植物生理学实验指导

植物生理学

实验指导

目录

植物材料的采集、处理与保存..........................................3

实验一拟南芥种植和形态观察........................................7

实验二植物细胞的活体染色和死活的鉴定.............................10

实验三植物原生质体的分离和融合...................................12

实验四植物叶面积测定原理、方法和步骤.............................16

实验五植物细胞渗透势的测定（质壁分离法）.........................17

实验六植物组织水势的测定（小液流法）.............................20

实验七植物根系活力的测定（TTC法）................................22

实验八根系总吸收面积和活跃吸收面积的测定.........................24

实验九离体叶绿体的制备以及完整度的测定...........................27

实验十叶绿体色素的提取、分离和理化性质...........................31

实验H植物叶片光合速率的测定（改良半叶法）.....................35

实验十二氧电极法测定植物组织的光合与呼吸速率.....................38

实验十三小篮子法（广口瓶法）测定植物的呼吸速率...................43

实验十四谷物淀粉含量的测定（旋光法）.............................45

实验十五类似生长素对种子萌发的影响...............................47

实验十六赤霉素对a-淀粉酶的诱导形成..............................48

实验十七植物种子生活力快速测定...................................50

实验十八植物光周期现象的观察.....................................53

实验十九植物抗逆性的测定（电导仪法）.............................55

实验二十脯氨酸含量的测定.........................................57

实验二一丙二醛（MDA）含量的测定....................................59

实验二二GUS活性检测..............................................62

附录...........................................................65

主要参考文献.......................................................68

植物材料的采集、处理与保存

植物生理实验使用的材料非常广泛，根据来源可划分为天然的植物材料（如植物幼苗、

根、茎、叶、花等器官或组织等）和人工培养、选育的植物材料（如杂交种、诱导突变种、

植物组织培养突变型细胞、愈伤组织、酵母等）两大类；按其水分状况、生理状态可划分为

新鲜植物材料（如苹果、梨、桃果肉，蔬菜叶片，绿豆、豌豆芽下胚轴，麦芽、谷芽，鳞茎、

花椰菜等）和干材料（小麦面粉，玉米粉，大豆粉，根、茎、叶干粉，干酵母等）两大类，

因实验目的和条件不同，而加以选择。

植物材料的采集和处理，是植物生理研究测定中的重要环节。在实际工作中，往往容易

把注意力集中在具体的仪器测定上，而对于如何正确地采集和处理样品却不够注意，结果导

致了较大的实验误差，甚至造成整个测定结果的失败。因此，必须对样品的采集、处理与保

存给予足够的重视。

一、原始样品及平均样品的采取、处理

植物生理研究测定结果的可靠性（或准确性），首先取决于试材对总体的代表性，如果采

样缺乏代表性，那么测定所得数据再精确也没有意义。所以，样品的采集除必须遵循田间试

验抽样技术的一般原则外，还要根据不同测定项目的具体要求，正确采集所需试材。目前，

随着研究技术的不断发展，应该不断提高采样技术的水平。

在作物苗期的许多生理测定项目中都需要采集整株的试材样品，在作物中后期的一些生

理测定项目中，如作物群体物质生产的研究，也需要采集整株的试材样品，有时虽然是测定

植株的部分器官，但为了维持器官的正常生理状态，也需要进行整株采样。

除研究作物群体物质生产外，对于作物生理过程的研究来说，许多生理指标测定中的整

株采样，也只是对地上部分的采样，没有必要连根采样，当然对根系的研究测定例外。采样

时间因研究目的而不同，如按生育时期或某一特殊需要的时间进行。除逆境生理研究等特殊

需要外，所取植株应是能代表试验小区正常生育无损伤的健康植株。

为了保证植物材料的代表性，必须运用科学方法采取材料。从大田或实验地、实验器皿

中采取的植物材料，称为“原始样品”，再按原始样品的种类（如植物的根、茎、叶、花、果

实、种子等）分别选出“平均样品”，然后根据分析的目的、要求和样品种类的特征，采用适

当的方法，从“平均样品”中选出供分析用的“分析样品”。

（一）原始样品的取样法

1.随机取样

在试验区（或大田）中选择有代表性的取样点，取样点的数目视田块的大小而定。选好

点后，随机采取一定数量的样株，或在每一个取样点上按规定的面积从中采取样株。

2.对角线取样

在试验区（或大田）可按对角线选定五个取样点，然后在每个点上随机取一定数量的样

株，或在每个取样点上按规定的面积从中采取样株。

（二）平均样品的取样法

1.混合取样法

一般颗粒状（如种子等）或已碾磨成粉末状的样品可以采取混合取样法进行。具体的做

法为：将供采取样品的材料铺在木板（或玻璃板、牛皮纸）上成为均匀的一层，按照对角线

划分为四等分。取对角的两份为进一步取样的材料，而将其余的对角两份淘汰。再将已取中

的两份样品充分混合后重复上述方法取样。反复操作，每次均淘汰50%的样品，直至所取

样品达到所要求的数量为止。这种取样的方法叫做“四分法二

一般禾谷类、豆类及油料作物的种子均可采用这个方法采取平均样品，但注意样品中不

要混有不成熟的种子及其他混杂物。

2.按比例取样法

有些作物、果品等材料，在生长不均等的情况下，应将原始样品按不同类型的比例选取

平均样品。例如对甘薯、甜菜、马铃薯等块根、块茎材料选取平均样品时，应按大、中、小

不同类型的样品的比例取样，然后再将每一单个样品纵切剖开，每个切取1/4、1/8或

1/16,混在一起组成平均样品。

在采取果实的平均样品时，如桃、梨、苹果、柑橘等果实，即使是从同一株果树上取样,

也应考虑到果枝在树冠上的各个不同方位和部位以及果实体积的大、中、小和成熟度上的差

异，按各自相关的比例取样，再混合成平均样品。

（三）取样注意事项

1.取样的地点，一般在距田填或地边一定距离的株行取样，或在特定的取样区内取样。

