内分泌治疗耐药的动物模型研究

内分泌治疗耐药的动物模型研究演讲人01内分泌治疗耐药的动物模型研究02引言引言内分泌治疗是激素受体阳性（HR+）、人表皮生长因子受体2阴性（HER2-）乳腺癌、前列腺癌等激素依赖性肿瘤的核心治疗手段。通过阻断雌激素/雄激素信号通路，可有效控制肿瘤生长、延长患者生存期。然而，临床实践中耐药性的发生不可避免——约30%的乳腺癌患者在初始治疗5年内出现耐药，几乎所有转移性患者最终将进展为内分泌耐药。这种“有效-耐药-进展”的循环，不仅限制了内分泌治疗的长期疗效，更成为患者预后不良的主要瓶颈。深入解析内分泌治疗耐药的分子机制，筛选有效的耐药逆转策略，离不开可靠的实验模型。作为连接基础研究与临床转化的桥梁，动物模型能够模拟人体肿瘤微环境、治疗反应及耐药进展的全过程，为机制探索和药物研发提供不可替代的体内证据。在过去的二十年间，从传统的细胞系移植模型到高度模拟临床异质性的患者来源异种移植模型，引言从基因工程小鼠到人源化免疫重建模型，动物模型的不断革新推动着内分泌耐药研究从“现象观察”迈向“机制解析”与“精准干预”。本文将系统梳理内分泌治疗耐药的分子机制基础，详细阐述各类耐药动物模型的建立方法、优缺点及应用场景，并结合最新研究进展探讨其在耐药机制探索与治疗策略开发中的实践价值，最后展望未来模型优化与转化的方向与挑战。03内分泌治疗耐药的分子机制基础内分泌治疗耐药的分子机制基础动物模型的设计与选择需以对耐药机制的深刻理解为前提。内分泌治疗耐药可分为原发性耐药（初始治疗无效）和获得性耐药（治疗有效后进展），其涉及多维度、多层次的分子网络异常，包括受体通路改变、旁路激活、肿瘤微环境重塑及表观遗传调控等。1雌激素受体信号通路的核心改变雌激素受体α（ERα）是HR+乳腺癌的驱动基因，也是内分泌治疗的核心靶点。耐药的发生首先源于ERα通路的自我调控异常：约30%的获得性耐药患者中可检测到ESR1基因突变（如Y537S、D538G），这类突变导致ERα配体结合域构象改变，使受体在低雌激素状态下仍能持续激活下游靶基因，从而拮抗他莫昔芬等选择性ER调节剂（SERM）的拮抗作用。此外，ERα表达水平下调或丢失（约15%-20%耐药患者）也会使内分泌治疗失去作用靶点，此时肿瘤常转向ERα非依赖性生长模式。2旁路信号通路的代偿性激活当ERα通路被阻断时，肿瘤细胞会激活多条旁路信号通路以维持生存增殖。PI3K/AKT/mTOR通路是最常见的“逃逸通道”：约40%的HR+乳腺癌存在PIK3CA突变或PTEN缺失，导致AKT持续磷酸化，进而通过磷酸化FOXO转录因子抑制细胞凋亡，同时激活mTORC1促进蛋白合成。MAPK通路（如KRAS突变、BRAF激活）的异常激活可通过磷酸化ERα的丝氨酸位点（如Ser118），增强其转录活性，削弱他莫昔芬的抑制作用。此外，HER2/neu过表达（约10%-15%）可通过RAS/MAPK和PI3K通路双重激活，导致内分泌治疗耐药，这也是为何HER2阳性患者需联合抗HER2治疗的原因。3细胞周期与凋亡调控紊乱内分泌治疗的疗效依赖于细胞周期G1期阻滞和凋亡诱导。CDK4/6是驱动G1/S期转换的关键激酶，其过度表达或cyclinD1扩增（约50%-60%的HR+乳腺癌）可绕过内分泌治疗介导的细胞周期阻滞。耐药肿瘤中，抗凋亡蛋白（如BCL-2、MCL-1）表达上调，促凋亡蛋白（如BAX、BAD）表达下调，使细胞对治疗诱导的凋亡产生抵抗。4肿瘤微环境的“非自主性”耐药肿瘤微环境（TME）并非被动旁观者，而是通过细胞间通讯、细胞外基质重塑及免疫微环境调控主动参与耐药进程。