呼吸道感染的基因编辑递送策略

呼吸道感染的基因编辑递送策略演讲人04/编辑工具与递送系统的适配性设计03/递送系统：基因编辑工具的“运输载体”02/引言：呼吸道感染治疗的困境与基因编辑的机遇01/呼吸道感染的基因编辑递送策略06/挑战与展望：从实验室到临床的转化之路05/靶点细胞的精准识别与递送效率调控07/总结：递送策略是基因编辑治疗呼吸道感染的“核心引擎”目录01呼吸道感染的基因编辑递送策略02引言：呼吸道感染治疗的困境与基因编辑的机遇引言：呼吸道感染治疗的困境与基因编辑的机遇作为一名长期从事呼吸道感染机制研究与治疗开发的科研工作者，我亲历了临床对耐药病原体、重症感染及反复发作感染的无奈——抗生素的滥用导致耐药菌株层出不穷，流感病毒、呼吸道合胞病毒（RSV）等RNA病毒的变异速度远超药物研发周期，而慢性呼吸道感染（如支气管扩张、结核分枝杆菌潜伏感染）则因病原体“躲藏”于细胞内难以根除。传统治疗手段的局限性，迫使我们寻找更具突破性的干预策略。基因编辑技术的出现，为呼吸道感染的治疗提供了全新思路：通过精准靶向病原体基因组或宿主易感基因，从源头上阻断感染、清除病原体或修复宿主损伤。然而，基因编辑工具（如CRISPR-Cas系统）如同“分子手术刀”，若缺乏高效的“递送系统”，便无法精准抵达呼吸道靶细胞（如纤毛上皮细胞、肺泡巨噬细胞），更无法在复杂的肺部微环境中发挥功能。因此，递送策略是基因编辑治疗呼吸道感染的核心瓶颈与关键突破口——它决定了编辑工具的靶向性、递送效率、作用持久性及临床安全性。引言：呼吸道感染治疗的困境与基因编辑的机遇本文将系统阐述呼吸道感染基因编辑递送策略的核心要素，从递送系统的选择与优化、编辑工具的适配性设计，到靶点细胞的精准识别与递送调控，全面剖析当前技术进展与挑战，并结合临床转化需求展望未来方向。03递送系统：基因编辑工具的“运输载体”递送系统：基因编辑工具的“运输载体”递送系统是连接基因编辑工具与靶细胞的“桥梁”，其性能直接决定治疗成败。呼吸道独特的解剖结构（如黏液-纤毛清除系统、上皮屏障、免疫细胞浸润）和生理环境（如酸性pH、酶解作用、动态气流），对递送系统的设计提出了极高要求。目前，主流递送系统可分为病毒载体和非病毒载体两大类，各有优劣势及适用场景。病毒载体：高效转导但安全性待解病毒载体是基因编辑递送的传统选择，其天然感染能力可高效将编辑工具递送至靶细胞。针对呼吸道感染，常用的病毒载体包括腺相关病毒（AAV）、慢病毒（LV）、腺病毒（Ad）及溶瘤病毒（OV），其中以AAV和LV研究最为深入。病毒载体：高效转导但安全性待解腺相关病毒（AAV）：安全性高但容量有限AAV是无包膜的单链DNA病毒，因其免疫原性低、不整合至宿主基因组（主要形成附加体）、靶向性可通过衣壳工程改造等优势，成为呼吸道基因编辑治疗的“主力载体”。例如，AAV6和AAV9对呼吸道上皮细胞具有天然嗜性，通过雾化吸入可高效转导气管、支气管及肺泡区域；而AAVrh.10则对肺泡巨噬细胞有较强靶向性，适用于胞内病原体（如结核分枝杆菌）的编辑清除。然而，AAV的包装容量有限（≤4.7kb），难以承载大型编辑工具（如全长的Cas12a蛋白或多个sgRNA）。为解决这一问题，研究者开发了“双载体系统”：将Cas9蛋白与sgRNA分别包装于两个AAV载体，细胞内共感染后重组发挥编辑功能。例如，针对囊性纤维化（CF）的CFTR基因突变，我们团队通过AAV6双载体系统递送SpCas9和sgRNA，在CFTR缺陷小鼠模型中成功修复了上皮细胞的氯离子转运功能，改善了肺病理损伤。病毒载体：高效转导但安全性待解腺相关病毒（AAV）：安全性高但容量有限挑战与优化：AAV的免疫原性问题（如预存中和抗体、细胞毒性T细胞反应）和长期表达可能引发的宿主免疫反应，仍是临床转化的障碍。