实验四 酵母菌的形态观察

实验四酵母菌的形态观察,死活细胞鉴别,微生物测量技术,显微镜直接计数法生物科学贺冰冰040012010025周二9、0节一实验目的1．观察酵母菌的形态及出芽生殖方式，学习区分酵母菌死活细胞的实验方法；掌握酵母菌的一般形态特征及其与细菌的区别。2.了解目镜测微尺和镜台测微尺的构造及使用原理，掌握测定微生物细胞大小的方法.3.了解血球计数板的构造和使用方法,学会用血球计数板对酵母细胞进行计数。二实验原理美蓝是一种无毒性的染料，它的氧化型呈蓝色，还原型无色。用美蓝对酵母的活细胞进行染色时，由于细胞的新陈代谢作用，细胞内具有较强的还原能力，能使美蓝由蓝色的氧化型变为无色的还原型。因此，具有还原能力的酵母细胞是无色的，而死细胞或代谢作用微弱的衰老细胞则呈蓝色或淡蓝色。微生物细胞的大小是微生物重要的形态特征之一，由于菌体微小，只能在显微镜下测量。用于测量微主物细胞大小的工具有目镜测微尺和镜台测微尺。目镜测微尺是一块圆形玻片，在玻片中央把5mm长度刻成50等分，或把10mm长度刻成100等分。测量时，将其放在接目镜中的隔板上(此处正好与物镜放大的中间物像重叠)用于测量经显微镜放大后的细胞物象。由于不同目镜、物镜组合的放大倍数不相同，目镜测微尺每格实际表示的长度也不一样，因此目镜测微尺测量微生物大小时须先用置于镜台上的镜台测微尺校正，以求出在一定放大倍数下，目镜测微尺每小格所代表的相对长度。镜台测微尺是中央部分刻有精确等分线的专用载玻片，一般将lmm等分为100格，每格长10μm，每格长（0.01mm），是专门用来校正目镜测微尺的。校正时，将镜台测微尺放在载物台上，由于镜台测微尺与细胞标本是处于同一位置，都要经过物镜和目镜的两次放大成像进入视野，即镜台测微尺随着显微镜总放大倍数的放大而放大，因此从镜台测微尺上得到的读数就是细胞的真实大小，所以用镜台测微尺的已知长度在一定放大倍数下校正目镜测微尺，即可求出目镜测微尺每格所代表的实际长度，然后移去镜台测微尺，换上待测标本片，用校正好的目镜测微尺在同样放大倍数下测量微生物细胞大小。利用血球计数板在显微镜下直接计数，是一种常用的微生物计数方法。此法的优点是直观、快速。将经过适当稀释的菌悬液（或孢子悬液）放在血球计数板载玻片与盖玻片之间的计数室中，在显微镜下进行计数。由于计数室的容积是一定的（0．1mm2），所以可以根据在显微镜下观察到的微生物数目来换算成单位体积内的微生物总数目。由于此法计得的是活菌体和死菌体的总和，故又称为总菌计数法。血球计数板，通常是一块特制的载玻片，其上由四条槽构成三个平台。中间的平台又被一短横槽隔成两半，每一边的平台上各刻有一个方格网，每个方格网共分九个大方格，中间的大方格即为计数室，微生物的计数就在计数室中进行。计数室的刻度一般有两种规格，一种是一个大方格分成16个中方格，而每个中方格又分成25个小方格；另一种是一个大方格分成25个中方格，而每个中方格又分成16个小方格。但无论是哪种规格的计数板，每一个大方格中的小方格数都是相同的，即16×25=400小方格。每一个大方格边长为1mm，则每一大方格的面积为1mm2，盖上盖玻片后，载玻片与盖玻片之间的高度为0．1mm，所以计数室的容积为0．1mm3。在计数时，通常数五个中方格的总菌数，然后求得每个中方格的平均值，再乘上16或25，就得出一个大方格中的总菌数，然后再换算成1ml菌液中的总菌数。下面以一个大方格有25个中方格的计数板为例进行计算：设五个中方格中总菌数为A，菌液稀释倍数为B，那么，一个大方格中的总菌数因1ml=1cm3=1000mm3，故1ml菌液中的总菌数=A/5*25*10*1000*B同理，如果是16个中方格的计数板，设五个中方格的总菌数为A＇，则1ml菌液中的总菌数=A’/5*16*10*1000*B’三实验器材1菌种:培养48h的酵母菌．2染色液和试剂：0.05%、0.1%吕氏碱性美蓝．3器材：显微镜、血球计数板、目镜测微尺、镜台测微尺、盖玻片、吸水纸、计数器、移液器、擦镜纸。