癌相关成纤维细胞（CAFs）可分泌肝细胞生长因子（HGF）、白细胞介素-6（IL-6）等因子，激活肿瘤细胞的MET/STAT3通路；肿瘤相关巨噬细胞（TAMs）通过分泌表皮生长因子（EGF）促进EGFR通路激活；免疫微环境中T细胞耗竭、调节性T细胞（Tregs）浸润增加，则削弱了免疫监视与内分泌治疗的免疫原性效应。5表观遗传与代谢重编程表观遗传调控异常（如DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA表达改变）可导致耐药相关基因的沉默或激活。例如，ESR1启动子高甲基化会抑制其表达，而miR-221/222过表达则通过靶向PTEN和ERα促进耐药。代谢重编程方面，耐药肿瘤倾向于增强糖酵解（Warburg效应）、谷氨酰胺代谢和脂肪酸合成，以满足快速增殖的能量需求，同时代谢产物（如乳酸、柠檬酸）可通过改变微环境pH值或表观修饰酶活性进一步驱动耐药。04内分泌治疗耐药动物模型的建立方法内分泌治疗耐药动物模型的建立方法基于上述耐药机制，研究者已建立多种动物模型，模拟不同类型、不同阶段的内分泌耐药表型。这些模型可概括为四大类：细胞系来源移植模型、患者来源异种移植模型、基因工程动物模型及原位/转移模型，每一类模型均具有独特的优势与适用场景。1细胞系来源移植模型细胞系来源移植（CellLine-DerivedXenograft,CDX）模型是将体外培养的耐药细胞系移植到免疫缺陷动物体内，是最早应用于内分泌耐药研究的模型类型。1细胞系来源移植模型1.1耐药细胞系的建立与鉴定CDX模型的核心是耐药细胞系的构建。常用方法包括：长期药物诱导（如用他莫昔芬、氟维司群处理亲本细胞系MCF-7、T47D）、逐步递增剂量法（从低浓度药物开始，逐步提高至IC50值的5-10倍）或基因转染（导入ESR1突变基因、PIK3CA激活突变等）。例如，MCF-7/TAM细胞系是通过长期暴露于他莫昔芬（1μmol/L）获得的，其表现为ERα表达下调、PI3K通路激活，并在裸鼠体内对Tamoxifen产生耐药。耐药细胞系的需通过多维度鉴定：体外药物敏感性检测（MTT法、克隆形成实验）、分子标志物检测（Westernblot、qPCR验证ESR1突变、通路蛋白表达）、细胞周期与凋亡分析（流式细胞术）。1细胞系来源移植模型1.2移植模型的构建与评价将耐药细胞系（1×10^6-5×10^6cells）悬于PBS/Matrigel混合液（1:1），接种于雌性裸鼠或SCID小鼠的乳腺脂肪垫（orthotopicsite）或皮下（subcutaneoussite）。成瘤后（肿瘤体积约100mm³），给予内分泌治疗药物（如他莫昔芬5mg/kg/d灌胃，氟维司群5mg/只/周皮下注射），监测肿瘤体积（游标卡尺测量，公式V=0.5×长径×短径²）和小鼠体重。耐药标准定义为：治疗4周后肿瘤体积增长超过对照组的50%，或治疗期间肿瘤无缩小甚至进展。1细胞系来源移植模型1.3CDX模型的优缺点CDX模型的优势在于操作简便、成瘤率高、周期短（成瘤时间约4-8周），且细胞系基因背景明确，便于机制研究。但其局限性也十分突出：肿瘤细胞系经长期体外培养后，基因组稳定性下降，异质性丢失，难以模拟临床肿瘤的复杂微环境；缺乏功能性免疫系统，无法评估免疫介导的耐药机制；耐药表型多源于单一压力诱导，与临床多因素驱动的耐药存在差异。2患者来源异种移植模型患者来源异种移植（Patient-DerivedXenograft,PDX）模型是将新鲜临床肿瘤组织（手术或活检标本）移植到免疫缺陷动物体内，最大程度保留原发肿瘤的遗传异质性、组织学特征和药物反应性。2患者来源异种移植模型2.1肿瘤组织的获取与处理PDX模型的建立始于高质量肿瘤样本的收集。