动物生理学实验指导

绪言动物生理学是一门实验性学科。因此学习动物生理学必须通过做一定的实验，才能更好地理解和掌握生理学的基本理论知识和知识。是生理学教学中的一个重要组成部分。一．实验课的目的生理学实验是以活的动物或人体为对象和材料进行实验，以此来了解和获得生理学知识的科学方法。通过实验可以验证、巩固和加深课堂中生理学基本理论和知识。同时，可通过生理实验，初步掌握生理学实验的基本技能和基本操作。培养学生的科学思维方法和严肃的科学实验态度。通过实验训练，可提高学生对各种生理现象的观察分析能力，以与解决问题的能力。同时还可以培养学生的独立思考能力。二．实验课的要求实验前，必须详细阅读实验指导，了解实验目的、原理和基本操作步骤。并结合其基本理论，做到充分理解，心中有数。并能预测实验的正确结果和可能出现的问题。实验过程中，实验器材力求安放整齐，布局合理，便于操作。同时要保持桌面清洁。随时清除实验中的污物。公用仪器、药品等不得随意挪动。要爱护仪器。节省实验动物和药品。实验中还应注意实验分工交换，人人动手，使每个学生都有学习各种操作的机会。实验时要认真、仔细、耐心地观察实验中出现的现象，并如实记录。同时应对各种变化的原因进行分析和处理。另外仪器发生故障应与时报告。不得自行拆动。实验用品损坏也应与时报告和登记。实验后，将所用物品与器材进行整理和清洗。实验用过的动物处死后，放在指定处。最后要认真写出实验报告，与时上交。三．实验结果的处理实验过程所得的结果都要分析和整理。凡是属于测量性质的结果，如高低、长短、快慢、轻重、多少等，均应以正确的单位和数值定量。凡有曲线记录的实验应尽量用曲线记录实验结果，并在曲线上标明各个变化。如刺激标记，时间标记等。有些结果为了比较和分析之便，可用表格或绘图表示。制表时要全面而又简单明确。绘图时应标出各坐标的意义。非连续变化可用柱形图表示。例如：对几个（组）实验对象，分别进行同样系列的实验观察所得结果，最宜制成表格。通常表格要有一“标题”即表格名称。用以说明表格的内容。表左端为“主栏”，填写实验对象或代号，右端为“宾栏”填写观察项目和结果。表格要有“顶线”和“底线”，即最上面和最下面的横线。表的左右两端不必划线。表内需注释说明时，用“*”等注角，在表外附注。若对变量分布、对比、构成、变异、动态等的结果，可用平面几何图来表达。这种表现生动确切，一目了然。常用有条图，圆面图，自然线图和点图等。条图和圆面图只能表达没有连续性变化的数据。线图则可显示连续变化的趋势和相关规律。四．实验报告的写作要求每一次实验后，每人均要写出每一次实验内容的实验报告，要求统一格式的实验报告本填写。报告要在实验后定时完成。以便下次实验时由教师总结和讨论其中的问题。实验报告的格式：1．实验号和题目：标出实验序号和实验的名称。同时填写实验时间。2．实验目的：简单扼要写出实验目的。2．实验原理：简单扼要写出设计该实验的理论依据。3．实验材料和设备：简单描述实验所用的动物、仪器、设备等。4．实验方法与步骤：简单叙述实验所用方法和实验步骤。必要时，可用实验装置图来表示。5．实验结果：是实验中最重要的内容，主要是整理实验中的记录结果。若是描记曲线，需找出能客观而概括反映实验结果的部分，加以拼接整理后，打印、粘贴在实验报告中的适当位置，并加以标注。6．讨论和结论：以实验结果为依据，分析和讨论其生理学意义。若实验结果与预期结果不同，则应分析造成这种结果的可能原因。若实验结果正确，则要简明总结这一实验所能验证的概念或理论，作为实验结论。未能充分证实的结果，不能列入结论中，讨论和结论都是有根据的，不能随意推测，应严肃对待。五．实验动物规则1．不得随意在动物体上实验，更不得随意杀死动物。2．对动物实验时，尽量使动物不感到疼痛，应适当地给以麻醉，并注意细心操作。3．实验结束后，除特殊要求外，必须尽量无痛地处死动物。4．对待动物，无论是实验还是抓取，都要使动物的不适减少到最低限度。六．实验室守则1．遵守学习纪律，按时到达实验室。有事须请假，并在以后补做。2．实验室内保持安静，认真实验，不得进行任何与实验无关的谈话或活动。3．各组的仪器和用品由本组使用，不得随意调换，如遇损坏或丢失，应与时报告。4．节约实验器材和用品，包括实验动物。要爱护公共财物，爱护实验动物。5．保持实验室整洁，随时清除污物。不必要的物品不得带入实验室。实验结束后。各组将自己使用的器材、用品清洗干净，仪器收拾妥当，经清点数量后放回原处。经教师允许方可离开实验室。6．按组依次值日。

实验1生物信号采集处理系统的原理与使用方法【实验目的】了解《生物信号采集系统》的基本原理，熟练掌握系统的操作方法。认识实验仪器的刺激系统、引导换能系统、信号调节放大系统、显示记录系统以与生命维持系统，熟悉其中各种设备的结构、功能与使用方法。【实验原理】在动物生理学实验中，各种现象均需要进行记录，以便观察、测量和分析。传统的显示记录设备为记纹鼓、二（四）道生理记录仪和示波器等仪器。目前，计算机生物信号采集系统以其完备的功能和强大的后处理能力，在动物生理实验中取代传统记录设备得到了广泛的应用。生物信号采集处理系统是应用大规模集成电路、计算机硬件和软件技术开发的一种集生物信号的放大、采集、显示、处理、存储和分析的电机一体化仪器。具有刺激器、放大器、示波器、记录仪和分析处理等多种仪器的组合功能。广泛应用于生理学、药理学和病理生理学等方面的教学与科研实验。目前我国的计算机生物信号采集处理系统多达十余种，其发展程度取决于PC机技术水平，现阶段多以采用Windows为操作系统为主界面、并以USB技术为硬件安置方式的四通道生物信号采集系统为主。计算机生物信号采集处理系统由硬件和软件两大部分组成。硬件主要完成对各种生物电信号（如心电、肌电、脑电）与非电生物信号（如血压、张力、呼吸）的采集。并对采集到的信号进行调理、放大，进而对信号进行模／数（A/D）转换，使之进入计算机。软件主要用来对已经数字化了的生物信号进行显示、记录、存储、处理与存盘、打印输出，同时对系统各部分进行控制，与操作者进行人机对话（图1.1-1）。传感器传感器计算机显示记录分析处理存储生物信号采集系统刺激器放大-模/数生物体生物电信号非电生物信号存盘打印输出程控刺激图1.1-1计算机生物信号采集处理系统的基本组成和工作原理【材料与设备】计算机；LabTutor生物信号采集系统；指脉传感器；同学【方法和步骤】图1.1手指脉搏实验装置连接1．打开计算机，进入“LabTutor实验”，打开“LabTutor介绍”，按系统程序提示步骤，了解、熟悉仪器设备与操作方法。并通过手指脉搏实验，加深了解。图1.1手指脉搏实验装置连接2.连接计算机、PowerLab、指脉传感器与实验对象(图1.1)。3.调整仪器，观察、记录指脉波形曲线。【实验结果】打印指脉波形图，记录手指脉搏，详细的描述PowerLab实际记录到的数据资料，以与在LabTutor显示的内容。【思考题】实验小组成员的测量结果是否一致？

