引物设计的原理和程序

1、PCR技术的基本原理 PCR技术的基本原理：该技术是在模板DNA、引物和四种脱氧核糖核苷酸存在下，依赖于DNA聚合酶的酶促合成反应。DNA聚合酶以单链DNA为模板，借助一小段双链DNA来启动合成，通过一个或两个人工合成的寡核苷酸引物与单链DNA模板中的一段互补序列结合，形成部分双链。在适宜的温度和环境下，DNA聚合酶将脱氧单核苷酸加到引物3´-OH末端，并以此为起始点，沿模板5´3´方向延伸，合成一条新的DNA互补链。PCR反应的基本成分包括：模板DNA(待扩增DNA)、引物、4种脱氧核苷酸(dNTPs)、DNA聚合酶和适宜的缓冲液。类似于DNA的天然复制过程，其

2、特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性-退火-延伸三个基本反应步骤构成：模板DNA的高温变性：模板DNA经加热至93左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；模板DNA与引物的低温退火(复性)：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；引物的适温延伸：DNA模板-引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性-退火-延伸三过程，就可获得更多的

3、“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需24分钟， 23小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。PCR的反应动力学： PCR的三个反应步骤反复进行，使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA 扩增量可用Y(1X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数，X表示平(Y)均每次的扩增效率，n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%，但在实际反应中平均效率达不到理论值。 反应初期，靶序列DNA片段的增加呈指数形式，随着PCR产物的逐渐积累，被扩增的DNA 片段不再呈指数增加，而进入线性增长期或静止期， 即出现“停滞效应” ，这种效应称平台期数、PCR 扩增效率及DNA

4、聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多数情况下，平台期的到来是不可避免的。PCR扩增产物 ：可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5'端之间，是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引物所结合的模板不一样而形成的，以一个原始模板为例，在第一个反应周期中， 以两条互补的DNA为模板，引物是从3'端开始延伸， 其5'端是固定的，3' 端则没有固定的止点，长短不一，这就是“长产物片段”。进入第二周期后，引物除与原始模板结合外，还要同新合成的链(即“长产物片段”)结合。引物在与新链结合时， 由于新链模板的5

5、'端序列是固定的， 这就等于这次延伸的片段3'端被固定了止点， 保证了新片段的起点和止点都限定于引物扩增序列以内、形成长短一致的“短产物片段”。不难看出“短产物片段”是按指数倍数增加， 而“长产物片段”则以算术倍数增加， 几乎可以忽略不计， 这使得PCR的反应产物不需要再纯化，就能保证足够纯DNA片段供分析与检测用。引物设计的原理和程序（多图）一、设计原理 1、择合适的靶序列:设计引物之前，必须分析待测靶序列的性质，选择高度保守，碱基分布均匀的区域进行引物设计。 2,、长度：一般来说，寡核苷酸引物长度为1530bp. 3、 Tm值：引物的Tm值一般控制在5560，尽可能保证上下

6、游引物的Tm值一致，一般不超过2。若引物中的G+C含量相对偏低，则可以使引物长度稍长，而保证一定的退火温度。 4、(G+C)含量:有效引物中(G+C)的比例一般为4060%。 5、碱基的随机分布:引物中四种碱基的分布最好是随机的，不存在聚嘌呤和聚嘧啶，尤其在引物的3'端不应超过3个连续的G或C. 6、 引物自身：引物自身不存在连续4个碱基以上的互补序列，如回文结构，发夹结构等，否则会影响到引物与模板之间的复性结合，尤其避免3'末端的互补。 二、引物设计操作流程序列下载 同源性比较 引物设计筛选1、序列查找 根据所需检测的病原体或者待检特定基因，在 网址查询有关序列。 2,同源性

7、比较主要有两种方法 1）在 网址进行在线的两两比较。 2）采用OMIGA, PCGENE等软件进行两两或多序列比较。 打开OMIGA软件，导入(import)下载存盘的纯文本序列文件: 选择待比较的多条序列，右键点击"align sequences"命令； 等待计算机处理，直至状态显示排列结束，点击"alignment"显示结果；"alignment"结果，相同碱基以同色标记三、引物设计与筛选 Primer Premier 5.0软件为例，进行引物设计和筛选的操作示范 1、打开软件，调入序列2、选择路径，选择序列文件名，加入右框3、序

