第三章动物实验基本技术 (NXPowerLite).ppt

1、第三章 动物实验技术,第一节 基本实验技术,实验动物的抓取、固定,1. 小鼠抓取和固定,方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后及颈背部的皮肤，将小鼠提起。 3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。 4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。,固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。,2. 大鼠抓取固定方法,抓取,固定方法,方

2、法步骤： 4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部的头颈皮肤，其余三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。,豚鼠的抓取和固定,方法步骤： 1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。 3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 否则易造成肝破裂而引起死亡。,家兔的抓取和固定,(一) 方法1： 步骤： 1、用右

3、手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻轻把兔提起。 2、用左手托住兔的臀部。,方法2 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。,二、啮齿类动物的性别鉴定,外生殖器与肛门间隔短的是 外生殖器与肛门间隔长的是 成年动物可直接肉眼辨认,三、动物的标记,1、短期标记法：主要用于浅色动物 3.5-5苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 2硝酸银溶液（咖啡色，涂后光照10 分钟） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）,2、永久标记法（打耳

4、孔法）：小型动物,3、剪趾法：小型动物 4、剪尾法：大、小鼠，仅限与两组间区分 5、烙印法：刺号钳，中、大型动物 6、针刺法：中、大型动物 7、号牌法：耳标签、项圈、腿圈，中、大型动物 8、剪毛法：大动物 9、笼子标号,四、动物被毛去除法,1、剪毛：弯头剪毛剪 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉注射 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛向剃毛。,4、化学脱毛： 常用脱毛剂 8%硫化钠水溶液 硫化钠3份，洗衣粉1份、淀粉7份，加水调成糊状 硫化钡50克，氧化锌25克，淀粉25克，加水100毫升调成糊状 硫化钠10克，生石灰15克

5、，加水到100毫升，适合犬和其他大动物。,第二节 动物给药途径和方法,重点难点： 胃肠外给药方法的掌握 实验动物的麻醉方法,1、皮肤给药: 优点：简单易操作 缺点：方法粗糙，对动物产生的药效不佳。 2、胃肠给药：灌胃 3、胃肠外给药：注射给药,大鼠、小鼠的灌胃法,用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好灌胃针并已吸好药物)，将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入，灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操

6、作。常用灌胃量：小鼠：0.21ml, 大鼠14ml，豚鼠15ml。,犬、兔和猫的灌胃法 先将动物固定，再将开口器固定于动物口中，压住舌头，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，再沿上腭壁顺食管方向送入胃内，插入动作要轻、慢，边插边密切注意动物的反应。事先将灌胃管在水或生理盐水中泡一下，这样容易插入而不损伤食管。 将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重新、插，插好后将注射器连于灌胃管慢慢将药液推入。,在正式推药之前，亦可先用温水试灌一次，如果水不从嘴角流出，灌注很通畅，动物不挣扎，则说明进入胃内，为避免灌胃管内残留药液，需再注入5mL生理盐水，然

7、后拔出胃管，取下开口器。常用灌胃量：豚鼠15mL，兔80150mL，犬200500mI。,三、胃肠外给药：注射给药,（一）皮内注射 局部去除被毛，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后再向上挑起再稍刺入，即可注射药物，注射时会感到有很大阻力。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小丘，停留片刻再拔出针头，以免药液漏出。,(二)皮下注射 注射时，用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。 皮下注射部位：小鼠选颈背部皮肤；大鼠选背部或侧下腹部；豚鼠选大腿内侧、背部或肩部皮下脂肪少

8、的部位；兔选背部或耳根部；猫、犬选大腿外侧。,（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。,（四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针35mm，再使针头与皮肤呈45角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为0.10.2

9、ml/10g体重。大鼠一次注射量为：12ml/100g体重。兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边12cm处。,(五)静脉注射 大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。 大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于4550的温水中浸泡几分钟或用75酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。,开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿

10、刺。注射完，取一棉球或纱布用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始，另外，左右两根血管可交换选择使用。, 兔的静脉注射 一般采用外耳缘静脉。 给兔注射前，先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，放松对耳根处血管的压迫，移动拇指于针头上以固定，放松示、中指，将药液注入。注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。如需反复注射，应尽量从耳的末端开始。,豚鼠的静脉注射 一般采用前肢皮下头静脉或后肢

11、小隐静脉或者浅背侧足中静脉注射，此外豚鼠的耳缘静脉也可注射。豚鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别小心。,犬的静脉注射 犬的静脉注射多采用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉。注射部位剪毛后，用碘酒和酒精消毒皮肤，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行刺入，如有回血，即可松开橡皮带，将药缓缓地注入。,其他给药途径： 脑内给药 ：常用于微生物动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内。,家兔椎管内注射,第三节、动物体液的采集,一、血液采集 选择什么采血部位与使用何种采血方法，需视动物种类、检测目的、试验方法及所需血量而定。,1. 小鼠、大鼠采血法 （1）尾静脉采血法 ：用血量不多