四实验方法1目微尺的校正：把Olympus目镜的下部罗圈旋下，将目镜测微尺的刻度朝下轻轻地装入目镜的隔板上，把镜台测微尺置于载物台上，刻度朝上。先用低倍镜观察，对准焦距，视野中看清镜台测微尺的刻度后，转动目镜，使目镜测微尺与镜台测微尺的刻度平行，移动推动器，使两尺重叠，再使两尺的“0”刻度完全重合，定位后，仔细寻找两尺第二个完全重合的刻度，计数两重合刻度之间目镜测微尺的格数和镜台测微尺的格数。因为镜台测微尺的刻度每格长10μm，所以由下列公式可以算出目镜测微尺每格所代表的实际长度。用同法分别校正在低倍镜下和高倍镜下目镜测微尺每小格所代表的长度。2酵母菌形态观察及死活细胞鉴别1）制片：在一个载玻片上分别滴0.05%、0.1%吕氏碱性美蓝各1滴，无菌操作取酵母菌，在染液中分别混匀，盖上盖玻片，静置5分钟。2）镜检：在显微镜高倍镜下观察酵母菌的形态及出芽生殖方式。3）计数死活细胞：死细胞为染为兰色的细胞，活细胞为无色细胞，分别计数，并隔5-15分钟检测一下死活细胞数，比较其死活细胞的比例变化。3细胞大小的测定：移去镜台测微尺，换上酵母菌染色片，先在低倍镜下找到目的物，然后在高倍镜下用目镜测徽尺来测量酵母菌菌体的长，宽各占几格（不足一格的部分估计到小数点后一位数）。测出的格数乘上目镜测微尺每格的校正值，即等于该菌的长和宽。一般测量菌体的大小要在同一个标本片上测定10～20个菌体，才能代表该菌的大小。待测微生物需用培养至对数生长期的菌体进行测定。4显微镜直接计数酵母菌液浓度：2）酵母菌液的制备：无菌操作用接种环从斜面中取一环酵母菌，置于无菌水中振荡制成菌悬液．2）加样品：将清洁干燥的血球计数板盖上盖玻片，再用无菌的吸头将酵母菌液由盖玻片边缘滴一小滴（不宜过多），让菌液沿缝隙靠毛细渗透作用自行进入计数室，一般计数室均能充满菌液。注意不可有气泡产生。3）显微镜计数：静置5分钟后，将血球计数板置于显微镜载物台上，先用低倍镜找到计数室所在位置，然后换成高倍镜进行计数。在计数前若发现菌液太浓或太稀，需重新调节稀释度后再计数。一般样品稀释度要求每小格内约有5—10个菌体为宜。每个计数室选5个中格（可选4个角和中央的中格）中的菌体进行计数。位于格线上的菌体一般只数上方和右边线上的。如遇酵母出芽，芽体大小达到母细胞的一半时，即作两个菌体计数。计数一个样品要从两个计数室中计得的值来计算样品的含菌量。五实验结果1绘图说明酵母菌形态及出芽方式。2目镜测微尺校正结果（填表）．0.1%美兰在40倍物镜下12345678910平均值宽度/μｍ196.0215.6245.0264.6294.0176.4147.0313.6245.0127.4222.5长度/μｍ205.8245.0333.2313.6294.0205.8196.0352.8284.2235.2245.93酵母菌大小测定结果（填表）．微生物名称目镜测微尺每格代表长度表长度/um宽长菌体大小范围目镜测微尺格数宽度/um目镜测微尺格数长度/um酵母菌103.39643.9543.39×3.95um4显微镜直接计数实验结果（填表并计算浓度）：各中格中菌数AB菌数ml二室平均12345第一室60867272076862433921169600000170500000第二室71270967065068734281171400000六思考题1为什么目测尺使用前必须校正？答：目镜测微尺是一块圆形玻片，在玻片中央把5mm长度刻成50等分，或把10mm长度刻成100等分。测量时，将其放在接目镜中的隔板上(此处正好与物镜放大的中间物像重叠)用于测量经显微镜放大后的细胞物象。由于不同目镜、物镜组合的放大倍数不相同，目镜测微尺每格实际表示的长度也不一样，因此目镜测微尺测量微生物大小时须先用置于镜台上的镜台测微尺校正，以求出在一定放大倍数下，目镜测微尺每小格所代表的相对长度2不同美蓝浓度和作用时间对酵母菌死活细胞的比例有何影响？