实验2感觉生理实验【实验目的】学习视力测定的方法和原理。学习视野计的使用方法和视野的检查方法。学习盲点的测定方法，证实盲点的存在。了解色盲检查原理和方法。了解声音的空气传导和骨传导途径，比较两种途径的特点。通过破坏迷路，了解迷路在维持姿势平衡中的作用。【实验原理】视力又称视敏度，是指眼分辨物体细微结构的能力。以能分辨空间二点间最小距离为衡量标准。临床规定，当视角为1分时，能辨别出这两点，表示视力正常，视力表就是根据视角的原理制成的。常用的国际标准视力表就是以离表5m处，第10行字每一笔划两边发出的光线在眼球恰好形成1分视角。此时的视力就规定为1.0。这二点间距离约1.5mm视野就是单眼固定注视前方一点时所能看到的空间范围。通过视野计可测出视野。正常人单眼视野鼻侧和上侧较窄小，而颞侧和下侧较宽阔。在同一光亮条件下，白色视野最大，其次为黄、兰，再次为红色，绿色最小。所测视野可在视野图纸上绘成视野图。3.视网膜上能感光的成分只有视锥细胞和视杆细胞两种。在视网膜后部有一视神经的集中穿出部位，称视神经乳头。此处没有视锥和视杆细胞。因此外来光线成像在此处时，不能引起视觉，故称此点为生理盲点。根据物体成像规律，通过测定盲点投射区的位置和范围，可计算出盲点所在视网膜上的位置和范围。4.视觉三原色学说认为：视网膜上存在着分别对红、绿、蓝色光特别敏感的三种视锥细胞。如果缺乏某种视锥细胞或其对相应的色光敏感性下降，就会使辨别颜色的能力缺失或下降。这就称为色盲或色弱。色盲常见的有红色盲、绿色盲。全色盲很少见。色盲检查图就是根据不同颜色组成一定的图形、图案等，来鉴定色盲。色盲者不能辨认出某些图形或图案。5.声波经外耳、鼓膜和听小骨传至内耳，这是声音传导的主要途径，称为空气传导。声波也可经颅骨，耳蜗骨壁传入内耳，此途径称骨传导。骨传导的效果远较空气传导差。振动音叉,先将其置于颅骨，然后再置于外耳道口处，就可区别出两种传导途径的特点。6.迷路包括前庭和半规管两个部分，它在维持肌紧张方面起着重要的作用。若将迷路破坏，则身体位置的改变将不能引起动物对肌紧张的反射性调节，而使姿势失去平衡。实验2.1视力测定【实验器材】视力表，遮眼板，指示棒，米尺。【方法和步骤】1．在光线充足的地方，使受试者距离视力表5m2．用遮眼板遮住一眼，于5m【实验结果】确定实验者的视力。【思考题】视力表的原理是什么？实验2.2视野的测定【实验器材】视野计，各色视标，视野图纸。【方法和步骤】1．视野计构造图图2.2－1视野计图2.2－2左眼视野图视野计（图2.2－１）是安在支架上的一个半圆弧形金属板，它可绕水平轴作360度转,旋转的角度可从分度盘读出。圆弧外面有刻度，表示由该点射向视网膜周边的光线视轴所夹的角度。视野界限就以此角度表示。圆弧内面中央装有一固定的小圆镜。对面支架上有一托颌架，和一个眼眶托。托颌架可上下移动。2．视野的测定①受试者面对视野计而坐。将下颌放于托颌架上。眼眶下缘靠在眼眶托上，调整托架高度，使眼与弧架的中心点在同一水平。遮住一眼，另一眼凝视弧架中心的小镜。②主试者从周边向中央缓缓移动紧贴弧架的白色标，直到受试者刚能看到为止。记下此时视标所在弧架上的度数。退回视标重复测试一次，得出一致结果后，将结果标在视野图中相应的经纬度上。同法再测出对侧的度数。③将弧架依次转动45o角，测定出不同经纬度上的度数，并记录到视野图相应位置。最后将得到的8个点连接成一曲线图。便得到了白色视野图。④用同法测出该眼的红、绿色视野。⑤用同法测另一眼白、红、绿色视野。【实验结果】粘贴实验者的视野图。【思考题】正常人对不同色标的视野范围不同，为什么？实验2.3盲点的测定【实验器材】带“十”【方法和步骤】1．将带“十”字白纸贴在光线明亮均匀的墙上，受试者立于纸前，使右眼与“十”字相平行，距离为50cm。遮住左眼，右眼注视“十见视标的点将其依次相连，即得一椭圆形盲点投射区。如图2.3－１。图2.3－１盲点投射原理图2.3－１盲点投射原理“＋”至投射区的距离＋2．盲点与中央凹的距离与盲点直径的计算：盲点与中央凹的距离=投射区至“＋”的距离×15/500盲点直径＝盲点投射区直径×15/500。【实验结果】粘贴测定结果。【思考题】盲点的解剖学基础是什么？日常注视物体时，为什么没有感觉到盲点的存在？实验2.4色盲的测定【实验器材】计算机；LabTutor生物信号采集系统【方法和步骤】打开计算机，进入“LabTutor实验“，选择“感觉生理”，下拉菜单点击“色盲”实验。按系统程序提示步骤进行实验。【实验结果】实验者有无色盲？如果有，是那种色盲【思考题】描述每一种色盲的色彩缺失？实验2.5声音的传导途径【实验器材】音叉；棉花；一米长乳胶管【方法和步骤】图2.5-1音叉的使用方法1．保持室内肃静，受试者取坐位。主试者用手敲响音叉后，立即将音叉柄置于受试者一侧颞骨乳突处，当受试者刚听不到音叉响声时，将音叉移到同侧外耳道口处，使音叉振动方向正对向外耳道口。检查两种途径的传导效果。反之，先将音叉置于外耳道口处，到听不到响声时，再移至颞骨乳突处，检查传导效果（图2.5-1）图2.5-1音叉的使用方法2．用棉球塞住受试者外耳道，重复上述实验过程，记录测试结果。3．将振动音叉置于受试者前额正中发际处，注意两耳听到的声音强度是否相同。4.用棉球塞住一侧外耳道，重复3，有何变化。5.将胶管一端塞入A受试者一侧耳孔，另一端塞入B受试者某侧耳孔，然后将音叉柄置于B受试者同侧乳突上，测A受试者是否听到声音。【实验结果】测定气传导和骨传导的区别。【思考题】为何气导的功效大于骨导？如何通过实验鉴别传导性耳聋和神经性耳聋？实验2.6迷路破坏的效应【材料和设备】牛蛙、小鼠、常规手术器械、蛙板、纱布、水盆、氯仿、乙醚。【方法和步骤】1.牛蛙迷路破坏的效应(1)观察蛙的正常姿势：将蛙放在蛙板上，顺时针或逆时针转动，观察蛙头部与四肢的状态；抬高蛙板的前后左右，使蛙呈各种不同的倾斜角度，观察蛙的姿势；观察蛙停止、爬行、跳跃和游泳时的正常姿势。(2)破坏一侧迷路：将蛙用纱布包起，握于手中。用镊子夹住蛙的下颌并向下翻转，使其口张开。用手术刀或剪刀沿颅底骨切开，剪除上颌黏膜，看到“十”字形的副蝶骨(图2.6-1)。副蝶骨左右两侧有两个横突，到颅底骨两侧横向的半颅底骨，用手术刀图2.6-1迷路位置突骨质削去一部分，就能看到一颗粟粒大小的小图2.6-1迷路位置白丘，这是迷路所在位置，用蛙针刺入约2mm将其破坏（不要刺入太深，以免损伤中枢神经）。重复（1)的各项实验，观察有何变化？(3)破坏双侧迷路：用以上方法继续破坏另一侧迷路，静待数分钟，然后重复(1)的各项实验，观察其变化。2．小鼠迷路破坏的效应(1)观察小鼠的正常姿势：将小鼠放在笼内或桌上观察小鼠自由活动的情况；观察正常情况下小鼠眼球活动情况。(2)破坏一侧迷路：使小鼠侧卧，拽住一侧耳廓，用滴管向外耳道深处滴人氯仿1～2滴，使该侧迷路机能消失。10～15min后，可观察小鼠头部是否偏向滴人氯仿一侧？是否出现眼球震颤？小鼠是否作回旋运动。【实验结果】测定迷路破坏后动物的活动变化，并说明原因？【思考题】依据实验结果说明迷路有何生理功能？

实验3血液生理实验【实验目的】学习鉴定血型的方法和原理，学会观察细胞凝集现象。学习出血和凝血时间的测定方法。【实验原理】1.血型是指红细胞的血型。是根据红细胞膜外表面存在的特异性抗原（凝集原）来确定的。这种抗原（凝集原）是由遗传性决定的。通常抗原有两种，A和B抗原。而与抗原相应的有两种抗体（凝集素），抗A和抗B，抗体存在于血清中。抗A只和A抗原发生凝集反应。而抗B只和B抗原发生凝集反应。将受试者红细胞分别与标准血清A（含抗B）和标准血清B（含抗A）混合。观察有无凝集现象，即可鉴定出受试者的血型。2.出血时间就是指小血管受到破损后血液流出至小血管封闭自行停止出血所需的时间，有时又称止血时间。止血的发生主要与小血管的收缩封住出血口，血小板粘附、聚集和释放血小板活性物质等一系列生理反应过程有关。观察出血时间是检测毛细血管功能和血小板数量与功能状态是否正常的简便而有效的方法。正常人出血时间约为1-4min，出血时间延长见于血小板数量减少或毛细血管功能缺损等情况。血液流出血管后，受到刺激的血小板就会释放出一系列凝血因子，使血中的纤维蛋白原转化成网状的纤维蛋白，血液发生凝固。测定凝血时间可反映血液本身的凝血因子是否缺乏或减少。实验3.1ABO血型的鉴定【实验器材】显微镜，载玻片，消毒酒精，消毒牙签，采血针，A和B标准血清【方法和步骤】1．标记：取一洁净的载玻片，用玻璃铅笔在载玻片两端分别标写A和B字。2．滴加标准血清：将载玻片写字面反转成底面，在其上面于A字端滴加标准血清A一滴，B字端滴加标准血清B一滴。图3.1-1血型鉴定示意3．