12、时，可采用本法。 A. 剪尾或切开尾静脉 动物固定后，露出尾巴，使尾部血管扩张，擦干，剪去尾尖（小鼠约1-2mm，大鼠5-10mm），血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用吸管吸取。也可切开尾静脉一段，用试管等接住血液。 该法可反复多次使用。,（2）. 心脏采血 将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。,如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。,（3）. 摘眼球采血 此法常用于鼠类大量采

13、血。所采的血液微眶动脉和眶静脉的混合血。 采血时，用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，是动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。,该法可避免断头取血时因组织液混入所导致的溶血现象，且由于取血过程中动物未死，心脏还在跳动，因此取血量多于断头法。 一般可取约为小鼠体重4-5%的血液量。 但该方法易导致动物死亡，只能一次采血。,（4）眶静脉丛（窦）采血 小鼠为眶静脉窦，大鼠、地鼠、沙鼠等位眶静脉丛。 将动物麻醉，采用侧眼向上固定体位，用左手拇指和食指从背部较紧地握住大（小）鼠颈部。取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的

14、颈部两侧，是头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。,2. 兔的采血方法 （1）. 耳缘静脉采血 将兔固定后选耳静脉清晰的耳朵，将耳静脉部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用棉球压迫止血。 此种采血法一次最多可采血5-10ml。,（2). 耳中央动脉采血 经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，可采到约10-15 ml/次血。操作方法基本与静脉采血同。由动脉末端，朝向心方向进针，取血完毕后注意止血。,（3）心脏采血 方法同小鼠心脏采血。,注意事项： 不要在耳

15、近根部进针，因其耳根部组织较厚，血管游离，位置较深，不清晰，易刺透血管造成皮下处血。 兔胆小易惊，其外周血液循环对外界环境刺激极为敏感， 耳中央动脉易发生痉挛性收缩， 因此，抽血前必须让兔耳充血， 并赶在动脉扩张，而未发生痉 挛性收缩前立即抽血。,二、粪便和尿液采集： 代谢笼法:此法较常用于大、小鼠， 成熟小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h 导尿法：常用于雄兔、犬等动物，要轻度麻醉，可以采到无污染的尿液。 压迫膀胱法：此法适用于兔、猫、犬等大动物。 输尿管插管法,三、其他体液采集,1、胸水、腹水采集：穿刺 2、消化液采集：唾液，胃液，胰液，胆汁 3、精液采集：中、大动物用

16、假阴道，小动物穿刺附睾来采集精液。 4、脑脊液采集：手术或小脑延髓池抽取 5、骨髓采集：大动物活体穿刺，小动物处死后取股骨或胸骨骨髓,第四节、实验动物麻醉及安乐死方法,麻醉前准备： 禁食812h，防止呕吐，可饮水 根据实验部位和种类，给动物脱毛。 犬、猪、猴等大动物可在麻醉前给予一些药物以减少动物紧张，减少支气管分泌,（一）常用的麻醉剂 动物实验中常用的麻醉剂分为挥发性麻醉剂和非挥发性麻醉剂。 1 挥发性麻醉剂，包括乙醚、氯仿、氟烷等，常适用于各种动物的全身麻醉。 乙醚无色透明，挥发性很强的液体，有特殊气味，易燃易爆。 麻醉机制主要是抑制中枢神经系统。,优点：其麻醉量和致死量差距大，所以安全度

17、亦大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻后苏醒较快。 缺点：对局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液体分泌增多，再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醉时必需有人照看，以防麻醉过深而出现以上情况。,2 非挥发性麻醉剂 （1）全身麻醉剂 A 巴比妥类：包括巴比妥酸衍生物的钠盐组成，如巴比妥钠、戊巴比妥钠、流喷妥钠等，是有效地镇静及催眠剂。 根据作用的时限可分为长、中、短、超短时作用四大类。其中长、中时作用的巴比妥类药物多用于动物临床和抗痉药物或催眠剂，作为实验麻醉所使用的则属于短、超短时作用的巴比妥类药物。,巴比妥类药物主要作用是阻碍冲动传入大脑皮质，从而对中枢神经系

18、统起到抑制作用。 应用催眠剂量，对呼吸抑制影响很小，但应用过量却影响呼吸，因为过量可导致呼吸肌麻痹甚至死亡，同时也抑制末梢循环，导致血压降低，并影响基础代谢，导致体温降低。 优点：安全范围大，毒性小，麻醉潜伏期短，维持时间较长；缺点是苏醒较慢。,B 氯胺酮：为白色结晶粉末，溶于水，微溶于乙醇，pH3.5-5.5，是一种镇痛麻醉剂。 氯胺酮主要是阻断大脑联络径路和丘脑反射到大脑皮质各部分的路径，多用于犬、猫和啮齿类动物的麻醉。 优点：静脉或肌肉给药后，很快起到麻醉作用，但维持时间短（10-20min）；缺点：有升血压、加快心率的副作用，还可引起动物呕吐。,C 水合氯醛：作用特点和巴比妥类药物相似