需在患者知情同意下获取新鲜肿瘤组织（离体后<30min），剔除坏死组织和脂肪，剪成1-3mm³的小块（避免机械损伤）。为提高成瘤率，部分研究采用“预移植”策略：将组织块先接种于NOD/SCID小鼠皮下，传至第3代（P3）后再用于后续实验，以适应动物体内环境。2患者来源异种移植模型2.2PDX模型的建立流程将肿瘤组织块植入麻醉小鼠的乳腺脂肪垫（原位移植）或皮下（异位移植），每只小鼠接种1-2块。动物饲养在SPF级环境中，给予17β-雌醇（0.72mg/pellet，90天释放）补充雌激素，促进HR+肿瘤生长。当肿瘤体积达1000mm³时（约3-6个月），处死小鼠，取肿瘤组织传代（P1-P3），同时部分组织液氮保存用于后续分子检测。2患者来源异种移植模型2.3耐药PDX模型的诱导与鉴定临床前研究中，耐药PDX模型主要通过两种方式建立：一是直接移植来自内分泌治疗失败患者的耐药肿瘤组织；二是对敏感PDX模型进行长期药物治疗诱导（如持续给予氟维司群12个月）。耐药鉴定需结合临床病理特征（如原发肿瘤的ESR1突变状态、Ki-67指数）和治疗反应数据（如治疗前后肿瘤体积变化、PFS时间）。例如，一项研究纳入45例转移性乳腺癌患者的耐药样本，成功建立了12例耐药PDX模型，其中8例携带ESR1突变，且对CDK4/6抑制剂联合治疗敏感。2患者来源异种移植模型2.4PDX模型的优缺点PDX模型的核心优势在于“临床相关性高”：保留原发肿瘤的分子分型（LuminalA/B、HER2enriched等）、组织学结构（腺管结构、间质成分）和耐药特征（如ESR1突变、PIK3CA激活突变频率与临床一致）；能模拟肿瘤的异质性和进化过程，如同一患者原发与转移灶PDX模型的耐药机制差异。但其局限性包括：成瘤率低（HR+乳腺癌约30%-50%）、周期长（从样本采集到稳定传代需6-12个月）、成本高昂（每只小鼠饲养费用约200-300元）；仍缺乏免疫系统，无法评估免疫治疗与内分泌治疗的联合效应。3基因工程动物模型基因工程动物模型（GeneticallyEngineeredMouseModels,GEMMs）通过基因编辑技术在动物体内引入特定基因突变，模拟人类肿瘤发生发展及耐药的全过程，是研究耐药机制“从基因到表型”的理想工具。3基因工程动物模型3.1条件性ERα敲除/突变模型针对ERα在耐药中的核心作用，研究者构建了多种ERα相关GEMMs。例如，MMTV-Cre;ERα^fl/fl小鼠通过乳腺特异性表达Cre重组酶，敲除ERα外显子3-8（配体结合域），模拟ERα丢失导致的内分泌耐药；而ERα^Y537Sknock-in小鼠通过点突变引入临床常见的ESR1突变，可自发形成ER+乳腺癌，并对Tamoxifen产生原发性耐药。这类模型的优势在于ERα的改变发生在生理微环境中，且可与其他基因突变（如PIK3CA^H1047R）联合构建多基因协同耐药模型。3基因工程动物模型3.2激活性基因突变模型PI3K/AKT通路异常是内分泌耐药的主要驱动因素，因此PIK3CA突变模型应用广泛。例如，MMTV-Pik3ca^H1047R;PyMT小鼠（PyMT为多瘤病毒中T抗原，可驱动乳腺肿瘤发生）在肿瘤进展过程中自发出现PIK3CA激活突变，表现为对Tamoxifen的耐药，且耐药肿瘤中AKT磷酸化水平显著升高。类似地，KRAS^G12D突变模型可通过激活MAPK通路导致内分泌治疗抵抗。3基因工程动物模型3.3诱导性基因敲除/激活模型传统的GEMMs多为自发肿瘤模型，肿瘤发生时间不可控。诱导性模型（如Cre-ERT2系统）通过他莫昔芬诱导Cre重组酶活性，可实现特定基因的时空特异性敲除或激活。