取样点的四周不应该有缺株的现象。

2.取样后，按分析的目的分成各部分（如根、茎、叶、果等），然后捆齐，并附上标签，

装入纸袋。有些多汁果实取样时，应用锋利的不锈钢刀剖切，并注意勿使果汁流失。

3.对于多汁的瓜、果、蔬菜及幼嫩器官等样品，因含水分较多，容易变质或霉烂，可以

在冰箱中冷藏，或进行灭菌处理或烘干以供分析之用。

4.选取平均样品的数量应当不少于供分析用样品的两倍。

5.为了动态地了解供试验用的植物在不同生育期的生理状况，常按植物不同的生育期采

取样品进行分析。取样方法系在植物的不同生育时期先调查植株的生育状况并区分为若干类

型，计算出各种类型植株所占的百分比，再按此比例采取相应数目的样株作为平均样品。

二、分析样品的处理和保存

1.从田间采取的植株样品，或是从植株上采取的器官组织样品，在正式测定之前的一段

时间里，如何正确妥善的保存和处理是很重要的，它也关系到测定结果的准确性。

一般测定中，所取植株样品应该是生育正常无损伤的健康材料。取下的植株样品或器官

组织样品，必须放入事先准备好的保湿容器中，以维持试样的水分状况和未取下之前基本一

致。否则，由于取样后的失水，特别是在田间取样带回室内的过程中，由于强烈失水，使离

体材料的许多生理过程发生明显的变化，用这样的试材进行测定，就不可能得到正确可靠的

结果。为了保持正常的水分状况，在剪取植株样品后，应立即插入有水的桶中，对于枝条，

还应该立即在水中进行第二次剪切，即将第一次切口上方的一段在水中剪去，以防输导组织

中水柱被拉断，影响正常的水分运输。对于器官组织样品，如叶片或叶组织，在取样后就应

立即放入已铺有湿纱布带盖的瓷盘中，或铺有湿滤纸的培养皿中。对于干旱研究的有关试材，

应尽可能维持其原来的水分状况。

采回的新鲜样品（平均样品）在做分析之前，一般先要经过净化、杀青、烘干（或风干）

等一系列处理。

（1）净化：新鲜样品从田间或试验地取回时，常沾有泥土等杂质，应用柔软湿布擦净，

不应用水冲洗。

（2）杀青：为了保持样品化学成分不发生转变和损耗，应将样品置于105c的烘箱中

烘15min以终止样品中酶的活动。

（3）烘干：样品经过杀青之后，应立即降低烘箱的温度，维持在70-80°C,直到烘至

恒重。烘干所需的时间因样品数量和含水量、烘箱的容积和通风性能而定。在无烘箱的条件

下，也可将样品置蒸笼中以蒸汽杀青，而后于阴凉通风处风干。但在蒸汽杀青过程中，常有

可溶性物质的外渗损失，因此，此法仅可作为测量大量样品干重时的变通方法，在进行成分

分析时应尽量避免。烘干时应注意温度不可过高，否则会把样品烤焦，特别是含糖较多的样

品，在高温下更易焦化。为了更精密地分析，避免某些成分的损失（如蛋白质、维生素、糖

等），在条件许可的情况下最好采用真空干燥法。

此外，在测定植物材料中酶的活性或某些成分（如维生素C、DNA、RNA等）的含量

时，需要用新鲜样品。取样时注意保鲜，取样后应立即进行待测组分提取；也可采用液氮中

冷冻保存或冰冻真空干燥法得到干燥的制品。放在0-4℃冰箱中保存即可。在鲜样已进行了

匀浆，尚未完成提取、纯化，不能进行分析测定等特殊情况下，也可加入防腐剂（甲苯、苯

甲酸），以液态保存在缓冲液中，置于0-4c冰箱即可。但保存时间不宜过长。

2.已经烘干（或风干）的样品，可根据样品的种类、特点进行以下处理：

（1）种子样品的处理：一般种子（如禾谷类种子）的平均样品清除杂质后要进行磨碎，

在磨碎样品前后都应彻底清除磨粉机（或其他碾磨用具）内部的残留物，以免不同样品之间

的机械混杂，也可将最初磨出的少量样品弃去，然后正式磨碎，最后使样品全部无损地通过1

mm筛孔的筛子，混合均匀作为分析样品贮存于具有磨口玻塞的广口瓶中，贴上标签，注明样

品的采取地点、试验处理、采样日期和采样人姓名等。长期保存的样品，贮存瓶上的标签还

需要涂蜡。为防止样品在贮存期间生虫，可在瓶中放置一点樟脑或对位二氯甲苯。

对于油料作物种子（如芝麻、亚麻、花生、薨麻等）需要测定其含油量时，不应当用磨

粉机磨碎，否则样品中所含的油分会吸附在磨粉机上将明显地影响分析的准确性。所以，对

于油料种子应将少量样品放在研钵内研碎或用切片机切成薄片作为分析样品。

（2）茎秆样品的处理：烘干（或风干）的茎秆样品，均要进行磨碎，磨茎秆用的电磨与

磨种子的磨粉机结构不同，不宜用磨种子的电磨来磨碎茎秆。如果茎秆样品的含水量偏高而

不利于磨碎时，应进一步烘干后再进行磨碎。

-1倍的蒸储水。充分捣碎后的样品应成浆状，从中取出混合均匀的样品进行分析。如果

不能及时分析，最好不要急于将其捣碎，以免其中化学成分发生变化而难以准确测定。

有些蔬菜（如含水分不太多的叶菜类、豆类、干菜等）的平均样品可以经过干燥磨碎，

也可以直接用新鲜样品进行分析。若采用新鲜样品，可采用上述方法在电动捣碎机内捣碎，

也可用研钵（必要时加少许干净的石英砂）充分研磨成匀浆，再进行分析。

在进行新鲜材料的活性成分（如酶活性）测定时，样品的匀浆、研磨一定要在冰浴上或

低温室内操作。新鲜样品采后来不及测定的，可放入液氮中速冻，再放入-70℃冰箱中保存。

测定材料在取样后，一般应在当天测定使用，不应该过夜保存。需要过夜时，也应在较

低温度下保存，但在测定前应使材料温度恢复到测定条件的温度。

对于采集的籽粒样品，在剔除杂质和破损籽粒后，一般可用风干法进行干燥。但有时根

据研究的要求，也可立即烘干。对叶片等组织样品，在取样后则应立即烘干。为了加速烘干,

对于茎秆、果穗等器官组织应事先切成细条或碎块。

实验一拟南芥种植和形态观察

一、实验原理

拟南芥属thaliana）十字花科，被子植物门，双子叶植物纲。

二年生草本，高7-40厘米。基生叶有柄呈莲座状，叶片倒卵形或匙形；茎生叶

无柄，披针形或线形。总状花序顶生，花瓣4片，白色，匙形。长角果线形，长

1--5月。我国内蒙、新疆、陕西、甘肃、西藏、山东、江苏、安徽、湖北、四川、

云南等省区均有发现。拟南芥的优点是植株小（1个茶杯可种植好几棵）、每代时

间短（从发芽到开花不超过6周）、结籽多（每棵植物可产很多粒种子）、生活力

强（用普通培养基就可作人工培养）。拟南芥的基因组是目前已知植物基因组的

1/80,这就使克隆它的的有关基因相对说来比较容易。拟南芥是自花受粉植物，

基因高度纯合，用理化因素处理突变率很高，容易获得各种代谢功能的缺陷型。

例如用含杀草剂的培养基来筛选，一般获得抗杀草剂的突变率是1/100000。由于

上述这些优点，所以，广泛用于植物遗传学、发育生物学和分子生物学的研究，

已成为一种典型的模式植物。

二、实验材料、试剂与仪器设备

（-）实验材料：拟南芥种子

（二）试剂：PNS营养液（1L）

母液毫升

母液15

母液22

母液32

母液4

母液5

母液61

PNS营养液母液配方

母液1：IMKNO：S

母液2：IMCa(N03)2•4H#

母液3：IMMgSO.1,7HQ

母液4：20mM

FeS04

EDTA

注意先各自配成溶液，再混合。

磷酸二氢钾

磷酸氢二钾

母液6：MS微量元素

硼酸

硫酸镒(MnSO,H20)