8、列文件显示如图，点击"primer"；4、按照引物设计的原理，设定引物的各种参数，点击"确定"进行引物搜寻；5、等待引物搜寻，显示结束后，点击"确定"，进入下一页； 6、按照搜寻结果显示，逐条分析，在主窗口中检查该引物对的二级结构情况，依次筛选引物设计软件oligo应用图解 2008-04-24 22:44:11 | Author: colacat 在专门的引物设计软件中，“Oligo”是最著名的。它的使用并不十分复杂，但初学者容易被其复杂的图表吓倒。Oligo 5.0的初始界面是两个图：Tm图和G图；Oligo 6.0的界

9、面更复杂，出现三个图，加了个Frq图。“Oligo”的功能比“Premier”还要单一，就是引物设计。但它的引物分析功能如此强大以至于能风靡全世界。oligo的下载和安装我就不多说了，打开oligo相信也无需多讲。打开oligo的页面如下：单击file菜单再点open或点击“打开”快捷图标或者用快捷键“CTrlO”可打开下面的窗口：在打开的OPEN窗口内选择FreqSeq再点“打开”：选择drosfr或者其它一个文件点击“打开”：出现以下窗口，点击“window”再点击“Tile”：出现以下窗口，图中显示的三个指标分别为Tm、G和Frq，其中Frq是6.0版本的新功能，为邻近6至7个碱基组成的

10、亚单位在一个指定数据库文件中的出现频率。该频率高则可增加错误引发的可能性。因为分析要涉及多个指标，起动窗口的cascade排列方式不太方便，可从windows菜单改为tile方式。如果觉得太拥挤，可去掉一个指标，如Frq，这样界面的结构同于Oligo 5.0，只是显示更清楚了：G值反映了序列与模板的结合强度，最好引物的G值在5'端和中间值比较高，而在3'端相对低（如图）。Tm值曲线以选取72附近为佳，5'到3'的下降形状也有利于引物引发聚合反应。Frq曲线为“Oligo 6”新引进的一个指标，揭示了序列片段存在的重复机率大小。选取引物时，宜选用3'端Fr

11、q值相对较低的片段：再点击Search再点“Fo'r Primers and probes”或使用快捷键F3：出现以下窗口，点“OK”就OK了。当然你也可以点击“Prameters”和“Search Range”选择你要的参数和你上下游引物的位置及你扩增产物的长度：出现Search Status窗口，点“OK”： 出现Primer pairs窗口，#代表引物对的编号，依次为引物对所处的位置、产物的长度、最适合的退火温度、和GC的百分含量：点击任一行出现“PCR”窗口，告知你扩增片断的位置，最合适的退火温度等等信息：关掉“PCR窗口”和“primer Pairs窗口”回到原来的窗口你就能

12、看到你引物的序列和位置，图中手型鼠标所指即为引物序列：至此引物设计已经完成，你可以用“Analyse”菜单分析你的引物：有无引物二聚体、发卡结构等等：当上下游引物全选好以后，需要对引物进行评价并根据评价对引物进行修改。首先检查引物二聚体尤其是3端二聚体形成的可能性。需要注意的是，引物二聚体有可能是上游或下游引物自身形成，也有可能是在上下游引物之间形成（cross dimer）。二聚体形成的能值越高，越不符合要求。一般的检测（非克隆）性PCR，对引物位置、产物大小要求较低，因而应尽可能选取不形成二聚体或其能值较低的引物。第二项检查是发夹结构（hairpin）；与二聚体相同，发夹结构的能值越低越好