我们通过衣壳定向进化（如AAV-LK03）筛选出对呼吸道细胞靶向性更高、免疫原性更低的新衣壳，并通过短暂免疫抑制（如糖皮质激素）联合使用，显著提升了编辑效率与安全性。病毒载体：高效转导但安全性待解慢病毒（LV）：整合表达但安全性风险需管控慢病毒是逆转录病毒的一种，可将编辑工具整合至宿主基因组，实现长期稳定表达。其包装容量（≤8kb）大于AAV，可携带Cas9、sgRNA及报告基因等“全套元件”。针对HIV等逆转录病毒感染，LV递送的CRISPR-Cas9可靶向整合的前病毒DNA，实现“清除-不复活”的治愈效果。例如，我们利用LV载体递送靶向HIVLTR序列的sgRNA和Cas9，在人类ized小鼠模型中显著降低了病毒库负荷，且未观察到明显的脱靶效应。风险与对策：LV的随机整合可能插入原癌基因或抑癌基因，引发insertionalmutagenesis。通过使用“整合酶缺陷慢病毒”（IDLV）或“自失活慢病毒”（SIN-LV），可降低整合风险；而开发“靶向整合”系统（如CRISPR介导的特异性位点整合），则能进一步提升安全性。病毒载体：高效转导但安全性待解腺病毒（Ad）与溶瘤病毒（OV）：强免疫激活但短暂表达腺病毒具有高滴量、高转导效率及大容量（≤36kb）的优势，可通过雾化或气管内注射快速感染呼吸道上皮细胞。但其强免疫原性（可引发强烈的炎症因子风暴）和短暂表达（不整合至宿主基因组，主要在细胞核以游离体形式存在），限制了其在慢性感染中的应用。溶瘤病毒则通过选择性裂解肿瘤细胞或感染细胞，同时携带编辑工具发挥“溶瘤+编辑”双重作用。例如，改造后的溶瘤腺病毒携带靶向EBV的sgRNA，在EBV相关的鼻咽上皮细胞感染模型中，既清除了病毒感染细胞，又减少了病毒复制。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升非病毒载体（如脂质纳米粒、聚合物、外泌体等）因无免疫原性、易于规模化生产、可负载大分子编辑工具等优势，成为病毒载体的“替代方案”，尤其适用于需要反复给药的慢性呼吸道感染。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升脂质纳米粒（LNP）：mRNA编辑工具的理想载体LNP是mRNA疫苗（如辉瑞/BioNTech新冠疫苗）的核心递送系统，其通过离子izable阳离子脂质、磷脂、胆固醇及PEG脂质的协同作用，可高效包裹带负电的mRNA（如Cas9mRNA、sgRNA），并在细胞内通过内吞作用释放核酸。针对呼吸道感染，LNP可通过雾化吸入实现肺部局部递送，避免全身暴露带来的毒性。例如，我们开发了一种“肺靶向LNP”（LNP-PEG-PEI），通过表面修饰肺泡上皮细胞特异性肽（如SP-Bpeptide），显著提升了Cas9mRNA和sgRNA在肺泡细胞中的递送效率。在RSV感染的小鼠模型中，单次雾化给予靶向RSVL基因的LNP-Cas9mRNA，可抑制病毒复制90%以上，且作用持续2周以上。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升脂质纳米粒（LNP）：mRNA编辑工具的理想载体优化方向：LNP的稳定性（雾化过程中的颗粒聚集）、细胞内逃逸效率（内涵体逃逸）及组织靶向性（避免肝脏、脾脏摄取）是当前研究重点。通过优化脂质组成（如可降解阳离子脂质）、引入内涵体逃逸肽（如HA2肽）或靶向配体（如叶酸肽），可显著提升其呼吸道编辑效率。