CuS04'H，0

ZnSO,,7H20

NaMoOt,2H,0

NaCl

CoCi,6IL0

以上母液均配至IL,配制时使用灭菌的双蒸水。配制后4c冰箱中保存备用。

人工土：3份蛭石，1份珍珠岩和1份黑土混合。

(三)仪器设备：培养皿，镶子，托盘，保鲜膜，花盆，人工气候箱。

三、实验步骤

1.将春化过的拟南芥种子种于浇过饱和PNS营养液的人工土中，并用保鲜

膜罩上。两天后光照，三天后揭膜。

2.人工培养室条件：相对湿度80%,恒温20-24°C,光照强度

80-200umol/M7S,光照周期为8h黑暗、16h光照培养。

四、实验结果

每隔三天观察生长情况，并适时浇水。按照下表记录拟南芥的生长情况。

株高(cm)叶片花果荚收获

第1天

第4天

第7天

第10天

第13天

第16天

第19天

第22天

第25天

第28天

第31天

第34天

第37天

第40天

第43天

第47天

第50天

第53天

第56天

第60天

五、思月章题

1.绘制拟南芥的株高的生长曲线。

2.为什么说拟南芥是模式植物？

3.拟南芥的特点？

实验二植物细胞的活体染色和死活的鉴定

一、实验原理

用某种对植物无害的染料稀溶液对活细胞进行染色称活体染色。中性红（2-

甲基-3-氨基-6-二甲氨基二氮杂恿盐酸盐，3-氨基-6-二甲氨基-2-甲基吩嗪盐酸

盐，Neutralred,Neutralredchloride,Toluylenered,

Aminodimethy1aminotoluaminozine,

3-Amino-6-dimethylamino-2-methylphenazinehydrochloride0分子式：

C,5H,7CIN,1；分子量：。）是常用的活体染料之一。深绿色、棕色或浅黑色结晶-

成长的细胞是一个渗透系统，活的原生质具有选择透性，原生质内部包含着

一个大液泡，具有一定的溶质势。当细胞与外界低水势溶液接触时，细胞内的水

分外渗，原生质随着液泡一起收缩而发生质壁分离；其后，当与清水（或高水势

溶液）接触，细胞又因液泡的吸水膨胀而发生质壁分离复原。死细胞因其原生质

的选择透性已遭破坏，故与低水势溶液接触时不产生质壁分离。

二、材料、仪器设备及试剂

1.材料：洋葱；

2.仪器设备：不锈钢单面刀片；镶子；吸水纸；酒精灯；载玻片；盖玻片；

胶头滴管；显微镜；

3.试剂：蔗糖液；0.1%中性红溶液母液。

三、实验步骤

1.制片染色

?左右的小块，用尖头镜子轻轻地撕取洋葱（玉葱）鳞片内表皮薄片，浸到％

中性红溶液中10T5min进行染色。

2.观察

将染色后的植物材料放到载玻片上，用弱碱性水略加清洗后，盖好盖玻片，

在盖玻片的一侧滴加去离子水（或pH略高于的自来水），然后在显微镜下观察，

可以看出液泡染成樱桃红色；原生质层（细胞质和细胞）则无色透明紧贴细胞壁

（注意：在细胞的角隅上可以看见）。

在第1项观察后，接着从盖玻片的一边滴2滴蔗糖液，在盖玻片的另一

边用吸水纸吸盖玻片下的水，将蔗糖液引入盖玻片下浸渍植物材料，并立即镜检,

可以看到细胞很快发生质壁分离。先是凹形质壁分离，而后变为凸形质壁分离。

在第2项观察后，接着在盖玻片的一边加入2-3滴去离子水，在另一边用吸

水纸吸去糖液，将去离子水引入盖玻片底，立即镜检可以看到带有液泡的原生质

体重新吸水膨大，最后充满整个细胞腔，即质壁分离复原（复原缓慢进行时，细

胞仍可正常存活；如果进行很快，则会因原生质机械破坏而死亡，注意观察机械

损伤的细胞的特点）。

将一片经中性红染色的植物材料放在载玻片上，加一滴去离子水后加盖玻

片，在酒精灯火焰上微微加热，然后在显微镜下观察，可以看到细胞质凝结成不

均匀的凝胶状，与细胞核一起染成红色。然后按法加蔗糖液也不发生质壁分

离。

四、实验结果收集照片。

五、思考题

1.活体细胞观察应该注意什么？

2.机械损伤后的细胞有什么特点？

实验三植物原生质体的分离和融合

实验目的：

1、掌握原生质体分离的方法；

2、了解并掌握利用PEG原生质体融合的原理和方法。

一、实验原理：

植物原生质体融合和培养在理论和实践上都有很大的意义，在植物遗传工程

和育种研究上具有广阔的应用前景。它是植物同源、异源多倍体获得的途径之一,

它不仅能克服远源杂交有性不亲和障碍，也可克服传统的通过有性杂交诱导多倍

体植株的麻烦，最终将野生种的远源基因导入栽培种中，原生质体融合技术可望

成为作物改良的有力工具之一。植物原生质体培养方法起源于植物单细胞的培养

方法。1954年，植物单细胞培养才获得成功。Mllir培养的万寿菊及烟草悬浮细

胞植入到长有愈伤组织的培养基上得到了它们的单细胞克隆，并建立了看护培养

的方法；1960年，Jone等建立了微室培养法。同年，Cocking应用酶法分离原生

质获得成功，从而在实验条件下很容易获得大量的原生质体。随着多种适用原生

质体分离的商品酶的出现，原生质体的培养方法也得到了不断地改进，现在常用

的原生质体培养方法有：液体浅层培养法、双层培养法、琼脂糖包埋法、琼脂岛

培养法以及使用条件培养基或饲喂培养等。

植物原生质体是除去细胞壁后为原生质所包围的“裸露细胞”，是开展基础

研究的理想材料。其中酶解法分离原生质体是一个常用的技术，其原理是植物细

胞壁主要由纤维素、半纤维素和果胶质组成，因而使用纤维素酶、半纤维素酶和

果胶酶能降解细胞壁成分，除去细胞壁，即可得到原生质体。由于原生质体内部

与外界环境之间仅隔一层薄薄的细胞膜，必须保持在渗透压平衡的溶液中才能保

持其完整性。其次，还应当考虑取材、酶的种类和纯度、酶液的渗透压、酶解时

间及温度等因素对分离原生质体的影响。测定原生质体的活性有多种方法。荧光

素双醋酸酯(FDA)染色是常用的一种方法,FAD本身无荧光，无极性，可透过完整

的原生质膜。一旦进入原生质体后，由于受到酯酶分解而产生具有荧光的极性物

质荧光素。它不能自由出入原生质膜,因此有活力的细胞能产生荧光,无活力的原

生质体不能分解FAD无荧光产生。许多化学、物理学和生物学方法可诱导原生质

体融合，现在被广泛采用并证明行之有效的融合方法是聚乙二醇（PEG）法、高

钙高pH法和电融合法；聚乙二醇（PEG）作为一种高分子化合物，20-50%的浓

度能对原生质体产生瞬间冲击效应，原生质体很快发生收缩与粘连，随后用高钙

高pH法进行清洗，使原生质体融合得以完成。聚乙二醇（PEG）诱导的机理：聚

乙二醇（PEG）由于含有酸键而具有负极性，与水、蛋白质和碳水化合物等一些

正极化基团能形成氢键，当聚乙二醇（PEG）分子足够长时，可作为临近原生质

表面之间的分子桥而使之粘连、聚乙二醇（PEG）也能连接钙等阳离子，钙可在

一些负极化基团和聚乙二醇（PEG）之间形成桥，因而促进粘连。从而引起原生

质体融合：高钙高pH由于增加了质膜的流动性，因而也大大提高了融合频率，

洗涤时渗透压冲击也可能起作用。原生质体分离纯化后，在适当的培养基上应用

合适的培养方法，能够再生细胞壁，并启动细胞持续分裂，直至形成细胞团，长

成愈伤组织或胚状体，再分化发育成苗。其中，选择合适的培养基及培养方法时

原生质体培养中最基础也是最关键的环节。PEG为一种高分子化合物，能与水、

蛋白质、和碳水化合物等一些基团能形成氢键。普遍认为聚乙二醇分子能改变各

类细胞的膜结构，使两细胞接触点处质膜的脂类分子发生疏散和重组，由于两

细胞接口处双分子层质膜的相互亲和以及彼此的表面张力作用，从而使细胞发生

融合。该方法的优点是：用法简单，容易获得融合体，融合效果好。

二、实验材料、试剂与仪器设备：

（-）实验材料：

（1）韭菜或大蒜叶；

（2）红辣椒

（二）试剂:

（1）20%蔗糖；

（2）13%CPW洗液:

3）

2?2H20）

gSO.）

4）

13%W/V甘露醇

（3）酶液：

1%纤维素酶

1%果胶酶

2Poi

10mM两个结晶水的氯化钙（CaCk?2HQ）

（4）40%PEG液:

40%PEG液（MW1500-6000）

2?2H20）

2POI）o

（三）仪器设备：350目网，离心机，试管，离心管，吸管，显微镜，恒温

水浴锅。

三、实验步骤：

植物原生质体的分离与纯化

25c黑暗条件下，酶解1-2小时。

2、用350目网过滤除去未完全消化的叶片等残渣。

3、在lOOOrpm条件下离心5分钟，弃上清液。红辣椒800转/分离心5分

钟。加入3-4ml13/CPW洗液，相同条件下离心,弃上清液。加1ml13队PW洗

液悬浮。

4、蔗糖漂浮法去除碎片。

蔗糖漂浮方法：

（1）用细口吸管吸20%蔗糖溶液约3ml,小心插入盛有原生质体悬液的离心

管底部，缓缓将蔗糖溶液挤出，由于比重不同，蔗糖溶液与原生质体悬液中间有

一明显界面（注意要有明显界面）.