13、。一般来说，这两项结构的能值以不超过4.5为好。当然，在设计克隆目的的PCR引物时，引物两端一般都添加酶切位点，必然存在发夹结构，而且能值不会太低。这种PCR需要通过灵活调控退火温度以达到最好效果，对引物的发夹结构的检测就不应要求太高。第三项检查为GC含量，以45-55为宜。有一些模板本身的GC含量偏低或偏高，导致引物的GC含量不能被控制在上述范围内，这时应尽量使上下游引物的GC含量以及Tm值保持接近，以有利于退火温度的选择。好了，oligo使用的简单介绍到此结束。在引物设计完之后可以使用软件自带的分析功能，操作如下：点击“File”菜单中的“New Sequence”命令；在窗口中输入上游引

14、物；如果该引物的首位置不是1的话，可以在“Edit”窗口中输入新的5端位置数字，如20；点击Accept/Discard菜单的Accept命令；如果引物序列长度不同于当前的引物的话，可以从“Change”菜单中改变当前的引物长度；选取当前序列为上游引物（点击“upper”按钮）；从Edit菜单中选取“Lower Primer”命令，在Edit Lower窗口中输入下游引物的序列；在Edit窗口的上角处，输入相应的5位置；选取“Accept and Quit”命令；如果想让程序给出最佳退火温度，在此时的对话框中输入PCR产物的长度以及GC含量所占百分比，一般哺乳动物的cDNA序列中GC大约占44

15、。点击OK就可以在“Analyze”菜单中完成各种分析了。关于引物的评价有几点：duplex formation：这是评价引物二聚体形成的，包括自身形成二聚体和引物间二聚体，主要是看引物3端有无配对碱基(最好没有)。其中的current oligo是当你对引物进行了编辑（如加入酶切位点）时，对原始引物进行的分析。（下同）形成的二聚体要看能值G(得它不会输入啊！)，能值越低越好，最好不要超过4.5（下同）。hairpin formation：这是看引物自身能否形成发夹结构，主要也是看3端不要形成发夹结构。还要看形成发夹结构的能值，不超过4.5。如果引物中加入酶切位点，可能会有发夹结构且能值不会太

16、低，这就需要灵活控制退火温度了。composition and Tm：分析上下游引物的碱基组成，GC比和Tm值，原则我就不多说了。false priming site：如果模板不是基因组DNA，而是一个特定模板序列，需要进行错配的分析，看你的引物（尤其3端）是否与特定模板的其他位点结合。一般错配的引发效率以不超过100为好，但并不绝对，如果正确结合位点的引发效率为450以上，而有一个错配的引发效率是120左右的，这个引物也是可以接受的！PCR：总结性的显示引物位置，产物大小，Tm值等参数，你可以横向比较一下，尤其是给了一个optimal annealing tem还是可以参照一下地。也给了简单

17、的评价供参考。引物主要的评价功能也就这些了，应付一些基本的引物分析足够了。PCR基本原理与操作流程聚合酶链式反应（Polymerase Chain Reaction，PCR）是体外酶促合成特异DNA片段的一种方法，为最常用的分子生物学技术之一。典型的PCR由（1）高温变性模板；（2）引物与模板退火；（3）引物沿模板延伸三步反应组成一个循环，通过多次循环反应，使目的DNA得以迅速扩增。其主要步骤是：将待扩增的模板DNA置高温下（通常为93-94）使其变性解成单链；人工合成的两个寡核苷酸引物在其合适的复性温度下分别与目的基因两侧的两条单链互补结合，两个引物在模板上结合的位置决定了扩增片段的长短；耐

18、热的DNA聚合酶（Taq酶）在72将单核苷酸从引物的3端开始掺入，以目的基因为模板从53方向延伸，合成DNA的新互补链。PCR能快速特异扩增任何已知目的基因或DNA片段，并能轻易在皮克（pg）水平起始DNA混合物中的目的基因扩增达到纳克、微克、毫克级的特异性DNA片段。因此，PCR技术一经问世就被迅速而广泛地用于分子生物学的各个领域。它不仅可以用于基因的分离、克隆和核苷酸序列分析，还可以用于突变体和重组体的构建，基因表达调控的研究，基因多态性的分析，遗传病和传染病的诊断，肿瘤机制的探索，法医鉴定等诸多方面。通常，PCR在分子克隆和DNA分析中有着以下多种用途：(1) 生成双链DNA中的特异序列

