任务八实验动物技术

任务八实验动物技术第1页/共30页（1）普通级动物：又称常规动物、古典动物标准是不带有任何人兽共患病的微生物。（2）清洁级动物：最低限度疾病动物，来自剖腹产的SPF动物，饲养在一般实验室内清洁的环境中。1.实验动物分类第2页/共30页（3）无特定病原动物（SPF）不存在某些特定的病原微生物和寄生虫的动物。（4）无菌动物和悉生动物①

无菌动物：体表、体内或现有的检测技术查不出微生物、寄生虫的动物。②悉生动物：机体内带有已知微生物的动物。第3页/共30页2.动物实验技术2.1实验动物的捕捉与保定第4页/共30页

小鼠的捕捉与保定先用右手抓住鼠尾提起，放在实验台上，在其向前爬行时，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤(图7-1)，然后将鼠置于左手手心中，把后肢拉直，用左手的无名指及小指按住尾巴和后肢，前肢可用中指固定，完全固定好后松开右手。第5页/共30页小白鼠的捕捉第6页/共30页第7页/共30页第8页/共30页

大鼠的捕捉与保定大鼠的牙齿很尖锐，初次抓取大鼠者可戴厚帆布手套，不要突然袭击式地去抓大鼠，抓取时右手慢慢伸向大鼠尾巴，尽量向尾根部靠近，抓住其尾巴后提起，置于实验台上，右手轻轻抓住尾巴向后拉，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中(图7-2)。也可将大鼠固定在大鼠固定器或大鼠固定板上。第9页/共30页

豚鼠和兔的捕捉与保定豚鼠和兔不会咬人，抓取时应注意采用正确的方法，防止对动物的损伤或被兔抓伤。图7-3是豚鼠抓取和保定方法，图7-4是兔的抓取和保定方法。第10页/共30页2.2实验动物的注射方法第11页/共30页小白鼠注射途径

腹腔（IP）注射第12页/共30页肌肉（IM）注射第13页/共30页第14页/共30页皮下（SC）注射第15页/共30页静脉（IV）注射第16页/共30页第17页/共30页

剪尾采血将动物固定，显露尾部，将尾尘剪去约5mm，从尾根部向尾端部按摩，血即从断端流出。若用二甲苯棉球涂擦尾部或事先将鼠尾浸在45℃水中数分钟，使尾部血管充盈，可采到较多的血。也可用锋利刀片割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出，采血后，消毒，止血。如将动物麻醉取血量可更多些。小鼠每次采血约0.1ml，大鼠约0.4ml。为了多次反复取血应尽量从鼠尾末端开始。2.3大、小鼠的采血技术第18页/共30页

摘眼球采血此法常用于鼠类大量采血。用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用无钩弯镊子或弯止血钳迅速摘除眼球，立即将鼠倒置，头朝下，眼眶内很快流出血液。一般只适用于一次采血。大部动物采血后可以存活，可采另一侧眼球取血。第19页/共30页眼窝采血第20页/共30页第21页/共30页剪尾采血第22页/共30页尾动脉采血第23页/共30页心脏采血第24页/共30页麻醉的方法

（1）吸入麻醉法适用的动物：大鼠、豚鼠等。

麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。

（2）注射麻醉法

适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。

麻醉药物：4％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、

1％水合氯醛，按照动物的每公斤体重给予药量。

注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。2.1实验动物的处死方法第25页/共30页空气栓塞方法

通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在短暂的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。适用的动物：家兔、犬等。第26页/共30页注射空气的量视动物大小而不同，家兔：20～60ml；犬：80～150ml。

注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。第27页/共30页

断头法

动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。第28页/共30页

其它方法

（1）脱臼（断髓）法：适用动物——小鼠

（2）股动脉放血法：适用动物——犬、猴小鼠断髓（脱臼）法的具体操作

左手拇指和食指