（2）离心5分钟（韭菜1000转/分，辣椒800转/分），此时死细胞及碎片降

至蔗糖溶液内，聚集在离心管底部，而活细胞由于有大量泡沫，故漂浮在上下界

面处，

（3）用细管吸取漂浮在上下界面处的健康原生质体，转入干净的离心管中，

加入3-4ml13版PW洗液离心（镜检决定是否需要离心），离心5分钟（韭菜1000

转/分，辣椒800转/

细胞融合

1.不同的原生质体各300u1与带盖离心管中，另加入300u140%PEG液,

30C水浴中温浴15min；

2.融合液一滴于载玻片上（注意保持一定湿度，不能太干），轻轻盖上盖玻片，

显微镜观察。

四、实验结果：

用光学显微镜或倒置显微镜（高倍）观察2-3个细胞靠近或融合的过程式观

察时注意不同程度的融合现象。通常分为五个阶段。①两细胞膜接触，粘连；②

细胞膜形成穿孔；③两细胞的细胞质连通；④通道扩大，两细胞连成一体；⑤细

胞完全合并，形成一个含有两个或多个核的圆形细胞。）

五、思考题

1.绘制原生质体融合的基本过程；

2.简述细胞融合的原理

3.做细胞融合实验时，应注意哪些问题？

实验四植物叶面积测定原理、方法和步骤

植物的生长与叶面积密切相关，一方面叶面积的大小影响了植物的光合物质

积累，另一方面掌握的生长又通过叶面积的变化得到体现，因此测定植物的叶面

积对于植物的生长生理、光合生理和逆境生理具有重要的意义。

一、实验原理

植物的生长与叶面积密切相关，一方面叶面积的大小影响了植物的光合物质

积累，另一方面掌握的生长又通过叶面积的变化得到体现，因此测定植物的叶面

积对于植物的生长生理、光合生理和逆境生理具有重要的意义。可以用叶面积仪

直接测定，没有条件的试验室也可以通过测量、称重的方法测得。

二、材料与用品

校园里各种植物叶片

直尺、剪刀、复印纸、电子天平等

三、方法与步骤

1、从叶片基部用剪刀小心剪取10片叶片。

2、用直尺量取每一片叶的最长处为叶长、最宽处为叶宽，记录下来。

3、将叶片固定在复印纸上，用铅笔沿叶缘将叶片形状描下来，用剪刀剪下来。

4、将剪下的纸叶子在电子天平上称重，记录。

5、称出一张复印纸的质量，测量出长和宽，计算出纸的面积，然后换算出每

克重量所对应的纸面积。

6、将剪下来的纸叶子的质量换算成面积，是为每片叶的面积。

7、用每片叶的面积除以其长度与宽度的乘积，可以得到一个小于1的系数，

该系数与叶片的形状有关，称为形状系数或校正因子，计算10片叶子的形状系

数，算出其平均值。在以后的测量中，可以只用直尺测量该种植物叶片的长和宽，

二者的乘积乘以形状系数，即为叶面积。

8、测定形状不规则叶片的叶面积可按照上述1,2,3,4,5,6步操作。

四、结果与分析

测量出叶片的长和宽，计算出叶面积和形状系数。

实验五植物细胞渗透势的测定（质壁分离法）

一、实验原理

植物细胞的渗透势主要取决于液泡的溶质浓度，因此又称溶质势。渗透势与

植物水分代谢、生长及抗逆性等有密切关系。已知在干旱、盐渍等条件下，一些

植物常在细胞内主动积累溶质，以降低其渗透势，增加吸水能力，而在一定程度

上维持细胞膨压，保障细胞的生长和气孔的开放，这种现象叫做渗透调节作用。

渗透调节能力的大小可以用逆境条件下细胞的渗透势的降低值来表示，在水分生

理与抗逆性生理研究中经常需要测定植物细胞的渗透势。

将植物组织放入一系列不同浓度的蔗糖溶液中，经过一段时间，植物细胞与

蔗糖溶液间将达到渗透平衡状态。如果在某一溶液中细胞脱水达到平衡时刚好处

于临界质壁分离状态，则细胞的压力势（中p）将下降为零。此时细胞液的渗透

势（中S）等于外液的渗透势中so。此溶液称为该组织的等渗溶液，其浓度称为

该组织的等渗浓度，即可计算出细胞液的渗透势（甲S）。实际测定时，因为临界

质壁分离状态难以在显微镜下直接观察到，所以一般均以初始质壁分离作为判断

等渗浓度的标准。处于初始质壁分离状态的细胞体积，比吸水饱和时略小，故细

胞液浓缩而渗透势略低于吸水饱和状态时的渗透势称基态渗透势。

二、实验材料、试剂与仪器设备

（-）实验材料

紫皮洋葱鳞茎

（二）试剂

1.1mol/L蔗糖水溶液：称取预先在60-80C下烘干的蔗糖溶于60ml蒸

储水中，定容到100ml。

3.蔗糖系列标准液：取干燥洁净的小试剂瓶7支编号，用1mol/L蔗糖水

溶液依据C1XV1=C2XLLLLLLL等一系列不同浓度的蔗糖水溶液（具体范围可

根据材料不同而加以调整），贮于试剂瓶中，瓶口加塞以防蒸发浓缩。取不同浓

度的蔗糖溶液10ml称重，计算其密度。

（三）仪器设备

显微镜，载玻片，盖玻片，温度计，尖头镜子，刀片，直径6cm小培养皿,

试剂瓶若干，烧杯，容量瓶，量筒，吸管，吸水纸适量。

三、实验步骤

1.取干燥、洁净的培养皿7套编号，将配制好的不同浓度的蔗糖溶液约5ml

按顺序加入各培养皿，使之成一薄层，盖好皿盖备用。

2,迅速分别投入各种浓度的蔗糖溶液中，使其完全浸入，每一浓度4-

3.5-10min后，取出表皮薄片放在滴有同样溶液的载玻片上，盖上盖玻片，

于低倍显微镜下观察，如果所有细胞都产生质壁分离的现象，则取低浓度溶液中