采血：用75%酒精棉球消毒人体左手无名指指端或耳垂边缘采血部位，待酒精挥发后，用消毒后的采血针刺破取血部位。擦去第一滴血，待第二滴血流出时，图3.1-1血型鉴定示意4．观察：静置几分钟后，观察有无凝集现象。根据凝集现象确定所测血细胞的血型。(如图3.1-1)若抗原较弱而凝集反应不明显时，可在低倍显微镜下观察确定。另外，凝集和凝聚可通过滴加生理盐水而区别：凝聚后滴加生理盐水可解凝聚而成分散，凝集后则不会发生逆转而分散。实验3.2出血和凝血时间的测定【材料与设备】实验者；小烧杯；乙醚棉球；常用手术器件；酒精棉球；采血针；滤纸片；秒表；毛细玻璃管【方法和步骤】观察出血时间：用75%酒精棉球消毒人体左手无名指指端或耳垂边缘采血部位，待酒精挥发后，用消毒后的采血针刺破取血部位皮下，让血自动流出，立即记下时间，每隔30s，用滤纸轻触血液，吸去流出的血，使滤纸上的血滴依次排列，直到无血流出为止，记下出血时间。（人的正常出血时间为1-4min）。观察凝血时间；按上述方法，用采血针刺人皮下，让血自动流出，用棉球吸去第一滴血，用毛细玻璃管吸血，尽量吸满管腔，记录时间。然后每隔半分钟折断毛细管一小段（5mm左右），直至折断处拉出血丝（表示血液凝固）为止。从血液进入毛细玻璃管起至血液凝固时止，所用时间为凝血时间。【注意事项】1.将小鼠麻醉时，小鼠可能会挣扎，此时不要松手；乙醚麻醉时间不要过长，以免造成小鼠死亡。2.采血时应让血自然流出，不要挤压。3.如受试者出血时间超过15min，应进行止血处理。【实验结果】测定受试者的出血和凝血时间。【思考题】1．论述正常生理性止血过程。2．出血时间长短与哪种因素有关？3.血液凝固对机体有何生理意义？

实验4循环生理实验【实验目的】学习人体间接法测定血压的原理和方法。了解动脉血压的某些影响因素。学习人体心电图的知识，并掌握心电图的测量方法。了解人体正常心电图各波的波形与其生理意义。论证机体内容积导体的存在，从而了解由体表引导器官或组织活动的导电规律。【实验原理】1.血管内流动的血液对血管壁所施加的侧压力称血压。血压与血量多少、血流快慢、管壁弹性、血管的舒缩等有关。通常血流在血管内流动时并没有声音。但若给血管施加压力而使血管变窄时，血液形成涡流，此时则可发出声音即血管音。用常规血压计测量人体血压时，就是用压脉带打气法来给肱动脉加压，以阻断动脉血流。当外加压力大于动脉压时，血流完全阻断，而此时用听诊器在肱动脉处听不到任何声音。若外加压力低于动脉收缩压而高于舒张压时，心脏收缩血液通过动脉，心脏舒张血流受阻，此时可在肱动脉处听到断续的血管音。外加压力小于舒张压时，心脏收缩和舒张，血流都可通过动脉，此时血管音消失或突然减弱。这样测定出的第一次血管音出现时的外加压力和血管音消失时的外加压力。恰好正对应于心脏收缩时的收缩压和舒张时的舒张压。在正常情况下，人或哺乳动物的血压是相对恒定的。但血压的稳定是动态的，受人体体位、运动、呼吸以与温度等因素的影响，处于不断变化和调节之中。2.心脏收缩之前，首先产生电位变化。这种心电变化由窦房结开始，按一定的顺序传遍整个心脏。在兴奋传播过程中，出现的一系列规律性电位变化，可通过体内组织和体液这一导体反映到人体表面。通过心电记录仪器，在动物体表面可记录出这种综合性的电位变化，记录出的图形就称为心电图。心电图可反映心脏内综合电位变化的发生、传导和消失过程。但不代表心脏收缩活动。正常人体心电图包括P、QRS和T三个波群。其中P波表示心房去极化；QRS波表示心室去极化；T波表示心室复极化；P—Q间期表示兴奋从心房传到心室的时间；S—T间期表示心室完全去极化持续时间。3.体液有导电能力，称为容积导体。由于机体任何组织与器官都处于体液的包围之中，而体液作为导电性能良好的容积导体，可将组织和器官活动时所产生的生物电变化传至体表。故在体表或容积导体中的远隔部位可记录出某一器官或组织活动的电变化。如心脏活动所产生的生物电变化，可通过置于体表不同部位的引导电极记录下来，即心电图。改变探测电极的位置，可改变心电的波形和方向。图图4.1-1血压计使用法实验4.1人体动脉压的测定【材料与设备】血压计；听诊器；冰水【方法和步骤】1．常规血压计的结构血压计由检压计、压脉带和打气球三部分组成。检压计一侧与大气相通，另一侧由水银柱和胶管与压脉带内囊相通。内囊又与打气球相连（图5.1-1）。2．动脉血压测定方法（1）受试者脱去左臂衣袖,手掌向上平放在桌面上，静坐于实验桌旁约5分钟。（2）主试者松开打气球端侧的螺丝帽，驱出压脉带内残留的气体，将压脉带缠在左上臂，压脉带边缘至少位于肘关节上2厘米，缠得不能太紧，也不能太松，以能伸入两个手指为度。然后将螺丝帽旋紧。（3）使测量部位高度与心脏位置一致，将听诊器头轻压在肱动脉脉搏所在处。听诊器耳器按照与外耳道一致的弯曲方向塞入外耳道。（4）旋开检压计开关，使水银贮存池的水银与玻璃管相通，且液面恰在零处时，可开始打气加压。握球打气时，食指与拇指需能放置螺丝帽。（5）通常可加压到150mmHg高。然后，旋开螺丝帽，使压脉带内气体放出而减压。减压时要慢。当听到第一次血管音时，记录观察到的水银柱高度。此时的压力就代表收缩压。继续减压，到血管音突然变弱或消失时，记录水银柱高度，此时的高度就是舒张压。一般血管音由突然变弱到完全消失约5—10mmHg高。有的规定以声音变弱为舒张压，有的规定以声音消失作为舒张压。通常以前者为舒张压。初学者要重复测三次。其中收缩压取最大值，舒张压取最小值。血压记录常以收缩压/舒张压（mmHg或Kpa）表示。3.分析影响血压的因素（1）呼吸：受试者作缓慢的深呼吸1分钟，后即刻测量其血压；受试者作一次极深的吸气后紧闭声门，在可能坚持的时间内测其血压。（2）运动：受试者作原地蹲起运动，以1分钟内完成30次为好，做2分钟后，立即测其血压。之后每隔30秒测一次。直到恢复正常。（3）温度：受试者手浸入4℃左右的冰水中至腕部以上，经30—4．脉搏测量在做上面血压测量时，可用听诊器记录每分钟心搏次数即脉搏。【注意事项】1．测量期间，保持室内安静，以便准确听诊血管音和测脉搏。2．测量时压脉带应与心脏保持同一水平。3．压脉带松紧要适宜。听诊器听诊时，松紧也要适宜。4．戴听诊器时，务使耳器弯曲方向与外耳道一致。5．重复测量时，需把压脉带内气体放尽，使水银柱面接近零位。【实验结果】将上述测量结果，自行绘图或制表表示。【思考题】可能有哪些原因造成这种血压测量技术中的误差和变异？附1：生物信号采集系统测量血压【实验目的】了解labtutor测量动脉血压的原理和方法。【实验原理】labtutor测量动脉血压的基本原理同常规水银血压计完全相同。只是通过微音器代替听诊器，将识别的血管音经换能器转换成数字信号，并直接在计算机上显示出来。它可同时显示出血压和脉搏。仪器不用听筒。采用自动减压装置，只须把换能器扣在肱动脉位置，缠好袖带，就可打气加压。【方法和步骤】打开计算机，进入“labtutor实验”，选择“血压”按照系统程序提示步骤进行操作。实验4.2人体心电图描记【实验器材】生物信号采集系统；诊断床；导电糊；酒清棉球【方法和步骤】打开计算机，进入“LabTutor实验”，选择“心电图和心音”按系统程序提示步骤进行实验操作。实验项目：1.记录平静状态下的心电图图4.2-1正常体表心电图（1）心电图的初步分析：用不同导联（见附表1、2）记录的心电图在波形、方向、振幅等方面各不相同，但它们都有P,Q,R,S,T五个基本波形（图4.2-1)。测量Ⅱ导联P波、QRS波群、T波振幅，P-R,R-R和Q-T间期，心脏活动每一个心动周期的记录正好是心电图的五个基本波形。初学者应先识别这五个波形，然后分析各波的方向、形状，计算各波的电压（振幅）、经历时间以与各波之间的间期。计算振幅时测量从基线（等电位线）开始到波峰顶端的距离，每小格代表0.1mv图4.2-1正常体表心电图（2）心率的计算：量出一P波开始至下一P波开始所经历的时间，除60s，即得心率。