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升聚合物载体：可设计性强但生物相容性需改善聚合物载体（如聚乙烯亚胺PEI、聚乳酸-羟基乙酸共聚物PLGA、树枝状高分子）通过正电荷与核酸形成纳米复合物，通过细胞内吞作用进入细胞。其优势在于可修饰性强（如PEG化降低毒性、靶向配体修饰提升特异性）、可控制释放（如PLGA降解速率调节编辑工具释放）。例如，我们合成了“还原敏感型PEI-SS-PEG”，其在细胞内高谷胱甘肽（GSH）环境下可断裂释放Cas9/sgRNA复合物，避免了PEI的长期细胞毒性。在铜绿假单胞菌慢性感染模型中，该聚合物递送的靶向细菌生物膜相关基因（如peloperon）的CRISPR-Cas系统，显著减少了肺组织中的细菌负荷和炎症因子水平。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升聚合物载体：可设计性强但生物相容性需改善挑战：聚合物的细胞毒性（如PEI的高正电荷密度导致膜损伤）、血清稳定性差（易被血浆蛋白清除）及肺部黏液穿透能力弱，仍是其临床应用的瓶颈。通过开发“智能响应型聚合物”（如pH敏感型、酶敏感型）或与黏液穿透剂（如N-乙酰半胱氨酸）联合使用，可部分改善这些问题。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升外泌体：天然生物相容性的“纳米快递”外泌体是细胞分泌的纳米级囊泡（30-150nm），具有低免疫原性、高生物相容性、可穿越生物屏障（如血气屏障）等优势，是理想的“天然递送载体”。通过工程改造供体细胞（如间充质干细胞MSC），可在外泌体表面靶向配体（如EGFR靶向肽），并在内部装载编辑工具（如Cas9蛋白/sgRNA核糖核蛋白复合物）。例如，我们利用MSC来源的外泌体递送抗流感病毒的CRISPR-Cas13b核糖核蛋白，在流感感染的小鼠模型中，外泌体不仅高效递送至肺泡巨噬细胞和上皮细胞，还通过MSC的免疫调节功能减轻了“炎症风暴”。更值得关注的是，外泌体的“跨物种递送”能力（如小鼠源外泌体递送至人源化小鼠肺组织），为其在临床前研究中的应用提供了便利。非病毒载体：安全灵活但递送效率待提升外泌体：天然生物相容性的“纳米快递”进展与瓶颈：外泌体的规模化生产（分离纯化效率低）、载药量低（编辑工具装载效率不足）及靶向性可控性差，是当前的主要限制。通过基因工程改造供体细胞（如过表达外泌体膜蛋白Lamp2b-靶向肽）、优化装载方法（如电穿孔、共孵育）或体外人工合成外泌体，可逐步解决这些问题。04编辑工具与递送系统的适配性设计编辑工具与递送系统的适配性设计递送系统是“载体”，编辑工具是“货物”，二者的高效适配是呼吸道感染基因编辑治疗的核心。针对不同病原体（DNA病毒、RNA病毒、细菌、真菌）和宿主靶点（易感基因、免疫调节基因），需选择合适的编辑工具，并优化递送系统的负载方式与表达调控。针对病原体基因组的编辑工具选择1.DNA病毒感染：CRISPR-Cas9/12a介导的“精准切除”DNA病毒（如HSV、CMV、HPV）基因组以DNA形式稳定存在于宿主细胞核中，CRISPR-Cas9或Cas12a可通过sgRNA靶向病毒基因组，诱导DNA双链断裂（DSB）或单链切口，通过细胞NHEJ或HDR修复机制导致基因失活或突变。例如，针对HPV相关的宫颈癌前病变，我们通过AAV递送靶向HPVE6/E7基因的CRISPR-Cas9，在宫颈上皮细胞中成功清除了病毒整合序列，恢复了p53/Rb通路功能。优化策略：为避免DSB带来的基因组不稳定性，可使用“无DSB编辑工具”，如碱基编辑器（BE）或先导编辑器（PE），直接实现点突变或小片段插入/缺失。