的制片作同样观察，并记录质壁分离的相对程度。如果在两个相邻浓度的切片中，

一个没有发生质壁分离或质壁分离的细胞不足50%,另一个发生质壁分离的细胞

数超过50%,则可粗略地将这两个浓度的平均值作为其等渗浓度，也可用插值法

更准确地确定等渗浓度。每一制片观察的细胞不应少于100个。检查时可先从中

间浓度开始。

在找到上述浓度极限时，用新的溶液和新鲜的叶片重复进行几次，直至有把

握确定为止。在此条件下，细胞的渗透势与两个极限溶液浓度之平均值的渗透势

相等。

4.也可用CaCk或NaCl代替蔗糖，但须改变式中等渗系数。CaCl2„

将结果记录于下表中。

植物细胞渗透势测定记载表

实验人日期材料名称实验

室温度

蔗糖浓度（mol/kg）渗透势（Mpa）质壁分离细胞数/总细胞数

*100%

四、结果计算

由所得到的等渗浓度和测定的室温，用下式计算供试溶液的渗透势（中so）,

即为细胞的渗透势(Ws)。

Ws(MPa)=Wso=-iCRT

式中，Wso——供试溶液的渗透势，MPao

i一一解离系数，蔗糖=1o

C——供试溶液的浓度，mol/L(以水作溶剂)。

R-----MPa/(mol•K)］。

T——绝对温度，(273+t℃),Ko

五、思考题

1、某种植物叶片吸水饱和时的渗透势经测定为--

2、试问不同植物材料得渗透势是否相同？

实验六植物组织水势的测定（小液流法）

一、实验原理

水势（waterpotential）表示水分的化学势，象电流之由高电位处流向低电

位处一样，水从水势高处流向低处（代表水的能量水平）。植物体组织之间，细胞

之间以及植物体及环境间的水分移动方向都由水势差决定。当植物细胞或组织放

在溶液中时，如果植物的水势小于溶液的渗透势（溶质势），则组织吸水而使溶液

浓度变大；反之，则植物细胞内水分外流而使溶液浓度变小；若植物组织的水势

与溶液的渗透势相等，则二者水分保持动态平衡，外部溶液浓度不变，此溶液的

渗透势即等于所测植物的水势。可以利用溶液的浓度不同其比重也不同的原理来

测定试验前后溶液浓度的变化。然后根据公式计算其渗透势。因溶液的浓度是已

知的，可以根据公式算出其渗透压，取其负值，为溶液的渗透势（中“），即代表

植物的水势（力.）。

%=2,=-iCRT（大气压）

二、材料、仪器设备及试剂

（-）材料：小白菜叶片

（-）仪器设备：具塞小瓶12个、带有橡皮管的注射针头、镶子、打孔器

培养皿。

三、实验步骤

（-）取干燥洁净的具-小瓶的2/3处），另取6个干燥洁净的小-

（二）取待测样品的功能叶数片，用打孔器打取小圆片约50片，放至培养

皿中，混合均匀。用镜子分别夹入5-8个小圆片到盛有不同浓度的甲烯蓝蔗糖溶

液的小瓶中（乙组）。盖上瓶塞，并使叶圆片全部浸没于溶液中。放置约30-60min,

为加速水分平衡，应经常摇动小瓶。

（三）经一定时间后，用注射针头吸取乙组各瓶蓝色糖液少许，将针头插入

对应浓度甲组小瓶溶液中部，小心地放出少量液流，观察蓝色液流的升降动向。

（每次测定均要用待测浓度的甲烯蓝蔗糖溶液清洗几次注射针头）。如此方法检

查各瓶中液流的升降动向。若液流上升，说明浸过小圆片的蔗糖溶液浓度变小（即

植物组织失水）；表明叶片组织的水势高于该浓度糖溶液的渗透势；如果蓝色液

流下降则说明叶片组织的水势低于该糖溶液的渗透势，若蓝色液流静止不动，则

说明叶片组织的水势等于该糖溶液的渗透势，此糖溶液的浓度即为叶片组织的等

渗浓度。

四、结果计算

将求得的等渗浓度值代入如下公式：

力，=W„=—iCRT

式中：口=植物组织的水势(单位：MPa)；帆=溶液的渗透势；C=等渗浓

度(mol/L)；区=气体常数［L・MPa/(mol-K)］；T=绝对温度；1=解离系数

(蔗糖=1,CaCl2

五、思考题

1、测定同一植物上部及下部叶片的水势有何差别？

2、用小液流法测定植物组织水势与用质壁分离法测定植物细胞渗透势都是

以外界溶液的浓度算出的溶质势为根据，它们之间的区别何在？

实验七植物根系活力的测定(TTC法)

植物根系是活跃的吸收器官和合成器官，根的生长情况和活力水平直接影响

地上部的生长和营养状况及产量水平。本实验练习测定根系活力的方法，为植物

营养研究提供依据。

一、实验原理

氯化三苯基四氮哩(TTC)是标准氧化电位为80mV的氧化还原色素，溶于水

中成为无色溶液，但还原后即生成红色而不溶于水的三苯甲瓒，生成的三苯甲瓒

比较稳定，不会被空气中的氧自动氧化，所以TTC被广泛地用作酶试验的氢受体,

植物根系中脱氢酶所引起的TTC还原，可因加入琥珀酸，延胡索酸，苹果酸得到

增强，而被丙二酸、碘乙酸所抑制。所以TTC还原量能表示脱氢酶活性并作为根

系活力的指标。

(TTC)(TTF)

二、材料、设备仪器及试剂

(-)材料：水培小麦根系。

(三)试剂:

1、乙酸乙酯(分析纯)。

2、次硫酸钠(Na2szOD，分析纯，粉末。

3、1%TTC溶液：准确称取TTC,溶于少量水中，定容到100ml。用时稀释至

各需要的浓度。

4、磷酸缓冲液(1/15mol/L,pH7)0

5、Imol/L硫酸:

6、：称取琥珀酸，溶于水中，定容至100ml即成。

三、实验步骤

1、定性测定

(2)把根仔细洗净，把地上部分从茎基部切除。将根放入三角瓶中，倒入

反应液，以浸没根为度，置37℃左右暗处放1-3h,以观察着色情况，新根尖

端几毫米以及细侧根都明显地变成红色，表明该处有脱氢酶存在。

2、定量测定

（1）TTC标准曲线的制作：2SO粉摇匀后立即产生红色的甲攒攒25ug、

50ug,100ug、150ug,200Pg的标准比色系列，以空白作参比，在485nm波

长下测定吸光度，绘制标准曲线。

C下暗保温l-3h,此后加入lmol/L硫酸2ml,以停止反应。（与此同时做一

空白实验，先加硫酸与根样品，10分钟以后（完全杀死根系）再加其他药品，操

作同上）。

（3）把根取出，吸干水分后与乙酸乙酯3-4ml和少量石英砂一起在研钵内

磨碎，以提出甲攒。红色提取液移入试管，并用少量乙酸乙酯把残渣洗涤二、三

次，皆移入试管，最后加乙酸乙酯使总量为10ml,用分光光度计在波长485nm下

比色，以空白试验作参比测出吸光度，查标准曲线，即可求出四氮理还原量。

四、结果计算

四氮嚏还原强度（mg/g（根鲜重）/h）=四氮理还原量（mg）/［根重（g）X

时间（h）］

五、思考题

1、为什么要测定根系活力？植物的根与地上部分有何关系？

2、植物根系活力的测定为什么要以杀死根系作为空白对照？

实验八根系总吸收面积和活跃吸收面积的测定

植物根系是活跃的吸收器官和合成器官，根的生长情况和活力水平直接影响

地上部的生长和营养状况及产量水平。本实验学习测定根系吸收面积和活力的方

法。

一、实验原理

根据植物矿质吸收的理论，植物对溶质的最初吸收具有吸附的特性，并假定

这时在根系表面均匀地覆盖了一层被吸附物质的单分子层，因此可以根据根系对

某种物质的吸附量来测定根的吸收面积。常用甲烯蓝作为被吸附物质，它的被吸

附量可以根据供试液浓度的变化用比色法准确地测出。已知Img甲烯蓝成单分子

层时所占面积为2,据此即可求出根系的总吸收面积。当根系在甲烯蓝溶液中已

达到吸附饱和而仍留在溶液中时，根系的活跃部分能把原来吸附的物质吸收到细

胞中去，因而继续吸附甲烯蓝。从后一吸附量求出活跃吸收面积，可作为根系活

力指标。

二、仪器与试剂

分光光度计1台、50ml烧杯3只、20或50ml量筒1个(依根系大小而定)、

移液管1ml1支,10ml1支、试管(15X150mm)10支、容量瓶1000ml1个、

100ml1个、吸水纸适量、试管架1个。

甲烯蓝溶液：精确称取甲烯蓝(C//3SCI-3H20),加水溶解，定容至1000ml。

此溶液每ml含甲烯蓝。

的甲烯蓝溶液：用刻度吸管吸取甲烯蓝定容至100ml,摇匀即成。

三、实验方法

1.植物材料的准备本实验最好采用水培玉米，以获得完整而无损伤的根

系。玉米根系发达，是较好的材料。田间栽培的材料因不可能无损地挖出全部根

系，最好避免在正式试验中使用。

2.甲烯蓝溶液标准曲线的制作取试管7支编号，按表1次序加入各溶液,

即成甲烯蓝系列标准液。

表1各试剂加入顺序

试管号1234567

甲烯蓝溶液(ml)0

1246810

蒸储水(ml)10

986420

甲烯蓝浓度mg/ml0

-以第1管(水)为参比在分光光度计下比色，取波长660nm,读出光密度,

以甲烯蓝浓度为横坐标，光密度为纵坐标绘成标准曲线。

3.取待测植物根系用滤纸将水吸干再用排水法在量杯或量筒中测定其根系

体积。把甲烯蓝溶液分别倒在三个编号的小烧杯里，每杯中溶液量约10倍于根

的体积，准确记下每杯的溶液用量。

4.取根系，用吸水纸小心吸干数次，慎勿伤根，然后顺次浸入盛有甲烯蓝

溶液的烧杯中，每杯中浸。注意每次取出时都要使甲烯蓝溶液能从根上流回到原

烧杯中。

5.从三个烧杯中各取1ml溶液加入试管，均稀释10倍，测得其光密度，查

标准曲线，求出每杯浸入根系后溶液中剩下的甲烯蓝毫克数。

测定根系吸收面积记载表

植物名称

杯中甲烯蓝溶液量(ml)

开始时甲烯蓝浓度

(mg/ml)

浸根后烧杯1

溶液浓度烧杯2

(mg/ml)烧杯3

烧杯1

被吸收的

烧杯2

甲烯蓝量

烧杯1+2

(mg)

烧杯3

根体积(ml)

总的

根吸收

活跃的

面积m2

活跃/总的(%)

总的