19、作为探针；(2)  由少量mRNA生成 cDNA文库；(3) 从cDNA中克隆某些基因；(4) 生成大量DNA以进行序列测定；(5) 突变的分析；(6) 染色体步移；(7) RAPD、AFLP、RFLP等DNA多态性分析等。一、试剂准备1. DNA模版2对应目的基因的特异引物310×PCR Buffer 42mM dNTPmix：含dATP、dCTP、dGTP、dTTP各2mM5Taq酶二、操作步骤 1在冰浴中，按以下次序将各成分加入一无菌0.5ml离心管中。        10×PCR buf

20、fer                5 l        dNTP mix （2mM）              4 l     引物1（10pM）     

21、            2 l        引物2（10pM）                 2 l        Taq酶 （2U/l）    

22、          1 l        DNA模板（50ng-1g/l）    1 l        加ddH2O至                  

23、60;  50 l        视PCR仪有无热盖，不加或添加石蜡油。2 调整好反应程序。将上述混合液稍加离心，立即置PCR仪上，执行扩增。一般：在93预变性3-5min，进入循环扩增阶段：93 40s 58 30s 72 60s，循环30-35次，最后在72 保温7min。3 结束反应，PCR产物放置于4待电泳检测或-20长期保存。4PCR的电泳检测：如在反应管中加有石蜡油，需用100l氯仿进行抽提反应混合液，以除去石蜡油；否则，直接取5-10l电泳检测。三、PCR反应体系的组成与反应条件的优化  P

24、CR反应体系由反应缓冲液（10×PCR Buffer）、脱氧核苷三磷酸底物（dNTPmix）、耐热DNA聚合酶（Taq酶）、寡聚核苷酸引物（Primer1，Primer2）、靶序列（DNA模板）五部分组成。各个组份都能影响PCR结果的好坏。1 反应缓冲液：一般随Taq DNA聚合酶供应。标准缓冲液含：50mM KCl，10mM Tris-HCl（pH8.3室温），1.5mM MgCl2。Mg2+的浓度对反应的特异性及产量有着显著影响。浓度过高，使反应特异性降低；浓度过低，使产物减少。在各种单核苷酸浓度为200M时，Mg2+为1.5mM较合适。若样品中含EDTA或其它螯合物，可适当增加

25、Mg2+的浓度。在高浓度DNA及dNTP条件下进行反应时，也必须相应调节Mg2+的浓度。据经验，一般以1.5-2mM（终浓度）较好。2 dNTP ：高浓度dNTP易产生错误掺入，过高则可能不扩增；但浓度过低，将降低反应产物的产量。PCR中常用终浓度为50-400M的dNTP。四种脱氧三磷酸核苷酸的浓度应相同，如果其中任何一种的浓度明显不同于其它几种时（偏高或偏低），就会诱发聚合酶的错误掺入作用，降低合成速度，过早终止延伸反应。此外，dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。因此，dNTP的浓度直接影响到反应中起重要作用的Mg2+浓度。3 Taq DNA聚合酶酶：在100l反应体系中，

26、一般加入2-4U的酶量，足以达到每min延伸1000-4000个核苷酸的掺入速度。酶量过多将导致产生非特异性产物。但是，不同的公司或不同批次的产品常有很大的差异，由于酶的浓度对PCR反应影响极大，因此应当作预试验或使用厂家推荐的浓度。当降低反应体积时（如20l或50l），一般酶的用量仍不小于2U，否则反应效率将降低。4 引物：引物是决定PCR结果的关键，引物设计在PCR反应中极为重要。要保证PCR反应能准确、特异、有效地对模板DNA进行扩增，通常引物设计要遵循以下几条原则：1)引物的长度以15-30bp为宜，一般（G+C）的含量在45-55%，Tm值高于55Tm=4(G+C)+2(A+T)。应尽量避免数个嘌呤或嘧啶的连续排列，碱基的分布应表现出是随机的。2)引物的3端不应与引物内部有互补，避免引物内部形成二级