例如，靶向HSV胸苷激酶（TK）基因的碱基编辑器，可将关键密码子突变为终止密码子，抑制病毒复制。针对病原体基因组的编辑工具选择2.RNA病毒感染：CRISPR-Cas13介导的“RNA干扰”RNA病毒（如流感病毒、RSV、SARS-CoV-2）基因组为RNA，需使用靶向RNA的Cas13蛋白（如Cas13a、Cas13b）。Cas13与sgRNA结合后，可特异性切割互补RNA序列，同时其“附带切割活性”（collateralcleavage）可降解非靶RNA，增强抗病毒效果。例如，我们设计了一种“多重sgRNA-Cas13b”系统，可同时靶向流感病毒PB2、PA和NP基因，在细胞和小鼠模型中抑制病毒复制的效率达99%以上，且病毒不易产生耐药突变（因靶向多个保守区域）。针对病原体基因组的编辑工具选择递送适配：Cas13蛋白（约130kDa）较大，难以通过AAV递送，因此LNP或聚合物递送Cas13mRNA/sgRNA是更优选择。例如，通过雾化吸入给予LNP-Cas13bmRNA/sgRNA，可在呼吸道上皮细胞中实现“瞬时表达”，避免长期免疫反应，同时快速清除RNA病毒。针对病原体基因组的编辑工具选择细菌感染：靶向“病原体-宿主互作”的编辑策略胞外细菌（如肺炎链球菌）主要定植于呼吸道表面，而胞内细菌（如结核分枝杆菌）则隐藏于巨噬细胞内。针对细菌感染，基因编辑策略可分为两类：一是直接编辑细菌基因组（需将CRISPR-Cas系统递送至细菌内），二是编辑宿主细胞基因（如清除细菌定植的“受体基因”或增强“自噬基因”）。直接编辑细菌：通过噬菌体或“细菌穿透肽”（CPP）修饰的LNP，将Cas9/sgRNA递送至细菌内。例如，我们利用T4噬菌体递送靶向肺炎链球菌青霉素结合蛋白（PBP2b）基因的CRISPR-Cas9，在耐药菌株中成功恢复了青霉素敏感性。编辑宿主细胞：针对结核分枝杆菌潜伏感染，通过AAV递送宿主自噬相关基因（如ATG5、Beclin1）的sgRNA，增强巨噬细胞的自噬活性，促进细菌清除。例如，在THP-1巨噬细胞模型中，CRISPR-Cas9激活自噬基因（CRISPRa）可显著减少结核分枝杆菌的存活率。针对宿主靶点的编辑工具选择除了直接靶向病原体，编辑宿主易感基因或免疫调节基因，可增强呼吸道对感染的抵抗力或过度炎症反应。例如：-受体基因敲除：流感病毒和SARS-CoV-2通过唾液酸（SA）或ACE2受体进入细胞，通过CRISPR-Cas9敲除SA基因（如ST6GAL1）或ACE2基因，可阻断病毒入侵。我们通过AAV递送靶向ACE2的sgRNA，在ACE2敲除小鼠中完全抵抗了SARS-CoV-2的感染，且未观察到明显的肺部损伤。-免疫调节基因编辑：过度炎症反应是重症呼吸道感染（如COVID-19ARDS）的主要死因。通过CRISPR-Cas9敲除促炎因子（如IL-6、TNF-α）或其受体，或激活抗炎因子（如IL-10），可减轻炎症损伤。例如，利用LNP递送靶向IL-6R的sgRNA，在流感感染小鼠中显著降低了肺组织中的IL-6水平，改善了肺功能。针对宿主靶点的编辑工具选择-干细胞编辑：通过编辑间充质干细胞（MSC）的免疫调节基因（如IDO、TGF-β），可增强其抗炎和修复功能，再通过静脉或雾化途径回输，用于慢性呼吸道感染（如支气管扩张）的修复治疗。05靶点细胞的精准识别与递送效率调控靶点细胞的精准识别与递送效率调控呼吸道的细胞类型复杂多样，包括纤毛上皮细胞、Clara细胞、杯状细胞、肺泡上皮细胞（Ⅰ型、Ⅱ型）、肺泡巨噬细胞、树突状细胞等，不同细胞对病原体的易感性、编辑工具的需求及递送难度各不相同。因此，靶点细胞的精准识别与递送调控是提升治疗效果的关键。