比表面______________________________________________

活跃的

四、结果计算

把结果记入上表，并以下式求出根的吸收面积：

总吸收面积面)={[(Cl-ClOXV1]+[(C2-C2OXV2]}

活跃吸收面积(m2)=[(C3—C3'

活跃吸收面积(％)=活跃吸收面积/总吸收面积x100

比表面=根的总吸收面积/根的体积

式中C—溶液原来的浓度mg/ml；

C'—浸提后的浓度mg/ml；

1,2,3—烧杯编号

实验九离体叶绿体的制备以及完整度的测定

一、实验原理

叶绿体是植物进行光合作用的细胞器，分布在叶肉细胞内（组成气孔的保卫

细胞也含有叶绿体）。叶绿体是由被膜、间质和类囊体三部分组成。依据分离所

得叶绿体的结构完整程度，大致将叶绿体分成两类：一类为被膜已破碎的叶绿体,

称之为破碎叶绿体，它具有光合电子传递、光合放氧和光合磷酸化的功能；另一

类为被膜完整的叶绿体，它具有同化二氧化碳的完全的光合作用功能。分离和制

备有活性的离题叶绿体是研究叶绿体的结构功能、光合作用原理及遗传控制机理

的前提。要分离有活性、较纯的完整叶绿体相当困难，有些植物叶片细胞的细胞

比较厚，叶绿体不易从细胞中分离出来；有些植物叶绿体外膜极易破损，有些植

物叶片细胞中含有某些内源性抑制物质。例如：水解酶、氧化酶等，在制备过程

中极易释放出来，破坏叶绿体的结构和活性。因此，不是所有的高等植物都适合

用来分离和制备叶绿体，最常用的植物材料有菠菜、豌豆、玉米、甜菜、大麦等。

此外，低等植物如衣藻、小球藻等也是常用的材料。叶绿体遗传转化技术作为一

项新技术近年来为植物基因工程提供了一条新途径。但叶绿体一旦离体，其翻译

活性在15-30min后就可能完全丧失。叶绿体是绿色植物细胞中典型的细胞器，

可通过研磨叶片并匀浆后，根据其颗粒大小经过滤、差速离心加以分离。分离叶

绿体应在等渗溶液中制备，以减少渗透压对叶绿体的伤害。整个分离过程应在

0-4℃下进行，所有提取物、溶液和材料，也应保存在该温度下备用。叶绿体活

力会随着离体时间延长而不断下降，因此，分离工作应尽可能在短时间内完成。

下面分别介绍这两类叶绿体的制备以及被膜完整度的测定。

分离和制备叶绿体的方法很多，目前最常用且较方便的是分步差速离心的方

法。一般叶绿体的直径约为几个微米，因此细胞破碎后在一定的离心力范围内即

能分离获得叶绿体。

二、实验材料、试剂与仪器设备

1.器材与试剂

（1）器材

普通离心机（最好带有水平离心头）、研钵或电动捣碎器、分光光度计、冰箱、

扭力天平、pH计、量筒、移液管、离心管、脱脂纱布等。

(2)试剂

①，「'，Tricine20mmol•匚一小冰箱中备用。)

②80%的丙酮

三、实验步骤

(1)叶绿体制备

取菠菜、豌豆或小麦苗等新鲜叶片，洗净后去除中脉，置于研钵或捣碎器中，

加人冰冷的提取液，每10g叶片约加20ml冰冷的STN溶液。用手工研磨或用电

动捣碎器捣碎，使叶片捣碎至碎米粒样大小，经过4层纱布过滤，滤液先以200Xg

离心Imin,4℃,去除粗粒沉淀，上层液再以lOOOXg离心3min,4℃,倒掉上

层液，沉淀为叶绿体。用少量STN溶液悬浮叶绿体，悬浮时可用棉球分散沉淀，

并通过棉球吸取，以过滤叶绿体结块，叶绿体悬浮液置于冰浴中备用。

(2)叶绿素浓度测定

注意事项

(1)提取叶绿体操作都在低温下进行，所用器皿都需预冷。

(2)叶绿体活力会随着离体时间延长而不断下降，因此，操作尽可能迅速，

分离工作尽可能在短时间内完成。

(3)破碎的叶绿体制剂储存在液氮中，其Hill反应活性可保持较长时间，储

存时叶绿体的浓度宜浓些(约3-4mg叶绿素/ml),并加25%体积的甘油。

完整叶绿体的制备

分离方法一般有两种，一是酶消化方法，把叶片表皮撕去后，用纤维素酶和

果胶酶消化细胞壁，得到原生质体，再把原生质体通过尼龙网小孔(孔径20um),

使原生质体破裂而释放出完整叶绿体，但此方法分离得到的叶绿体数量有限。另

一种是用机械方法，先用捣碎机破碎叶片，再分步离心，可以大量制备叶绿体。

这里主要介绍离心法分离完整叶绿体。

1.器材与试剂

(1)器材

普通离心机(需带有水平离心头)，或低温离心机、电动捣碎器、照光装置、

氧电极测氧装置等。

(2)试剂

①2,2mmol/LEDTA-Na22P0„2mmol/L抗坏血酸钠(抗坏血酸钠宜在使用前

现配现加)