19、，能起到全身麻醉作用，是一种安全有效地镇静催眠药。 缺点是由于其麻醉量与中毒量很接近，所以安全范围小，此外副作用是对皮肤和黏膜有较强的刺激作用。,（2）局部麻醉剂 A 普鲁卡因：为氨苯甲酸酯，是无刺激性的局部麻醉剂。因其对皮肤和黏膜的穿透力较弱，故需要注射给药才能产生局部麻醉。 优点：麻醉速度快，注射后1-3分钟内就可产生麻醉，可维持30-45分钟；缺点：因其可使血管轻度舒张，易被吸收入血而失去药效，副作用为在大量药物被吸收后，表现出中枢神经系统先兴奋后抑制。,B 利多卡因：常用于表面、浸润、传导麻醉和硬脊膜外腔麻醉。 化学结构与普鲁卡因不同，它的穿透力和效力比普鲁卡因强两倍，作用时间也较长。

20、 C 的卡因：的卡因化学结构与普鲁卡因相似，能穿透黏膜，作用迅速，1-3分钟发生作用，持续60-90分钟。局部麻醉作用比普鲁卡因强10倍，吸收后的毒性作用也相应加强。,（二）麻醉方法 1 全身麻醉 （1） 吸入麻醉 将含有乙醚的棉球放入容器中，将动物放入，并盖紧盖子让 乙醚挥发，观察动物的行为。开始动物出现兴奋，继而出现抑制，自行倒下；当动物角膜反射迟钝、肌肉紧张度降低时，即可取出动物。 本法最适于大、小鼠的短期操作性实验的麻醉，也可用于较大的动物。,（2） 非吸入麻醉 非挥发性麻醉是一种既简单方便，又能是动物很快进入麻醉期，而无明显兴奋期的方法，常采用注射方法进行。 静脉注射、肌肉注射多用于

21、较大动物，如兔、猫、猪、犬等；而腹腔注射多用于较小的动物，如小鼠、大鼠、豚鼠等。 由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的差别，所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量 。,2 局部麻醉 局部麻醉虽然在动物实验中用途不是很广泛，但猫、犬等大动物短时间内实验中可能会使用局部麻醉的方法。 局部麻醉时用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部性麻醉区。 局部麻醉的特点是动物可保持清醒状态，对重要器官功能干扰轻微，麻醉并发症少。,局部麻醉常用的方法是表面麻醉、浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及传导麻醉等，其中浸润麻醉应用最多。 浸润麻醉是将麻醉药物注射于皮肤、肌下组织或手术深

22、部组织，以阻断用药局部的神经传导，使痛觉消失。,3. 麻醉效果的观察 动物的麻醉效果直接影响实验的进行和实验结果。在麻醉过程中必须善于判断麻醉程度，观察麻醉效果。判断麻醉程度的指标有： （1） 呼吸：加快或不规则，则麻醉过浅，可再追加麻醉，若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度。若动物呼吸变慢，说明麻醉过深，动物有生命危险。,（2）反射活动：角膜反射灵敏，则麻醉过浅；反射迟钝，麻醉程度适宜；反射消失，伴瞳孔散大，则麻醉过深。 （3）肌张力：亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻醉合适。 （4）皮肤夹捏反应：麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤，若反应灵敏，则麻醉过浅；若反应消失，

23、则麻醉程度合适。,4使用全身麻醉剂的注意事项 给动物施行麻醉术时，一定要注意方法的可靠性，根据不同的动物选择合适的方法，特别是较贵重的大型动物。 （1）麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同，而且体重与所需剂量的关系也并不是绝对成正比的。一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况，尤其是采用静脉注射，绝不可将按体重计算出的用量匆忙进行注射。,（2）. 动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。 （3）. 静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。配制的药液

24、浓度要适中不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。,重点难点,胃肠外给药方法的掌握 实验动物的麻醉方法,（三）、处死方法,实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。 安乐死是指实验动物在没有痛苦感觉的情况下死去。实验动物安乐死方法的选择取决于动物的种类、实验目的、对脏器和组织细胞各阶段生理生化的有无影响来确定。,一般遵循的原则有： （1） 尽量减少动物的痛苦，尽量避免动物产生恐惧、挣扎、喊叫 （2）注意实验人员安全，特别是在使用挥发性麻醉剂时，一定要远离火源； （3）方法容易操作； （4）不能影响实验结果； （5）尽可能缩短致死时间； （6）判定动物是否死亡，不仅要看呼吸是否停止，而且还要看神经反射、肌肉松弛等状况。,1、 颈椎脱臼法 大小鼠常用方法。用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾（鼠尾根部），用力往后上方一拉，使颈椎