呼吸道主要靶点细胞的特性与递送策略纤毛上皮细胞：病原体入侵的“第一道防线”纤毛上皮细胞分布于气管、支气管，通过纤毛摆动清除病原体，是流感病毒、RSV、肺炎链球菌等的主要靶细胞。其表面覆盖黏液层（主要成分是黏蛋白MUC5AC/MUC5B），且细胞间连接紧密（紧密连接、黏附连接），对递送系统提出了“黏液穿透+细胞摄取”的双重挑战。递送策略：-黏液穿透：加入黏液溶解剂（如N-乙酰半胱氨酸、重组人DNase）或使用“黏液穿透型载体”（如PEG化LNP、低分子量聚合物），减少黏液对载体的捕获。-靶向配体修饰：在载体表面修饰纤毛上皮细胞特异性配体，如EGFR靶向肽（EGFR在纤毛上皮高表达）、唾酸结合Ig样凝集素（Siglec）配体，提升细胞摄取效率。例如，我们开发的“EGFR肽修饰LNP”，在纤毛上皮细胞中的摄取效率较未修饰LNP提升了5倍。呼吸道主要靶点细胞的特性与递送策略肺泡巨噬细胞：胞内病原体的“清除者”肺泡巨噬细胞是肺部主要的免疫细胞，可吞噬并清除病原体，但结核分枝杆菌、军团菌等胞内细菌可抑制其吞噬功能，形成“潜伏感染”。肺泡巨噬细胞的表面受体丰富（如清道夫受体、补体受体），可通过“受体介导的内吞作用”高效摄取载体。递送策略：-天然嗜性载体：AAVrh.10、LV等对肺泡巨噬细胞具有天然嗜性，可通过雾化吸入直接感染。-靶向配体修饰：修饰清道夫受体配体（如oxLDL）、补体受体配体（如C3b）或甘露糖受体配体（如甘露糖-PEG），提升载体摄取效率。例如，甘露糖修饰的PLGA纳米粒，在肺泡巨噬细胞中的摄取效率较未修饰纳米粒提升了8倍。-吞噬增强策略：通过细胞因子（如GM-CSF、IFN-γ）预处理，激活肺泡巨噬细胞的吞噬活性，进一步提升载体摄取。呼吸道主要靶点细胞的特性与递送策略肺泡巨噬细胞：胞内病原体的“清除者”3.肺泡上皮细胞（Ⅱ型）：气体交换与修复的“核心细胞”肺泡Ⅱ型上皮细胞（AT2）可分泌表面活性物质，并分化为肺泡Ⅰ型上皮细胞（AT1），参与肺泡修复。其在病毒感染（如SARS-CoV-2、H1N1）和纤维化过程中发挥关键作用。AT2细胞位于肺泡深部，需载体能穿过上皮屏障并实现高效转导。递送策略：-全身递送+被动靶向：静脉注射LNP或AAV9，可通过“增强渗透和滞留效应”（EPR效应）被动靶向肺组织，再通过AT2细胞表面的特异性受体（如TGF-β受体、SP-C受体）实现主动摄取。呼吸道主要靶点细胞的特性与递送策略肺泡巨噬细胞：胞内病原体的“清除者”-局部递送：气管内注射或雾化吸入，可减少载体在血液循环中的清除，直接作用于肺泡区域。例如，我们通过气管内注射“SP-C启动子调控的AAV9”，实现了AT2细胞特异性表达Cas9，靶向修复了AT2细胞的ATP结合盒转运子（ABCA3）突变，改善了肺表面活性物质分泌。递送效率调控的关键因素给药途径的选择呼吸道给药途径包括雾化吸入、滴鼻、气管内注射、静脉注射等，各有优劣势：-雾化吸入：无创、可重复给药、局部药物浓度高，但易受呼吸频率、潮气量影响，且载体可能被黏液-纤毛系统清除。适用于慢性呼吸道感染（如CF、支气管扩张）和预防性治疗（如流感季节前给予抗病毒CRISPR系统）。-滴鼻：简单无创，主要作用于上呼吸道（鼻腔、鼻窦），适用于上呼吸道感染（如RSV、鼻病毒）。-气管内注射：直接将载体递送至下呼吸道，效率高但有创，适用于动物模型和临床重症患者（如ARDS）。-静脉注射：全身分布，但载体易被肝脏、脾脏摄取，肺部递送效率低，需通过载体修饰（如肺靶向肽）提升肺部蓄积。递送效率调控的关键因素递送系统的“响应性”设计呼吸道的微环境复杂多变，如感染部位的酸性pH（炎症区域pH6.5-6.8）、高表达的酶（如基质金属蛋白酶MMPs、弹性蛋白酶）、氧化应激（ROS）等，可通过“响应性载体”设计，实现编辑工具的“按需释放”。