则为：（1）疗效确切；（2）与被试物质化学结构类似；（3）与被试物质有类似的作用机理。3.3.3 药物配制，给药时间和给药途径 药物配制：溶于水的药物，用生理盐水或蒸馏水配制；如用酸、碱溶解者，可先用小量酸(0.1-0.5N HCl)或碱(NaHCO3、Na2CO3、NaOH)溶解，调节pH在4.5-9.0的范围内。用乙醇、丙二醇、吐温80、DMSO助溶的药物，或用吐温60、吐温80、2-3%淀粉、0.5%羧甲基纤维素制成混悬液的药物，可腹腔注射或口服，但必须设相同浓度的溶剂对照组。用注射用花生油配制的溶液或乳剂可口服、皮下或肌肉注射。 给药时间和给药途径：分组当日开始给药，根据不同药物的代谢动力学和毒性反应等确定给药方案。给药途径应与推荐临床用药的途径相同。静脉给药和口服给药是较为理想的给药途径。给药次数较多，或被试物质溶解性较差，静脉给药有困难时，可考虑使用腹腔给药，但在评价药效时要注意这两种给药途径是有差别的。特殊情况下根据药物作用特点和推荐临床给药方法可采取瘤周、瘤内、肌肉、皮下给药途径。腹水瘤试验时一般不能应用腹腔给药途径。不可采用从饮水中给药的方式。3.4 评价标准3.4.1 腹水瘤模型接种给药后，观察和记录动物死亡时间，计算生存天数。如阴性对照组20%动物存活时间超过4周，表明腹水瘤生长不良，实验作废。采用中位生存时间(即median survival time, MST)来评价每组生存时间，其计算公式为： 每组鼠数的中间数-中间生存天数前死亡的鼠数 MST =（中间生存天数-0.5）+ 中间生存天数死亡的鼠数治疗组与对照组的比较，采用T/C（%）来表示。计算公式为： TMST T/C %= 100% CMST TMST：治疗组MST ；CMST：阴性对照组MST。评价的标准则以125%为界，当T/C %125%时，视为有效，反之则无效。报告格式见表1。表1 XXX对腹水瘤XXX的实验治疗作用。组别 剂量 给药 动物数 开始体重(克) 中位生存时间 T/C方式 （只） (xSD) (天） （%）阴性对照阳性对照治疗组高剂量中剂量低剂量3.4.2 裸小鼠移植瘤模型推荐使用测量瘤径的方法，动态观察被试物抗肿瘤的效应。肿瘤直径的测量次数根据移植瘤的生长情况而定，一般为每周2-3次,每次测量同时还需称鼠重。肿瘤体积(tumor volume,TV)的计算公式为：V = 1/2ab2 或/6abc其中a、b、c分别表示长宽高。由于此两公式的相关性极好，可采用任一公式。根据测量的结果计算出相对肿瘤体积（relative tumor volume，RTV），计算公式为： RTV = Vt / V0。其中V0为分笼给药时(即d0)测量所得肿瘤体积，Vt为每一次测量时的肿瘤体积。抗肿瘤活性的评价指标为相对肿瘤增殖率T/C（%），计算公式如下： TRTVT/C % = 100% CRTVTRTV：治疗组RTV ；CRTV：阴性对照组RTV。疗效评价标准：T/C % 60 %为无效；T/C % 60%，并经统计学处理P0.05为有效。报告格式见图1和表2；并应提供相应照片。表2 XXX对人癌裸小鼠移植瘤XXX的实验治疗作用。组别 剂量 给药 动物数 平均体重(克) TV(xSD) RTV T/C P值 方式 d0 dn d0 dn d0 dn (xSD) (%)阴性对照 阳性对照治疗组 高剂量 中剂量 低剂量d0: 分笼给药时间 ；dn: 实际治疗疗效最佳的时间。 注：图中为示意曲线。 图1 XXX对人癌裸小鼠移植瘤XXX的生长抑制作用。3.4.3 小鼠肿瘤模型 生长较慢的小鼠肿瘤采用与裸小鼠移植瘤同样的量瘤径的评价方法。生长较快的小鼠肿瘤可采用称瘤重的方法评价。试验结束后处死动物，称体重，解剖剥离瘤块，称瘤重。阴性对照组肿瘤平均瘤重小于1克，或20%肿瘤重量小于400毫克，表示肿瘤生长不良，试验作废。 疗效评价公式： 给药组平均瘤重-阴性对照组平均瘤重 肿瘤生长抑制率 = 100% 阴性对照组平均瘤重 评价标准：肿瘤生长抑制率40%为无效；肿瘤生长抑制率40%并经统计学处理P50%；细胞形态学观察：可在光学显微镜与电镜下观察候选化合物作用后细胞的形态学变化，对照组的早幼粒细胞应90%-95%，候选化合物组细胞分化，成熟粒细胞占比例越高，说明该化合物的分化效果越好；吞噬功能测定：对照组吞噬阳性细胞50%。