动物实验基本技术

1、生理学实验技术一、动物实验前的准备二、实验动物的捉拿与固定三、实验动物的麻醉四、供试品的给予方法五、脑立体定位实验方法一 动物实验前的准备一、实验动物的购买二、实验动物编号与标记 一、实验动物的购买1.应购买有实验动物生产供应许可证的单位所生产繁殖的实验动物，并应索取相应实验动物的质量合格证明。2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中的各种因素对实验动物的影响，并应查阅运输检疫证明。3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、观察。二、实验动物编号与标记方法（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或一个实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5苦味酸溶

2、液， 可染成黄色。 方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、 后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。（6）额部为20号 2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5苦味酸溶液，可染成黄色。 作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。作为“十”位数。 方法步骤： (1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数，个位数的染色标记方法同单

3、色涂染法。(3) 用品红(红色)染色标记作为十位数，（4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。 （二）穿耳孔法 用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪（三）标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴（四）剪毛法第二节 实验动物的捉拿与固定大小鼠的捉拿与固定豚鼠的捉拿与固定兔的捉拿与固定 一、小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+面罩1套。 方法步骤： 1、用右手

4、拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后及 颈背部的皮肤，将小鼠提起。 3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。 此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等 二、大鼠的抓取保定：大鼠的抓取保定： 器材：大鼠饲养盒 + 面罩 1套。 方法步骤：4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手

5、顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、豚鼠的抓取保定器材：大鼠饲养盒+带面罩 l套。 方法步骤： 1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环箍其颈部。 3、用右手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取保定。抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位，否则易造成肝破裂而引起死亡。 四、兔的抓取保定：(一) 方法1：步骤： 1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻轻把兔提起。 2、用左手托住兔的臀部。 (二) 方法2：器材：兔保定架1个。步骤：1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进

6、架内，迅速关上保定架的上盖。2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡栓，将兔的脖子保定。3、如果兔挣扎，可用手在它的背上轻轻抚摸，使其安静。 三 实验动物的麻醉常用麻醉药的剂量及注射途径种类戊巴比妥硫贲妥钠盐酸氯胺酮水合氯醛乌拉坦mg/kg途径mg/kg途径mg/kg途径mg/kg途径mg/kg小鼠3550IVIP2550I.V.IP22-44IM400IP-大鼠2550IVIP2040IVIP22-44IM300IP0.75IP豚鼠3040IVIP2055IVIP22-44IM200-300IP1.5IP家兔3040IVIP20IV22-441.0IVIP狗30IV25IV125IV1.0IV

7、猪45kg30-2015IVIV10-95IVIV10-1510-15IMIM麻醉注意事项麻醉前应禁食8h以上麻醉前应准确称体重注意麻醉剂量麻醉过程中注意观察动物的反应情况注意保温静脉注射时必须缓慢，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平第四节 供试品给予方法实验动物常用的给药方法有口服、注射、吸入等一、经口给药1.自动口服给药：2.灌胃给药:是借器械将药物直接灌入动物胃内的方法。此法可以准确控制给药量，但如果操作不当易造成动物死亡。（1）大小鼠灌胃： 方法步骤：1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。2.操作前，大致量一下从口到胃的距离，估计灌胃针头插入的深度。3.左手捉持动物

8、，使头部向上。3、右手持针，把灌胃针头的前端放进动物的口腔，顺着上腭部插入咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入动物的胃内，此时没有抵触感。4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入动物的胃中。剂量：小鼠约0.1-0.5ml10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml100g体重，最大体积为4.0ml/只注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。（二）注射给药 1、皮下注射给药： 原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2

9、)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐 角角度刺入皮下. (3)将针头轻轻向左右 摆动，易摆动则表示已 刺入皮下，再轻轻抽吸， 如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。 注射量：0.1ml0.3ml10g体重。2.皮内注射注射部位：动物背部脱毛，用针头平直进入皮内，注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻拔出针头。3.肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1ml注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。 注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。4.腹腔注射原理：将药液注入小鼠的腹腔。器材：注射器1支、生理盐水、烧杯

10、、 酒精、碘酒、棉球。 (1)用左手将小鼠捉持保定，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部。(2)右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。 5.静脉注射给药 （1)大小鼠尾静脉注射 原理：将药液注入小鼠的尾静脉。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、金属笼或大小鼠器 、 酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1)将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器 中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。 (2) 用左手捏住鼠尾巴中下部，用75 酒精棉球反复擦拭尾部。 (3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾 两侧，用食指从下面托起尾巴，以无 名指夹住尾巴的末梢。(4) 右手持4号针头的注射器，使针头与 静

11、脉平行（小于30度角）。 (5) 从鼠尾巴下14处进针，仔细观察， 如果无阻力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。 (6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约l、2min，防止出血。 注射量：小鼠 0.05m10.1 m110g体重。 大鼠1.0-2.0 m1100g体重（2）兔耳缘静脉给药原理：穿刺兔的耳缘静脉器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、 烧杯、酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1) 将兔放在保定架内保定。(2) 酒精消毒并揉搓血管， 使兔的耳缘静脉充盈。 (3) 用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭下作垫。 (4) 右

12、手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针头从远心端插入血管，放松对静脉近心端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。 6.脑内注射：侧脑室7.椎管内注射：此法主要用于抽取脑脊液8. 淋巴囊注射：蛙类常采用此法脑立体定位方法应用：1、神经核团电刺激2、电信号采集3、定位注射实验报告内容实验一：1生理学实验的基本操作技术2坐骨神经腓肠肌标本的制备实验目的：1.掌握生理学实验的基本操作技术。 2. 了解生理学实验的常用仪器及使用方法 3. 掌握蛙类动物双毁髓的实验方法 4. 掌握坐骨神经腓肠肌标本的制备方法验证实验二：1刺激强度与肌肉收缩的关系2刺激频率与肌肉收缩的关系实验目的：1初步掌握神经肌肉实验的电刺激方法及肌肉收缩的记录方法。2初步掌握刺激器、多通道生理记录仪的使用