公式是：心率＝60/(P-P间期）（次／分）。如相邻的P-P间期不等，可取5个相邻的P-P间期的平均值计算之。2.心电图变化记录组内若干成员在平静状态下的心电图，然后比较不同人之间心电图中的各波幅和持续时间的异同。【注意事项】1．在每次变换导联时必须先切断输入开关，然后再开启。每换一次导联，均须观察基线是否平稳与有无干扰，如有干扰，须调整或排除后再作记录。2．仪器使用完毕后，应擦净并将每个操作钮恢复原位，最后切断电源。3．一般不正常心电图记录的纠正：（1）交流干扰的排除：室内有交流电缆线离人体太近，或室内有大的电器，应去除上述干扰；仪器本身接地不良或受试者与地绝缘不良，均可造成干扰，安装电极与人体表接触不良也可造成干扰，应排除；导联线断线则干扰波更大，换线可排除。（2）肌电干扰的排除：受试者过分紧张，先应放松肌肉再做；四肢电极绑带绑得太紧，应松紧适中；室温太低，受试者肌肉颤动而造成。（3）基线漂移：受试者躁动不安，身体移动或过度呼吸都会造成基线漂移，应稳定情绪后再测；四肢电极安装不稳定，四肢电极导电不良，也能引起基线漂移，应重新安装；导联线断线或松脱，换线重装后再测。心电图波形不稳定原因很多，具体问题还须具体实验时分析解决。【实验结果】1.剪贴记录曲线：平静状态下的心电图，指出P波、QRS波群和T波；计算其心率。2．P波与心房收缩有何关系？说明心电图各组成部分代表的生理学意义。3.粘贴各受试者的心电图，分析比较结果。【思考题】在不同的心动周期内，波形的幅度大小有什么变化？P波和QRS波群分别代表心房和心室的去极化，为什么其中QRS波群的幅度最大？不同人之间的心电图数据中的波幅度和持续时间是不是相似？在不同的受试者之间，你观察到他们的心率有什么不同？【附表1】电导联的链接种类导联符号导联名称导联部位与极性（+）（－）标准导联Ⅰ第一导联左手右手Ⅱ第二导联左腿右手Ⅲ第三导联左腿左手单肢加压aVRGoidberger导联（右手）右手左手和左腿中点aVLCoikberger导联（左手）左手右手和左腿中点aVFGoidberger导联（左腿）左手右手和左手中点胸导联VAWilson单极导联胸电极V1Wilson组合法VBV2VCV3实验4.3容积导体与心电传导【材料与设备】牛蛙；生物信号采集系统；蛙类手术器械；培养皿；鳄鱼夹；任氏液【实验方法和步骤】1.破坏蛙的脑和脊髓：剪切线图4.3-2剪头法图4.3-1蛙的枕骨大孔位置取蛙一只，用自来水冲洗干净（勿用手搓）。左手握住蛙身，使其背部向上，中指与食指夹紧头部，用拇指后压使头前俯（以头颅后缘稍稍拱起为宜）。右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管（图4.3-1)。然后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针，捣毁脑组织。探针在颅腔内，应有碰与颅底骨的感觉（毁蛙脑也可用剪头法，即用剪刀于口角处，经过听囊，将蛙的上颌连同颅盖骨一起剪下，如图4.3-2）。再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向后端，保持脊柱平直剪切线图4.3-2剪头法图4.3-1蛙的枕骨大孔位置然后，将其背位固定于蛙板上，剥去胸部皮肤，剪掉胸骨，暴露心脏。2.标准Ⅱ导联：即将连有导线的鳄鱼夹分别固定到牛蛙四肢的蛙钉上，（见附表1）负极接右前肢，正极接左后肢，右后肢接地线（图4.3-3），输出导线接至Powerlab的BioAmp输入插孔。图4.3-3标准图4.3-3标准Ⅱ导联Powerlab（1）记录蛙正常心电波形。（2）将引导电极随意放置蛙体各部位，开启仪器后能否记录到心电图？是否有变化？（3）剪开心包膜，用镊子夹住主动脉干提起心脏，连同静脉窦一起剪下放入盛任氏液的培养皿中。开动仪器，再观察有无心电波形？（4）将蛙心再放回胸腔，观察有无心电波形？（5）将蛙心倒置，使心尖朝上，观察有无心电波形？波形方向有何改变？图4.3-4离体心导联（6）模拟标准Ⅱ导联（见附表1），将导联线通过鳄鱼夹夹在培养皿四边（图4.3-4图4.3-4离体心导联12345图4.3-5蛙心容积导体心电描记1.正常波形；2.剪去心脏；3.将心脏放回原位；4.倒置心脏；5.将心脏置于培养皿任氏液中12345图4.3-5蛙心容积导体心电描记1.正常波形；2.剪去心脏；3.将心脏放回原位；4.倒置心脏；5.将心脏置于培养皿任氏液中【注意事项】1.剪取心脏时切忌勿伤与静脉窦。2．培养皿中的任氏液温度最好保持在30℃3．仪器必须接地良好，以克服干扰。如果按标准导联Ⅱ连接，出现干扰时，可将左前肢也与仪器的右前肢导联线连接起来，即可克服干扰。【实验结果】剪贴记录曲线，根据实验结果总结容积导体的导电规律。【思考题】1．将引导电极置于体表或体内任何部位，为什么均可记录到心脏的生物电活动？2．如果将心脏取出，结果又将如何？为什么？3．若在将心脏放回胸腔，此时又将如何变化？为什么？4．如将心脏放置于培养皿的任氏液中浸泡，并通过培养皿中的任氏液能否引导记录到心电变化？为什么？【附】任氏液的配制:NaCIKCICaCI2NaHCO3NaH2PO4葡萄糖蒸馏水PH值6.5g0.14g0.12g0.2g0.01g2.0g1000ml7.2

实验5牛蛙坐骨神经-腓肠肌标本制备【实验目的】学习生理实验基本的组织分离技术；掌握制备坐骨神经-腓肠肌标本的方法。【实验原理】两栖类一些基本的生命活动和生理功能与恒温动物类似，但离体组织器官可存活较长时间，且所需的存活条件比较简单，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋性和刺激与反应的关系以与肌肉收缩的特征等。制备坐骨神经-腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。【材料与设备】牛蛙；任氏液；滤纸；普通剪刀；手术剪；眼科镊；金属探针；玻璃分针；蛙板（或玻璃板）；蛙钉；细线；培养皿；滴管；锌铜弓（或电子刺激器）【方法和步骤】1．毁脑、脊髓：见实验4.4方法和步骤1。图5.1-1剪断脊柱2.剥制脊柱-后肢标本：用左手捏住蛙的脊柱（图5.1-1图5.1-1剪断脊柱图5.1-2撕掉皮3．剥皮：（图5图5.1-2撕掉皮4．分离两腿：用镊子取出标本，将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半（注意勿伤坐骨神经）。将一半后肢标本置任氏液中备用，另一半放在蛙板上进行下列操作。5.1-3蛙后肢肌腹面观背面观5.辨认主要肌肉：如图6.1-3，蛙类的坐骨神经是由第7,8,9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成，行走于尾椎骨的两侧，到尾端（肛门处）绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处分两支(胫神经和腓神经)5.1-3蛙后肢肌腹面观背面观6．游离坐骨神经和腓肠肌：用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经，然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤与神经，其分支待以后用手术剪剪断。用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。7.