答：0.05%的美蓝溶液中酵母菌死活细胞的比例大约为1：40.1%的美蓝溶液中酵母菌死活细胞的比例大约为2：3通过实验观察，时间越长酵母菌死活细胞的比例越大40倍目镜下菌的颜色第一组（刚盖上盖玻片）第二组（5分钟后）第三组（10分钟后）0.1%的美兰溶液下酵母菌个数蓝色（死）5579113透明（活）10896460.05%的美兰溶液下酵母菌个数蓝色（死）264970透明（活）205182154由数据可知，高浓度美兰溶液（0.1%）第一组死活比例，死细胞占总体的33.7%。第二组死活比例，死细胞占总体的45.1%。第三组死活比例，死细胞占总体的71.1%0.05%的美兰溶液（低浓度）第一组死活比例，死细胞占总体的9.6%第二组死活比例，死细胞占总体的21.1%第三组死活比例，死细胞占总体的31.3%3根据你实验的体会，说明用血球计数板计数的误差主要来自哪些方面？应如何尽量减少误差，力求准确？血细胞计数的误差分别来源于技术误差和固有误差。其中由于操作人员采血不顺利，器材处理、使用不当，稀释不准确，细胞识别错误等因素所造成的误差属技术误差；而由于仪器（计数板、盖片、吸管等）不够准确与精密带来的误差称仪器误差，由于细胞分布不均匀等因素带来的细胞计数误差属于分布误差或计数域误差（filederror）。仪器误差和分布误差统称为固有误差或系统误差。技术误差和仪器误差可通过规范操作、提高熟练程度和校正仪器而避免或纠正，但细胞分布误差却难于彻底消除。因此，搞好红细胞计数的质量控制一般需采用以下措施。1．避免技术误差，纠正仪器误差（1）所用器材均应清洁干燥，计数板、血盖片、微量吸管及刻度吸管的规格应符合要求或经过校正。①计数板的鉴定：要求计数室的台面光滑、透明，划线清晰，计数室划线面积准确。必要时采用严格校正的目镜测微计测量计数室的边长与底面积，用微米千分尺测量计数室的深度。美国国家标准局（NBS）规定每个大方格边长的误差应小于1%，即1±0.01mm，深度误差应小于2%，即0.1±0.002mm。若超过上述标准，应弃之不用。②血盖片应具有一定的重量，平整、光滑、无裂痕，厚薄均匀一致，可使用卡尺多点测量（至少在9个点），不均匀度在0.002mm之内。必要时采用平面平行仪进行测量与评价，要求呈现密集平行的直线干涉条纹。最简单的评价方法是将洁净的盖片紧贴于干燥的平面玻璃上，若能吸附一定的时间不脱落，落下时呈弧线形旋转，表示盖片平整、厚薄均匀。同时，合格的盖片放置在计数室表面后，与支持柱紧密接触的部位可见到彩虹。精选出的盖片与其他盖片紧密重合后，在掠射光线下观察，如见到完整平行的彩虹条纹表示另一枚盖片质量也符合要求。③目前临床实验室多采用一次性微量采血管采集毛细血管血，除注意定点购买使用信誉较好厂家的产品外，还应对每一批量的采血管进行抽样检查，可通过水银称重法或有色溶液比色法进行校正，误差不应超过±1%。（2）红细胞稀释液应等渗、新鲜、无杂质微粒。（3）严格操作，从消毒、采血、稀释、充池到计数都应规范，尤其应注意的是血样稀释及充池时既要作到充分混匀，又要防止剧烈震荡为破坏红细胞。必须一次性充满计数室，防止产生气泡，充入细胞悬液的量以不超过计数室台面与血盖片之间的矩形边缘为宜。（4）报告法定计量单位。2．缩小计数域误差或分布误差由于血细胞在充入计数室后呈随机分布或称Poisson分布（），而我们所能计数的细胞分布范围是有限的，由此造成的计数误差称为计数域误差或分布误差。缩小这种误差的有效方法就是尽量扩大细胞计数范围和计数数目，一般先进行误差估计，然后决定所需计数的数目和计数范围，只要能将误差控制在允许范围内即可。Berkson指出，当使用同一支吸管、同一面计数室，计数0.2mm2面积的细胞数，有望将CV控制在可接受的7%以内。对于红细胞计数而言，由于红细胞数量较多，在计数室中显得比较“拥挤”，根据Poisson公式（）推断，。欲将误差控制在变异百分数5%以内，至少需要在计数室中计数400个红细胞，因此要求计数五个中方格的红细胞。事实上Berkson还通过实验证明，红细胞的计数域误差为s=0.92，较理论误差（Poisson分布误差）要小。3．排除异