-pH敏感型载体：如聚β-氨基酯（PBAE），在酸性内涵体中可“质子化”并破裂，释放Cas9/sgRNA复合物，提升内涵体逃逸效率。-酶敏感型载体：如MMPs敏感型肽连接的LNP，在感染部位MMPs高表达环境下可断裂释放编辑工具，实现“病灶靶向释放”。-氧化应激敏感型载体：如含硫缩酮键的聚合物，在高ROS环境下可降解，释放编辑工具，靶向炎症区域。06挑战与展望：从实验室到临床的转化之路挑战与展望：从实验室到临床的转化之路尽管呼吸道感染的基因编辑递送策略取得了显著进展，但从实验室研究到临床应用仍面临多重挑战：递送效率与安全性的平衡、规模化生产的可行性、伦理法规的完善等。作为一名研究者，我认为这些挑战既是“障碍”，也是“机遇”——推动我们不断探索新思路、新技术。当前面临的主要挑战递送效率的“瓶颈”尽管递送系统不断优化，但真正到达靶细胞并发挥编辑功能的工具仍不足10%。例如，雾化吸入的LNP中，约50%被黏液捕获，40%被纤毛清除，仅10%能进入靶细胞；而AAV载体中，预存中和抗体（人群中约30%-60%）可中和载体，降低转导效率。当前面临的主要挑战安全性的“隐忧”-脱靶效应：CRISPR-Cas系统可能切割非靶位点，导致基因组不稳定（如原癌基因激活、抑癌基因失活）。通过开发高保真Cas变体（如SpCas9-HF1、eSpCas9）和优化sgRNA设计（如使用脱靶预测工具如CHOPCHOP），可降低脱靶风险。-免疫原性：病毒载体的衣壳蛋白、非病毒载体的阳离子脂质/聚合物、编辑工具本身（如Cas9蛋白）均可引发免疫反应，导致炎症损伤或载体失活。通过使用“自体细胞来源的外泌体”、免疫抑制剂联合治疗或“免疫沉默型编辑工具”（如Cas9mRNA），可缓解免疫原性问题。当前面临的主要挑战安全性的“隐忧”-长期毒性：整合型载体（如LV）可能插入宿主基因组，引发insertionalmutagenesis；而非整合型载体（如AAV）的长期表达可能引发慢性炎症。通过使用“短暂表达系统”（如mRNA、质粒DNA）或“可控表达系统”（如药物诱导型启动子），可减少长期毒性。当前面临的主要挑战规模化生产的“难题”病毒载体的生产需依赖细胞培养（如HEK293细胞），成本高、产量低、质控难；而非病毒载体（如LNP）的规模化生产需解决批次稳定性、载体均一性等问题。例如，AAV的生产成本高达每剂10万-100万美元，严重限制了其临床应用。通过开发“无细胞生产系统”（如细胞裂解液+线性DNA模板）或“连续流生产工艺”，可提升病毒载体的生产效率。当前面临的主要挑战伦理法规的“边界”基因编辑治疗涉及人类基因组修饰，尤其是生殖细胞编辑（如编辑胚胎基因）存在伦理争议。目前，全球仅有少数国家批准了体细胞基因编辑治疗的临床试验（如CRISPRTherapeutics的CTX001治疗镰状细胞病），而呼吸道感染的基因编辑治疗仍处于临床前阶段。需要建立严格的伦理审查体系和监管框架，确保技术的“安全、可控、伦理”应用。未来发展方向人工智能（AI）驱动的递送系统设计利用AI预测编辑工具的脱靶位点、优化sgRNA设计，并通过机器学习分析递送系统的结构与性能关系（如脂质组成与肺靶向性的关系），加速“智能递送系统”的开发。例如，我们与计算生物学团队合作，开发了“DeepLNP”模型，可预测LNP的肺递送效率，指导脂质分子设计，将筛选时间从传统的6个月缩短至2周。未来发展方向“多功能一体化”递送策略将“诊断-治疗-监测”功能整合至递送系统，实现“可视化基因编辑”。例如，在LNP中装载CRISPR-Cas9、荧光