剪去其他不用的组织(操作从脊柱向小腿方向进行)：ABCD图5.1-4分离坐骨神经-腓肠肌胫神经腓神经腓肠肌坐骨神经坐骨神经脊柱骨脊柱骨股骨股骨坐骨神经骨二头肌半膜肌(1)剪去多余的脊柱和肌肉：将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同ABCD图5.1-4分离坐骨神经-腓肠肌胫神经腓神经腓肠肌坐骨神经坐骨神经脊柱骨脊柱骨股骨股骨坐骨神经骨二头肌半膜肌(2)完成坐骨神经-腓肠肌标本:将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎线剪断跟腱。用粗剪刀剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本（图5.1-4C)8．检验标本：用沾有任氏液的锌铜弓触与（或电刺激刺激）或用镊子夹持坐骨神经中枢端，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。【注意事项】1．避免血液污染标本，一旦污染不可水冲洗。防止压挤、牵拉损伤标本，不可用手与金属器械触碰神经干。2．在操作过程中，应随时给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。3．标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟，使标本兴奋性稳定，实验效果会较好。【思考题】1．用各种刺激检验标本兴奋性时，为什么要从中枢端开始？2.为什么不可用水冲洗标本？3.为什么锌铜弓可以检测神经-肌肉的兴奋性？

实验6神经反射生理实验【实验目的】1.通过对脊蛙的屈肌反射的分析，证明反射弧的组成，探讨反射弧的完整性与反射活动的关系；学习掌握反射时的测定方法；以蛙的屈肌反射为指标，观察脊髓反射中枢活动的某些基本特征，并分析它们产生可能的神经机制。2.学习暴露脊髓和分离脊神经背、腹根的方法，了解背根和腹根的不同机能。【实验原理】1.在中枢神经的参与下，机体对刺激所引起的反应过程称为反射。反射的结构基础是反射弧，它包括感受器、传入神经、反射中枢、传出神经、效应器等五个部分。有脑中枢整合的反射比较复杂，仅有脊髓中枢的反射为单纯反射，反射活动比较简单，便于观察、分析。反射弧的任何一个部分受到破坏，反射活动均不能实现。从刺激作用于感受器开始到效应器出现反射性反应为止所需要的时间叫反射时。不同程度的刺激引起的反射时是不同的，刺激越弱，反射时越长，刺激越强，反射时越短。2.在完成反射活动中，脊神经的背根和腹根分别起着传入和传出机能。背根是由传入神经纤维组成，腹根是由传出神经纤维组成。分别刺激背根和腹根就会出现相应的反应。实验6.1脊髓反射的基本特征和反射弧分析【材料和设备】蛙；蛙类手术器械；铁支架、刺激电极、棉球、纱布、滤纸片、烧杯、培养皿；小烧杯；秒表；硫酸（0.1%、0.3%、0.5%、1%）；【方法和步骤】1．制备脊蛙：用刺针或剪头毁脑（见实验5.4方法和步骤1），但要保留脊髓，故名脊蛙。用一小棉球塞入创口止血.将脊蛙俯卧位放在蛙板上，剪开右侧大腿皮肤，分离出坐骨神经，在其下方穿双线备用。然后用线穿过（或用夹子夹住）蛙的下颌，悬挂在铁支架上（图6.1-1），待蛙四肢松软后，进行以下实验。图6.1-1脊蛙反射实验2．屈腿反射观察：用盛在小烧杯中的0.1%图6.1-1脊蛙反射实验3．反射时测定：将脊蛙右后肢趾尖浸于0.1%硫酸溶液中，同时用秒表记录从浸入时起至腿发生屈曲时所需要的时间。重复三次，每次都需洗净、擦干，求其平均值，此值为反射时。4.不同刺激的反射时比较：按步骤3所述方法依次测定0.3%、0.5%、1%硫酸刺激所引起的屈肌反射的反射时。列表比较4种浓度的硫酸所测得的反射时是否相同。5.剥去皮肤效应：在左侧膝关节处将皮肤作一环形切口，剥掉足部皮肤（注意剥净），再用1%硫酸溶液刺激足趾，观察是否出现屈腿反射。洗净、擦干。5.剪断右侧坐骨神经效应：分离右侧坐骨神经，并将其作双结扎，从中间剪断，再用0.1%硫酸溶液刺激右侧足趾，观察是否出现屈腿反射。6．刺激神经中枢和外周端的比较：刺激右侧坐骨神经的中枢端，观察动物的同侧和对侧后肢活动有何不同。刺激右侧坐骨神经的外周端，观察同侧和对侧后肢有何反应。7．骚挠反射：将浸过0.1%硫酸溶液的滤纸片贴在蛙的腹部，观察动物的反应。洗净硫酸。8.捣毁脊髓效应：用毁髓针彻底捣毁脊髓，再重复以上实验，观察有何反应。【注意事项】1．制备脊蛙时，颅脑离断的部位要适当，太高因保留部分脑组织而可能出现自主活动，太低又可能影响反射的产生。2．用硫酸溶液或浸有硫酸的纸片处理蛙的皮肤后，应迅速用自来水清洗，以清除皮肤上残存的硫酸，并用纱布擦干，以保护皮肤并防止冲淡后续实验硫酸溶液的浓度。3．浸入硫酸溶液的部位应限于一个趾尖，每次浸泡范围、深度也应一致，切勿浸入太多。【实验结果】1.总结各项实验结果，分析其形成机制。2.指出各项反射活动的反射弧组成。【思考题】1.简述反射时与刺激强度之间的关系。2．右侧坐骨神经被剪断后，动物的反射活动发生了什么变化？这是损伤了反射弧的哪一部分？3．剥去趾关节以下皮肤后，不再出现原有的反射活动，为什么？4.刺激坐骨神经中枢端和外周端，反应有何不同？为什么刺激坐骨神经中枢端，同侧和对侧后肢表现出不同的反应？【可能出现的问题】在测反射时，有可能出现硫酸的浓度低，反而反射时短。这是因为随着实验进程，标本产生了适应性，反应灵敏性下降，因此浓度低时，反射时有可能更短。也可能是标本本身兴奋性就很低。【附】用生物信号采集系统测定反射时1．制备脊蛙，悬于万能支架上。2．将一细塑料皮导线以胶布固定在一后肢踝关节下，并将导线固定于支架上，但以不影响后肢屈曲为宜。导线一端与后肢被刺激的脚趾平齐。导线另一端与仪器的外接标记插孔上的输入线组中白色线的负极鳄鱼夹相连。3．将标记线正极的鳄鱼夹夹住盛0.1%硫酸的培养皿边缘，同时夹住金属导线一端，并使金属导线浸入硫酸液中，构成标记电路。这样当开启仪器后，脊蛙脚趾浸入硫酸液时，标记电路接通，标记“上移”并记出一直线。当脊蛙因刺激而出现曲反射时，趾尖离开硫酸溶液，回路中断，标记线又回到原位。根据上移直线的长度和走纸速度，可计算出反射时。用同样方法重复测三次，求出平均值。4．改用0.3%、0.5%、1%的硫酸溶液，分别重复测定三次，计算出平均值。这样测定的反射时较为准确，但应注意：（1）挂脊蛙的器具必须是绝缘的，以免因电流刺激而引起反射。（2）固定于后肢的导线，也必须与后肢绝缘。（3）刺激时，让后肢的导线尽可能靠近培养皿内夹的导线，或者让其接触。切勿使后肢置于两电极之间。否则就会电流通过脚趾而构成电刺激。实验6.2脊髓背根和腹根的机能【材料与设备】蛙；蛙手术器械；弯头金冠剪；刺激器；刺激电极；蛙板；蛙钉；滴管；任氏液；黑白细丝线【方法和步骤】1．制备脊蛙:见实验6.1。2.剥离脊柱骨：将脊蛙俯卧位固定于蛙板上。沿背部中线剪开皮肤，向前开口至耳后腺之间，向后开口至尾杆骨中段，把皮肤翻向两侧。用剪刀小心剪去脊椎两侧纵行的肌肉与椎间肌肉，露出椎柱骨（图6.2-1）。图6.2-1脊柱及椎骨结构图6.2-2示意脊髓及神经2．显露脊髓：用金冠剪从头端，先环形剪断环椎，然后将弯头金冠剪小心伸入椎管，自前向后剪断两侧椎弓图6.2-1脊柱及椎骨结构图6.2-2示意脊髓及神经3．分离脊神经：用眼科镊轻轻挑开灰黑色脊膜，用吸管吸取任氏液冲洗马尾部，小心识别第7—10对脊神经。辨认出相应的背根和腹根。背根发自脊髓背侧，腹根发自脊髓的腹侧。背根在近椎间孔附近，形成膨大的背根节。背根在形成背根节后，便与腹根相互合并。随后就又分成不同的二支。用玻璃针分离出一侧的一对背、腹根。将背根穿两条白色丝线，腹根穿两条色丝线备用。放松后肢。4．刺激背根效应：提起白色丝线，轻轻用电极钩起背根给以较弱单脉冲刺激，观察反应，记录结果。5．刺激腹根效应：用同样方法，刺激腹根并观察反应，记录结果。6．刺激背根中枢端和外周端效应：将两条白线双结扎背根后，从结间剪断，然后用电刺激背根的中枢端和外周端，并观察反应，记录结果。7．刺激腹根中枢端和外周端效应：用同样方法双结扎并剪断腹根，分别用电刺激背根的中枢端和外周端以与腹根的中枢端和外周端。观察反应，记录结果。【注意事项】背、腹根极易拉断，实验时必须小心，应保持其湿润。所有电刺激应用同一强度。刺激时，周围组织不应过分潮湿，以免电流扩散。3．选用的背、腹根必须是同一脊髓节段的一对神经根，否则不能比较其作用，同一节段的背根或腹根有一损坏，必须换另一节段的同一对背、腹根。【实验结果】总结各项实验结果，解释各种反应现象。【思考题】根据实验结果，说明背、腹根的机能。