实体瘤的分化诱导 常用细胞株、试验方法及评价标准如下： 人肝癌HepG2、SMMC7721细胞分化诱导试验 主要测定细胞的甲胎蛋白(AFP)、白蛋白含量，-谷氨酸转移酶 (-Glutmyl transferase, -GT)、酪氨酸转氨酶 ( tyrosine alpha-ketoglutarate transaminase, TAT ) 活性及观察细胞形态。分化细胞的AFP含量、TAT和-GT活性明显降低，白蛋白含量增加，细胞胞质增加、核缩小。 人结肠癌HT-29细胞分化诱导试验 该细胞可被分化为成熟的腺细胞，主要检测细胞粘液分泌，计算粘液分泌细胞百分率；测定其碱性磷酸酶活性；并观察形态变化，分化细胞形成平坦状。如粘液分泌细胞50%,碱性磷酸酶活性增加100%,则该候选化合物有效。 小鼠黑色素瘤B16细胞分化诱导试验 一般进行细胞的黑色素含量、酪氨酸酶活力测定和形态观察。有效的候选化合物可使细胞体积变大，多数细胞有树突状 ( dendrite ) 结构；黑色素含量增加2倍以上，酪氨酸酶活力增加1倍以上。4.5.2 体内试验 常用人癌细胞小鼠肾囊膜下移植试验、小鼠髓单核细胞白血病试验和人癌细胞裸小鼠移植瘤模型等。可选两种模型，根据肿瘤鼠生存时间、肿瘤的体积及形态变化，从整体水平观察分化诱导效果。重复试验一次。 4.6 肿瘤治疗增敏剂肿瘤治疗增敏剂主要是指放射治疗增敏剂，能增加临床上恶性肿瘤放射治疗或其它治疗的疗效及降低治疗后的复发率。其药效学试验分为体外和体内试验：4.6.1 体外试验 分别选择对放射、化疗药物具有中、低度敏感的人肿瘤细胞株，采用MTT、SRB或细胞集落形成方法进行化合物的细胞毒性试验，以IC50值作为评价指标。多细胞球体（multicell spheroids）培养实验技术在研究增敏作用，以及这些化合物的扩散和对乏氧细胞或休止期细胞的作用方面很有价值。可应用离体培养细胞的乏氧照射技术制作乏氧模型，评价增敏效果。氧增比（Oxygen enhancement ratio, OER）可反映乏氧模型模拟肿瘤的缺氧情况，OER值达2.5-3.0即符合乏氧要求。OER= 乏氧条件下不给药组细胞存活曲线的DO值有氧条件下不给药组细胞存活曲线的DO值* *DO值是杀伤63%细胞所需的浓度。增敏比（Sensitivity enhancement ratio, SER）及 C1.6作为评价被试药物增敏效果的指标。SER乏氧条件下对照组的DO值乏氧条件下给药组的DO值C1.6即SER=1.6时所需的药物浓度。C1.6（mmol/L）的值越小，表明药物的增效作用就越强。一般C1.61.4认为有明显的增效作用。4.6.2 体内试验 选用对射线及化疗药物敏感性较小的三种实体瘤模型进行试验，其中至少有一种是人癌裸小鼠移植瘤模型。放射治疗增敏剂的试验中一般用低LET(X或g)射线照射，也可用高LET(中子、质子)照射。由强致癌物或病毒等因素诱发的肿瘤，或者不是在同一品系动物身上移植传代的肿瘤往往会出现免疫反应，因此都不能用于肿瘤治疗增敏剂的研究。疗效评价除参照本章“体内抗肿瘤试验”部分，尚可观察(1)50%肿瘤控制剂量(TCD50)，即50%荷瘤动物的肿瘤得到控制或治愈所需的照射剂量；(2)半数有效剂量（ED50）,对50的动物有效的照射剂量（能使肿瘤的生长被抑制60 以上视为有效）；(3)生长延缓(growth delay)天数，即肿瘤受照后从一个特定大小(A)生长到某一特定大小(B)所需的时间(Tx),然后与对照组(Tc)相比较，Tx Tc为有效；(4)增敏比, SER照射对照组DO值/给药组DO值;还应观察被试药物对正常组织是否也有影响，可进行治疗增益系数（Therapentic Gain Factor, TGF）。TGF指某种因子引起肿瘤组织细胞的损伤与正常组织细胞的损伤之比，即TGF = 肿瘤组织SER / 正常组织SER。参 考 文 献1. 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