②2,10mmol/LNaCl,10mmol/LK:iFe(CN)6»10mmol/LNH“C1

③

④

Percoll浓度706050403020

(%)

比重g/ml

2.操作方法

(1)采摘新鲜菠菜或豌豆叶片

菠菜要选择嫩而厚，无显着皱纹的叶片，最好在早晨摘取，以免日照后在叶

绿体内积累淀粉，不利于完整叶绿体的分离。豌豆也要选择嫩而厚的叶片，摘取

后应尽快使用。叶片先在强光下照射15-20min,用以激活叶绿体，尤其用在完整

叶绿体的以二氧化碳为底物放氧活性测定时，能使其缩短光合作用诱导期。为了

防止强光照射下的温度上升，可把叶片铺放在冰块上，并在光源与叶片之间放隔

水层。

(2)叶绿体制备

叶片去除叶柄及中脉后，以每10g叶片约加20-30ml冰冷的提取液。在电动

捣碎器上高速捣碎，约2s/次，间隔捣碎3-4次，使叶片碎成绿豆粒样大小，然

后经4层纱布过滤，去除残渣。注意过滤时不可用力挤压，以免叶绿体被膜破碎。

滤液以1000Xg离心，4℃,将离心管放人离心机后，使离心机的加速很快上升

到预定值，经约30s后再很快使其下降停止，整个离心程序大约用2-

(3)叶绿体被膜完整率的进一步提高

上述方法所得叶绿体被膜完整率一般约在60%左右，好的时候也可达到70%

以上。如果需要进一步提纯，一种简单的方法是再次用悬浮介质洗涤叶绿体，并

用同样离心方法沉淀叶绿体，把破碎的叶绿体漂洗去，起着浮选作用，但用此方

法提高被膜完整率的程度有限，而且叶绿体损失也多。另一种方法是用Percoll

作为密度梯度介质，方法是将3ml含有80%Percoll(以原液为100%浓度，用水

稀释)，铺在10ml体积的离心管下层，再把3ml40%Percoll铺在离心管的中层,

然后将1ml叶绿体悬浮液轻轻地铺在离心管的上层，用水平离心头的离心机在

1500Xg下离心2-3min,注意此时离心机的加速一定要缓慢上升，而下降时也要

缓慢停下，否则会破坏Percoll的浓度梯度层的形成，取出离心管可以看到有3

层绿色带，最上层的为破碎叶绿体，沉在底层的为粗颗粒，而40%-80%Percoll

之间的界面上有一绿色层，是完整叶绿体，小心地将它吸取出来，转移到叶绿体

悬浮介质里。此部分叶绿体的被膜完整率可达95%以上，有时甚至100虬Percoll

介质可以重复使用，把密度梯度离心用过以后的40%和80%Percoll,分别吸取

出来，存储于冰箱中以备下次使用。如果制备完整叶绿体的目的只是为了供叶绿

体DNA的分离所用，则主要获得被膜完整率高的叶绿体制剂即可，不必考虑叶绿

体同化二氧化碳的活性，因此提取介质可改用简单的STN溶液，但是操作顺序需

按照制备完整叶绿体的方法，再用Percoll作密度梯度离心提纯。

叶绿体被膜完整率的测定：

被膜完整率（盼=［（被膜涨破叶绿体的Hill反应速率一完整叶绿体的Hill

反应速率）/被膜涨破叶绿体的Hill反应速率］X100

测定计算实例见下图：

图8用铁氟化钾作Hill氧化剂检测叶绿体完整度记录图

四、实验结果按照上述的图表记录实验结果并计算。

五、思考题

1.被膜完整的叶绿体与破碎的叶绿体在功能上有什么区别？

2.在本实验中山梨醇的作用？

3.本实验中铁氟化钾的作用？

实验十叶绿体色素的提取、分离和理化性质

I叶绿体色素的提取与分离

一、实验原理

叶绿体中含有绿色素（包括叶绿素a和叶绿素b）和黄色素（包括胡萝卜素

和叶黄素）两大类。它们与类囊体膜相结合成为色素蛋白复合体。这两类色素都

不溶于水，而溶于有机溶剂，故可用乙醇、丙酮等有机溶剂提取。提取液可用色

谱分析的原理加以分离。因吸附剂对不同物质的吸附力不同，当用适当的溶剂推

动时，混合物中各种成分在两相（固定相和流动相）间具有不同的分配系数，所

以移动速度不同，经过一定时间层析后，可将各种色素分开。

二、材料、仪器设备及试剂

（-）材料：菠菜叶片

（二）仪器设备：研钵、漏斗、100ml三角瓶、剪刀、滴管、培养皿（直

径11cm）、康维皿或平底短玻管、圆形滤纸（直径11cm）、滤纸条（）。

（三）试剂：95%乙醇、石英砂、碳酸钙粉、推动剂：按石油酸：丙酮:

苯（10:2:1）比例配制（V/V）o

三、实验步骤

1、叶绿体色素的提取

（1）取新鲜菠菜叶片4-5片（2g左右），洗净，擦干，去掉中脉剪碎，放入

研钵中。

（2）研钵中加2-3ml95%乙醇，加入少许石英砂、碳酸钙粉末，研磨至糊

状，再加10T5ml95%乙醇，提取35min,上清液过滤于三角瓶中，残渣用10ml

95%乙醇冲洗，一同滤于三角瓶中。

（3）如无新鲜叶片，也可用事先制好的叶干粉提取。取新鲜叶片（以菠菜

叶最好），先用105c杀青，再在80C下烘干，研成粉末，密闭贮存。用时称叶

粉2g放入小烧杯中，加95%乙醇20-30口1浸提，并随时搅动。待乙醇呈深绿色

时，滤出浸提液备用。

2、叶绿体色素的分离

（1）取圆形定性滤纸一张（直径11cm）,在其中心戳一圆形小孔（直径约2

（2）将纸捻带有色素的一端插入圆形滤纸的小孔中，使与滤纸刚刚平齐（勿

突出）。

（3）在培养皿内放一康维皿，在康维皿中央小室中加入适量的推动剂，