实验7牛蛙骨骼肌生理实验【实验目的】1.学习神经-肌肉实验的电刺激方法和记录肌肉收缩的方法；观察刺激强度与肌肉收缩之间的关系；掌握阈刺激、阈下刺激、阈上刺激、最大（最适）刺激等概念。2.观察用不同频率的最适刺激刺激坐骨神经对腓肠肌收缩形式的影响与其特征。了解和掌握单收缩、复合收缩、强直收缩特征和形成的基本原理。【实验原理】1.神经和肌肉都具有兴奋性，受刺激时肌肉便会有收缩反应。对于单根神经纤维或肌纤维来说，对刺激的反应具有“全或无”的特性。神经-肌肉标本由许多兴奋性不同的神经纤维、肌纤维组成，在保持足够的刺激时间（脉冲波宽）不变时，过小刺激强度，不能引起肌肉收缩反应。随着刺激强度增加，少数兴奋性较高的运动单位兴奋，导致少数肌纤维收缩，刺激强度增加到某一临界值，肌肉表现出较小的张力变化，此时的刺激强度为阈强度，具有阈强度的刺激称阈刺激。此后，随着刺激强度的继续增加，会有较多的运动单位兴奋，肌肉收缩幅度与产生的张力也不断增加，此时的刺激均称为阈上刺激。当刺激强度增大到某一临界值时，所有的运动单位都被兴奋，引起肌肉最大幅度的收缩，产生的张力也最大，此后再增加刺激强度，也不会再引起反应的继续增加，这样，可引起神经、肌肉最大反应的最小刺激强度为最适刺激强度，该刺激叫最大刺激或最适刺激。2.若给予标本相继两个最适刺激，使两次刺激的间隔小于该肌肉收缩的总时程时，则会出现一连续的收缩，称复合收缩（或收缩总和）。若两个刺激的时间间隔短于肌肉收缩总时程，而长于肌肉收缩的潜伏期和缩短期时程，使后一刺激落在前一刺激引起肌肉收缩的舒张期内，则出现一次收缩尚未完全舒张又引起一次收缩；若两次刺激的间隔短于肌肉收缩的缩短期，使后一刺激落在前一次刺激引起收缩的缩短期内，则出现一次收缩正在进行接着又产生一次收缩，收缩的幅度高于单收缩的幅度。根据这个原理，若给予标本一连串的最适刺激，则因刺激频率不同会得到一连串的单收缩、不完全强直收缩或完全强直收缩的复合收缩。实验7.1刺激强度与肌肉收缩反应的关系【材料与设备】牛蛙；蛙类手术器械；生物信号采集处理系统；刺激电极；肌槽；蛙板；蛙钉；张力换能器；滴管；任氏液；黑白细丝线【方法和步骤】1．坐骨神经-腓肠肌标本的制备离体的坐骨神经-腓肠肌标本的制备：方法见实验5。在体的坐骨神经-腓肠肌标本的制备：步骤如下：(1)取一只牛蛙，洗净，破坏脑和脊髓。(2)剥离右后腿至根部的全部皮肤，然后将蛙腹位固定于蛙板上。(3)于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经游离，并在神经下穿线备用。然后分离腓肠肌的跟腱穿线结扎，连同结扎线将跟腱剪断，一直将腓肠肌分离到膝关节。(4)在膝关节旁钉蛙钉，以固定住膝关节。完成在体坐骨神经-腓肠肌标本制备。2．仪器与标本的连接有以下两种方式：(1)对于离体标本，将肌槽、张力换能器用双凹夹固定于支架上；标本的股骨残端插入肌槽的小孔内并固定之；腓肠肌跟腱上的连线连于张力换能器的应变片上（暂不要将线拉紧）。夹住脊椎骨碎片将坐骨神经轻轻平搭在肌槽的刺激电极上（图7.1-1)。肌槽电极神经-肌肉标本(2)对于在体标本，将腓肠肌跟腱扎线连于张力换能器的应变片上（暂不要将线拉紧）；将穿有线的坐骨神经轻轻提起，放在保护电极上，并保证神经与电极接触良好（图7.1-2肌槽电极神经-肌肉标本神经-肌肉标本电极换能器桥式放大器Powerlab拉长的状态（不宜过紧，但也不要太松）。将张力换能器的插头插入生物信号采集处理系统的桥式放大器端口，再将其输出插头插人Powerlab的输入通道插座（如Input1神经-肌肉标本电极换能器桥式放大器Powerlab3.实验项目打开计算机，进入“LabTutor实验”，选择“蛙骨骼肌实验”，下拉菜单点击“实验1骨骼肌单收缩”。按系统程序提示步骤进行实验操作与记录实验结果。【注意事项】1．刺激之后必须让标本休息一段时间，约0.5-1min。实验过程中标本的兴奋性会发生改变，因此还要抓紧时间进行实验。2．整个实验过程中要不断给标本滴加任氏液，防止标本干燥，保持其兴奋性。【可能出现的问题与解释】(1)未能找出最大刺激：虽已调至刺激器的最大刺激强度，但经液体介质短路后输出，强度有所降低，对刺激的神经仍不能达到最大刺激强度，此时可增大刺激波宽。(2)单收缩曲线忽高忽低：标本在任氏液中浸泡的时间不够，兴奋性不稳定；肌槽上液体堆积过多，造成短路使刺激强度不稳。(3)标本发生不规则收缩或痉挛：肌槽不干净，留有刺激物（如盐渍）；周围环境有干扰；仪器接地不良或人体感应带电，接触潮湿台面或支架等。【实验结果】1．标记刺激强度与肌肉收缩张力之间的关系曲线，剪辑、打印。2.分析骨骼肌单收缩波，确定阈下刺激、阈刺激、阈上刺激和最适刺激的数值。【思考题】1．引起骨骼肌组织兴奋的刺激必须具备哪些条件？2．何谓阈下刺激、阈刺激、阈上刺激和最适刺激？在阈刺激和最适刺激之间为什么肌肉的收缩随刺激强度增加而增加？3．实验过程中标本的阈值是否会改变？为什么？实验7.2骨骼肌收缩特性（单收缩、复合收缩、强直收缩）【材料与设备】牛蛙；蛙类手术器械；生物信号采集处理系统；刺激电极；肌槽；蛙板；蛙腿夹；张力换能器；滴管；任氏液；黑白细丝线【方法和步骤】1．制备坐骨神经-腓肠肌标本(见实验5或实验7.1-1)。2．仪器与标本的连接(见实验7.1-1、7.1-2)。3.实验项目打开计算机，进人“LabTutor实验”，选择“蛙骨骼肌实验”，下拉菜单分别点击“实验3肌肉收缩的总和”和“实验4强直收缩”。按系统程序提示步骤进行实验操作与记录实验结果。参考步骤：4.以波宽为1ms，从最小刺激强度开始逐渐增加刺激强度对肌肉进行刺激，找到刚刚引起肌肉最大收缩的刺激强度，即为该标本的最适刺激强度，整个实验过程中均固定在此刺激强度上（一般为5-7.5V)。5．用单刺激作用于坐骨神经，可记录到肌肉的单收缩曲线。图7.2-1刺激时间间隔、频率对骨骼肌收缩的影响复合收缩单收缩不完全强直收缩完全强直收缩刺激频率刺激时间间隔6．用双刺激作用于坐骨神经，使两次刺激间隔时间为0.06—0.08s图7.2-1刺激时间间隔、频率对骨骼肌收缩的影响复合收缩单收缩不完全强直收缩完全强直收缩刺激频率刺激时间间隔7．将刺激方式置于“连续”或“串刺激”，其余参数固定不变，用频率为1、6、10、15、20、30Hz的连续刺激作用于坐骨神经，可记录到单收缩、不完全强直收缩和完全强直收缩曲线（纸速2-10mm/s)（图8.2-1【注意事项】1．经常给标本滴加任氏液，保持标本良好的兴奋性。2．连续刺激时，每次刺激持续时间要保持一致，不得超过3-4s（为什么？），每次刺激后要休息30s以免标本疲劳。3．若刺激神经引起的肌肉收缩不稳定时，可直接刺激肌肉。4．可根据实际需要调整刺激频率。【可能出现的问题与解释】1．随着刺激频率增加，肌肉复合收缩的幅度不是逐渐升高，而是下降。这是由于标本保护不当，肌肉受损或疲劳，或刺激频率过高造成的。2．其余的参见实验8.1。【实验结果】标记单收缩、收缩总和、不完全强直收缩和完全强直收缩曲线，然后进行剪辑、打印、分析。【思考题】1．何为单收缩？单收缩的潜伏期包括了哪些时间因素？对有神经和无神经的标本有何差异？2．何为收缩总和、不完全强直收缩和完全强直收缩？它们是如何形成的？3．此次实验为什么要将刺激强度固定在最适刺激强度？4．为什么刺激频率增高，肌肉收缩的幅度也增高？

实验8牛蛙坐骨神经干生理实验【实验目的】1.观察蛙类坐骨神经干的单相、双相动作电位。识别、分析神经干动作电位的基本波形，测量其潜伏期、幅值以与时程。2.掌握测定坐骨神经干动作电位的绝对不应期和相对不应期的方法，并了解神经在兴奋过程中其兴奋性的规律性变化。3.掌握神经动作电位传导速度的测定方法以与低温对神经冲动传导速度的影响，理解兴奋传导的概念。【实验原理】1.在有效刺激作用下，神经纤维膜内外产生去极化，当其极化达到阈电位时，能诱发膜产生一次在神经纤维上可传导的快速电位反转，此即为动作电位（AP)。神经干动作电位是神经兴奋的客观标志，处于兴奋状态的部位相对静止部位而言，膜外电位呈负电性质，二者之间出现一个电位差。当神经冲动通过以后，膜外电位又恢复到静止时水平。如果两个引导电极置于正常完整的神经干表面，当神经干的一端兴奋之后，兴奋波先后通过两个电极处，便引导出两个方向相反的电位偏转，称为双相动作电位。如果两个引导电极之间神经组织有损伤，兴奋波只通过第一个引导电极，不能传至第二个引导电极，则只能引导出一个方向的电位偏转波形，称为单相动作电位。坐骨神经干包括多种类型的神经纤维成分，因此记录到的动作电位是它们电位变化的总和，因此神经干动作电位是一种复合动作电位。由于各类神经纤维的兴奋阈值各不相同，所以记录到的动作电位幅值在一定范围内可随刺激强度的变化而改变，这一点不同于单根神经纤维的动作电位。能使动作电位幅值达到最大的刺激强度为顶强度。2.刺激器输出两个电脉冲，通过调节两刺激脉冲间隔，可测得坐骨神经的绝对不应期和相对不应期。将两刺激脉冲间隔由最小逐渐增大时，开始只有第一个刺激脉冲产生动作电位，第二个刺激脉冲不产生动作电位，当两刺激脉冲间隔达到一定值时，此时第二个刺激脉冲刚好能引起一极小的动作电位，这时两刺激脉冲间隔即为绝对不应期。继续增大刺激脉冲间隔，这时由第二个刺激脉冲产生的动作电位逐渐增大，当两刺激间隔达到某一值时，此时由第二个刺激脉冲产生的动作电位，其大小刚好和由第一个刺激产生的动作电位相同，这时两刺激脉冲间隔即为相对不应期。继续增大刺激间隔，此时由两刺激脉冲产生的动作电位将始终保持完全一致。3.动作电位在神经纤维上的传导有一定的速度。不同类型的神经纤维动作电位传导速度各不相同。神经纤维越粗则传导速度越快。蛙类坐骨神经干传导速度（V）大约为35-40m/s。测定神经冲动在神经干上传导的距离（s)与通过这段距离所需的时间（t)，然后根据V=s/t实验8.1神经干动作电位的观察【材料与设备】牛蛙；蛙类手术器械；生物信号采集处理系统；神经标本屏蔽盒；蛙板；刺激电极；蛙钉；张力换能器；滴管；任氏液；黑白细丝线【方法和步骤】1．坐骨-胫、腓神经标本的制备制作方法基本同“坐骨神经-腓肠肌标本”的制备（见实验5.1)，但无需保留股骨和腓肠肌。坐骨神经干要求尽可能长些。在脊椎附近将神经主干结扎剪断。提起线头剪去神经干的所有分支和结缔组织，到达胭窝后，可继续分离出腓神经或胫神经，在靠近趾部剪断神经（见图5.1-4D)。将制备好的“坐骨-胫、腓神经标本”浸泡在任氏液中数分钟，待其兴奋性稳定后开始实验。2.仪器与标本的连接神经标本屏蔽盒Powerlab神经标本图8.1-1神经干动作电位观察的装置连接(1)用浸有任氏液的棉球擦拭神经标本屏蔽盒上的电极，标本盒内放置一块湿润的滤纸片，以防标本干燥。将两对记录电极分别连接到Powerlab的Input输入通道1和2，（通道1只在实验9.3中用）刺激电极连接到Powerlab的Ouput神经标本屏蔽盒Powerlab神经标本图8.1-1神经干动作电位观察的装置连接(2)将标本放在滤纸上片吸去过多的任氏液，然后平搭在屏蔽盒刺激电极、接地电极和引导电极上，并且使其近中枢端置于刺激电极上，远中枢端置于记录电极上（图8.1-1）。打开计算机，进入“LabTutor实验”，选择“蛙神经”，下拉实验菜单，点击“实验项目一测量神经兴奋阈值”。按系统程序提示操作实验。参考实验步骤：3.观察和测定双相动作电位(1)测定阈刺激和最大刺激：调节刺激强度，观察动作电位波形的变化。读出波宽为某一数值时的阈刺激和最大刺激（顶强度）。图8.1-2双相动作电位波形O:触发扫描开始；S:刺激伪迹；A:动作电位(2）测定动作电位振幅与时值：仔细观察双相动作电位的波形（图8图8.1-2双相动作电位波形O:触发扫描开始；S:刺激伪迹；A:动作电位(3）测定神经干的方向性：将神经干标本放置的方向倒换后，双相动作电位的波形有无变化？(4）测定电极的极性影响：电极将两根引导电极（r2、r2’）4．观察单相动作电位测定单相动作电位的幅值和时值：用镊子将两个引导电极（r2、r2’）之间的神经夹伤，或用一小块浸有3mol/LKCl溶液的滤纸片贴在第二个引导电极(r2【注意事项】1．各仪器应妥善接地，仪器之间、标本与电极之间应接触良好。2．制备标本时，神经纤维应尽可能长一些，将附着于神经干上的结缔组织膜与血管清除干净，但不能损伤神经干。3．经常滴加任氏液，保持神经标本湿润，但要用滤纸片吸去神经干上过多的任氏液。4．神经干不能与标本盒壁相接触，也不要把神经干两端折叠放置在电极上，以免影响动作电位的波形。【实验结果】观察双相动作电位和单相动作电位的波形，描述双相动作电位和单相动作电位特征？【思考题】1．什么叫刺激伪迹，是怎样发生的？怎样鉴别刺激伪迹和神经干动作电位？2．神经被夹伤或经KC1溶液处理后，动作电位的第二相为何消失？3．神经干动作电位与刺激强度有何关系？它与神经动作电位的“全或无”特性有矛盾吗？为什么？4．引导电极调换位置后，动作电位波形有无变化？为什么？实验8.2绝对不应期和相对不应期测定【材料与设备】见实验8.1【方法和步骤】1.坐骨-胫、腓神经标本的制备（方法见实验8.1）2．仪器连接和调试同实验8.1，只是刺激器方式需用“自动间隔调节”。打开计算机，进入“LabTutor实验”，选择“蛙神经”，下拉实验菜单，点击“实验项目二测量神经兴奋不应期的变化”。按系统程序提示操作实验。参考实验步骤：3．测定项目(1)顶强度的测定：用“自动幅度调节”刺激方式，找出该坐骨神经的刺激最大强度。动作电位刺激脉冲图8.2-1神经兴奋性测定相对不应期绝对不应期(2)绝对不应期的测定：用“自动间隔调节”方式刺激标本，强度为顶强度，当串间隔从最小逐渐动作电位刺激脉冲图8.2-1神经兴奋性测定相对不应期绝对不应期(3)相对不应期的测定：在观察项目（2)的基础上进一步增大串间隔，这时由第二个刺激脉冲引起的动作电位幅度逐渐增大，当第二个动作电位幅值刚好达到第一个动作电位幅值大小时，此时的串间隔即为相对不应期（图8.2-1）。(4)相对不应期与刺激强度的关系：重复以上实验，在相对不应期内增大测试刺激的强度，缩小的第二个动作电位幅度可达到第一个的水平。但如果是在绝对不应期内，虽然增大刺激强度，却不能引起神经的第二次兴奋。【注意事项】同实验8.1.【实验结果】观察神经不应期波形，整理打印结果，并标出不应期。【思考题】1．何谓不应期？不应期长短有何生理意义？2．神经干不应期与单根神经纤维不应期有何不同？3.如果刺激强度过大，能否测出相对不应期？实验8.3神经干动作电位传导速度测定【材料与设备】见实验8.1【方法和步骤】1.坐骨-胫、腓神经标本的制备（方法见实验8.1）2．仪器连接和调试：同实验8.1，只是需要两个通道同时记录。打开计算机，进入“LabTutor实验”，选择“蛙神经”，下拉实验菜单，点击“实验项目三传导速度”。按系统程序提示操作实验。参考实验步骤：3．动作电位传导速度的测定t1t2t1t2t图8.3-1动作电位传导速度测定(1)分别测量从刺激伪迹到两个动作电位起始点的时间，设上线的为t1下线的为t2（或可直接测量两个动作电位起点的间隔时间），求出t2-t1的时间差值。(2)测量标本屏蔽盒中两对引导电极相应的电极之间的距离s（即测定r1～r2的间距）。(3)将神经干标本置于4℃的任氏液中浸泡5min【注意事项】同实验9.1。测定动作电位传导速度时，两对引导电极间的距离应尽可能大。【实验结果】分别计算正常的神经干和低温浸泡后的神经干上动作电位传导速度：V=s/(t2-t1)。【思考题】1．为什么不用从刺激电极的阴极到第一个引导电极的距离除以t，直接计算神经动作电位传导速度？用一对引导电极能否测定神经动作电位传导速度？2．根据你的结果可推断蛙的坐骨神经干中的神经纤维主要属于哪种类型？3．将神经干标本置于4℃

实验9牛蛙心搏生理实验【实验目的】1.用结扎法观察牛蛙心脏的起搏点和心脏不同部位传导系统的自动节律性高低与兴奋传导的方向。2.学习蛙类心脏活动描记的方法，观察心肌收缩的特点并与骨骼肌加以比较。3.掌握离体蛙心灌流的方法，了解各种理化因素和药物对心脏活动的影响。【实验原理】1.心脏的特殊传导系统具有自动节律性，但各部分的自动节律性高低不同。两栖类动物的心脏起搏点是静脉窦（哺乳动物的是窦房结）。正常情况下，静脉窦（窦房结）的自律性最高，能自动产生节律性兴奋，并依次传到心房、房室交界区、心室，引起整个心脏兴奋和收缩，因此静脉窦（窦房结）是主导整个心脏兴奋和搏动的正常部位，被称为正常起搏点；其他部位的自律组织仅起着兴奋传导作用，若阻断心脏的正常传导，它们也可起到起搏点的作用，故称之为潜在起搏点。2.心肌属于横纹肌，因具其绝对不应期特别长，几乎占据了整个收缩期和舒张早期，在此期间内任何刺激均不能引起心肌的收缩，因此心肌不会产生强直收缩，心脏总是有节律的舒缩。心脏舒张早期之后则处于相对不应期，此时，给心室肌一次有效的刺激（阈上刺激），会引起心脏一次期前收缩，紧接着出现一次较长的间歇，称代偿性间歇。代偿间歇的出现是由于期前收缩也有绝对不应期，从静脉窦传来的正常节律性兴奋常落在期前收缩的绝对不应期中，也不能引起心脏收缩，要等下一个正常节律性兴奋传来，才能引起心脏收缩。这样，在期前收缩后有一个较长时间的代偿间歇。由于心肌细胞有分支，相邻心肌细胞之间以闰盘联结；同时在心脏中有特殊的传导系统能将心肌的兴奋迅速传导到整个心脏。因此，心脏的收缩表现出功能合胞体的特征。3.心脏的正常节律性活动需要一个适宜的内环境（如Na+,K+,Ca＋等的浓度与比例、PH和温度），而内环境的变化则直接影响到心脏的正常节律性活动。在体心脏还受交感神经和迷走神经的双重支配，交感神经末梢释放去甲肾上腺素，使心肌收缩力加强，传导速度加快，心率加快；迷走神经末梢释放乙酰胆碱，使心肌收缩力减弱，心肌传导速度减慢，心率减慢。将失去神经支配的离体心脏保持于适宜的理化环境中（如任氏液），在一定时间内仍能产生自动节律性兴奋和收缩。而改变任氏液的组成成分，离体心脏的活动就会受到影响。实验9.1蛙心起搏过程的观察与分析【材料与设备】牛蛙；蛙手术器械；弯头金冠剪；蛙板；蛙钉；滴管；任氏液；黑白细丝线；秒表【方法和步骤】1.在体蛙心的制备取蛙一只，破坏脑、脊髓后，背位固定于蛙板上，左手持镊子提起胸骨后端的皮肤剪一小口，然后向左、右两侧锁骨外侧剪开皮肤。把游离的皮肤掀向头端。再用镊子提起胸骨后方的腹肌，剪开一小口后，剪刀伸人胸腔（勿伤与心脏和血管），沿皮肤切口剪开胸壁，剪断左右乌喙骨和锁骨，使创口呈一倒三角形，充分暴露心脏部位。持眼科镊提起心包膜并用眼科剪剪开心包膜，暴露心脏。2.观察心脏的结构心室右主动脉左主动脉动脉圆锥新房右肝静脉心房心室静脉窦左肝静脉前腔静脉后腔静脉图9.1-1蛙心脏结构心脏腹面观心脏背面观自心脏腹面可观察到心室、心房，动脉球和主动脉（图9.1-1心室右主动脉左主动脉动脉圆锥新房右肝静脉心房心室静脉窦左肝静脉前腔静脉后腔静脉图9.1-1蛙心脏结构心脏腹面观心脏背面观3．观察心搏频率用蛙心夹提起心脏，从心脏背面观察静脉窦、心房和心室的跳动与心搏顺序。并记录每分钟搏动次数。4．斯氏第一结扎图9.1-2斯氏结扎部位分离主动脉干基部，在其下穿黑、白两条线，将心脏翻向头端，用黑线在心房和静脉窦之间（窦房沟）结扎，此结扎称为斯氏第一结扎（图9.1-2a)，以阻断静脉窦与心房之间的传导。此时心房、心室搏动均停止，但静脉窦仍搏动，记录其频率有无变化？如心房和心室出现搏动（复跳）时图9.1-2斯氏结扎部位斯氏第二结扎再用白线在心房和心室之间（房室沟）结扎，此结扎称为斯氏第二结扎（图9.1-2b)。此时心室搏动停止，但心房和静脉窦仍然搏动，记录各自的跳动频率。经过较长时间的间歇，如心室出现复跳，记录其间歇时间？记录心脏各部位跳动频率，有何变化？为什么？【注意事项】1.经常用任氏液润湿心脏，避免其干燥。2．如蛙心活动减弱时，可先在温任氏液中浸泡数分钟。3.结扎部位要准确地落在相邻部位的交界处，结扎时用力逐渐增加，直到心房或心室搏动停止。3．斯氏第一结扎后，若心室长时间不恢复跳动，进行斯氏第二结扎时则可能使心室恢复跳动。【实验结果】记录并分析各项观察结果。频率：次/min频率：次/min实验项目正常第一扎第二扎静脉窦心房心室【思考题】1．分析蛙心兴奋的正常起搏点与传导方向，各部分自律性的高低。2．何谓斯氏第一结扎和第二结扎？蛙心进行第一结扎之后为何出现较长时间的停搏？两次斯氏结扎之后，静脉窦、心房和心室搏动频率有何不同，为什么？3．如何证明蛙类心脏的起搏点是静脉窦？实验9.2蛙心的期前收缩与代偿间歇；【材料与设备】牛蛙；蛙手术器械；生物信号采集系统；张力换能器；双极刺激电极；蛙板；蛙钉；滴管；任氏液；黑白细丝线【方法和步骤】1．在体蛙心的制备：见实验9.1。2.连接实验装置于心舒张时迅速夹住蛙心尖（心收缩期夹取容易损伤蛙心），将蛙心夹上的细线与张力换能器相连，换能器插头插入桥式放大器，其输出插头插入Powerlab的pod输入通道。将双极刺激电极与心室接触良好并固定稳妥后，与Powerlab的刺激输出连接（图9.2-1）。图9.2-1在体蛙心肌收缩实验仪器连接方式张力换能器刺激电极Powerlab桥式放大器打开计算机，进入“LabTutor实验”，选择“蛙心”，下拉实验菜单图9.2-1在体蛙心肌收缩实验仪器连接方式张力换能器刺激电极Powerlab桥式放大器参考实验步骤：3．实验项目(1)描记正常心搏曲线，观察曲线的收缩相和舒张相。图9.2-2期前收缩与代偿间歇E．期前收缩；P．代偿间隙；a和图9.2-2期前收缩与代偿间歇E．期前收缩；P．代偿间隙；a和b：刺激落在有效不应期，无反应；c和d：刺激都落在相对不应期，产生期前收缩与代偿间隙(3)用同等强度的单个阈上刺激在心室舒张早期之后的不同时段刺激心室，观察有无期前收缩出现。(4)以上刺激若能引起期前收缩，观察其后有无代偿间歇出现（图9.2-2P）？(5)短时间内改变刺激强度在心室舒张早期之后的同一时段，刺激心室，观察心室收缩的幅度是否发生变化？(6)用连续的刺激刺激心室肌，观察心脏是否会出现强直收缩？【注意事项】1．经常给心脏滴加任氏液，以保持心脏适宜的环境。2．张力传感器与蛙心夹之间的细线应保持适宜的紧张度。3．双极刺激电极与心室接触良好的同时，还应尽量不让其阻碍心脏的自发收缩。4．实验项目(5)要严格掌握刺激时间和时段。5．夹蛙心夹时，不宜夹的面积太大，以免影响或损伤心室，而夹的面积太小，又容易滑脱。【实验结果】1．剪贴记录曲线，做好标记，并分析讨论。2．如果以刺激强度为横坐标，心脏收缩幅度为纵坐标，作心脏收缩强度曲线，该曲线应有何特点？为什么？【思考题】1．何谓期前收缩和代偿间隙？心肌有较长的不应期有何生理意义？2．代偿间隙是如何产生的，期前收缩之后一定有代偿间隙吗？实验9.3牛蛙离体心脏灌流【材料与设备】牛蛙；蛙手术器械；蛙心夹；蛙心套管；生物信号采集系统；蛙板；滴管；试管夹；黑白细丝线；任氏液；