例如，在MMTV-Cre-ERT2;PTEN^fl/fl;p53^fl/fl小鼠中，给予他莫昔芬诱导PTEN/p53双敲除，可快速形成ER+乳腺癌，并在内分泌治疗过程中观察到PI3K通路激活和耐药进展。这类模型适用于研究耐药的“获得性”过程，即治疗过程中基因突变或表达变化的动态效应。3基因工程动物模型3.4GEMMs的优缺点GEMMs的最大优势在于拥有完整的免疫系统（适应性免疫和固有免疫），可模拟肿瘤-免疫微环境的相互作用；肿瘤发生发展过程更接近临床（从癌前病变到原发肿瘤、转移）；基因突变背景明确，便于解析特定基因在耐药中的因果作用。但其局限性也十分显著：建模周期长（从基因构建到肿瘤形成需6-12个月）；成本高昂（基因编辑小鼠单只价格约1000-2000元）；部分模型肿瘤发生率低或表型不稳定，且不同品系小鼠的激素代谢差异可能影响实验结果。4原位移植与转移模型原位移植（OrthotopicTransplantation）模型是将肿瘤细胞或组织移植到动物的靶器官（如乳腺、前列腺），模拟肿瘤在原发器官的生长微环境；转移模型则进一步模拟肿瘤细胞通过血液循环或淋巴系统向远处器官（骨、肝、肺）扩散的过程。4原位移植与转移模型4.1乳腺原位移植模型以CDX或PDX模型为基础，将肿瘤细胞/组织悬液接种于小鼠第4对乳腺脂肪垫，可形成与临床相似的乳腺原发肿瘤。与皮下移植相比，原位移植模型的优势在于：肿瘤可浸润周围脂肪组织，与血管、神经、基质细胞相互作用，更真实地模拟肿瘤微环境；肿瘤血管生成、淋巴转移模式更接近临床；部分原位移植模型可自发发生肺转移（如MDA-MB-231细胞系原位移植后肺转移率约80%）。4原位移植与转移模型4.2骨转移模型HR+乳腺癌最常见的转移部位是骨，而骨转移是内分泌治疗耐药的重要临床场景。骨转移模型的建立方法包括：左心室注射（intracardiacinjection，模拟血行播散）、尾静脉注射（tailveininjection）或直接移植到胫骨骨髓腔（intra-tibialinjection）。例如，将MCF-7/ADR（阿霉素耐药，同时具有内分泌耐药特性）细胞系注射到NOD/SCID小鼠胫骨，可形成溶骨性转移灶，表现为骨密度降低、血清TRACP-5b（骨吸收标志物）升高，并对内分泌治疗产生耐药。4原位移植与转移模型4.3转移模型的耐药机制研究转移模型的价值在于解析“器官特异性耐药”机制。例如，骨转移微环境中，成骨细胞分泌的TGF-β、IGF-1可通过激活SMAD和PI3K通路，上调肿瘤细胞中ESR1突变和MCL-1表达，导致内分泌耐药；而肝转移灶中，肝细胞分泌的肝细胞生长因子（HGF）可通过MET通路激活ERK，拮抗氟维司群的抑制作用。通过比较原发灶与转移灶的分子差异，可发现器官微环境调控耐药的关键靶点。05不同动物模型的比较与选择不同动物模型的比较与选择面对种类繁多的动物模型，研究者需根据具体科学问题选择合适的模型类型。以下从模型特性、适用场景及局限性等方面进行系统比较。1模型的优劣势分析|模型类型|优势|局限性||----------------|----------------------------------------------------------------------|----------------------------------------------------------------------||CDX模型|操作简便、成瘤率高、周期短、基因背景明确|异质性丢失、缺乏微环境、耐药表型单一||PDX模型|保留临床肿瘤异质性、组织学特征和耐药机制、与患者治疗反应相关性高|成瘤率低、周期长、成本高、缺乏免疫系统||GEMMs|拥有完整免疫系统、模拟肿瘤发生发展全过程、基因突变背景明确|建模周期长、成本高昂、部分模型表型不稳定、品系间差异大|1模型的优劣势分析|模型类型|优势|局限性||原位/转移模型|模拟原发/转移微环境、器官特异性耐药机制研究、更接近临床转移过程|技术难度高、转移发生率低、个体差异大|2模型选择的依据与策略2.1基于科学问题的选择No.3-机制研究：若需明确特定基因突变（如ESR1Y537S）在耐药中的直接作用，首选GEMMs或基因编辑CDX模型；若需探索肿瘤微环境（如CAFs、TAMs）的调控机制，则PDX模型或人源化GEMMs更合适。-药物筛选：临床前药物筛选需兼顾高效性与临床相关性，PDX模型因保留患者肿瘤特征，已成为个体化治疗药物评价的“金标准”；而高通量药物初筛可选用CDX模型（操作简便、成本低）。-转移研究：器官特异性耐药机制需借助转移模型，如骨转移模型研究骨微环境对内分泌耐药的影响，肝转移模型探索肝脏代谢酶对药物代谢的调控。No.2No.12模型选择的依据与策略2.2基于资源与周期的考虑CDX模型因周期短（2-3个月）、成本低，适合实验室常规研究；PDX模型和GEMMs虽临床相关性高，但需长期投入（6-12个月）和充足经费，适合大型研究中心或转化医学平台。2模型选择的依据与策略2.3模型联合应用的探索单一模型难以全面模拟耐药的复杂性，因此联合应用成为趋势。例如，先用CDX模型筛选出潜在耐药靶点（如CDK4/6），再用PDX模型验证其临床相关性，最后通过GEMMs评估靶点在生理微环境中的作用。这种“从体外到体内，从细胞到临床”的多模型验证策略，可提高研究结果的可靠性。06动物模型在耐药机制研究中的应用实例动物模型在耐药机制研究中的应用实例动物模型的建立为内分泌治疗耐药机制的研究提供了“活体实验室”，以下通过三个典型案例展示其在解析耐药机制和指导治疗中的实践价值。1ESR1突变介导的耐药机制解析临床研究发现，约40%的晚期内分泌耐药乳腺癌患者携带ESR1突变，其中Y537S和D538G是最常见的突变类型。为明确这些突变如何导致耐药，研究者构建了ESR1^Y537Sknock-in小鼠模型：该模型在雌激素缺乏环境下仍能自发形成ER+乳腺癌，且对Tamoxifen治疗不敏感。通过对比野生型和突变型肿瘤的RNA-seq数据，发现ESR1^Y537S突变可上调细胞周期蛋白（CyclinD1、CDK4）和抗凋亡蛋白（BCL-2），同时下调ERα共抑制因子（NCOR1、SMRT）。进一步研究发现，突变型ERα的AF-2结构域构象改变，增强了对共激活因子（SRC-3）的招募，导致即使在他莫昔芬存在下仍能激活下游靶基因。基于这一机制，研究者开发了新型选择性ER降解剂（SERD）如Elacestrant，其在ESR1突变PDX模型中显示出显著疗效，该结果已通过III期临床试验验证（EMERALD研究），为ESR1突变患者提供了新的治疗选择。2非基因组信号通路激活的研究传统观点认为内分泌治疗主要通过阻断ERα的基因组效应发挥作用，但近年发现非基因组信号通路的激活也是耐药的重要机制。例如，在MCF-7/TAM耐药细胞系中，EGFR/HER2通路的过度激活可通过Src激酶磷酸化ERα的Ser167位点，增强其转录活性，且这一过程不依赖于雌激素。为验证EGFR在耐药中的作用，研究者建立了MCF-7细胞系过表达EGFR的CDX模型，发现该模型对Tamoxifen产生耐药，而联合EGFR抑制剂吉非替尼可逆转耐药。进一步在PDX模型中验证发现，约25%的耐药PDX肿瘤中存在EGFR扩增或磷酸化激活，且EGFR高表达患者预后较差。这一系列研究揭示了“EGFR-ERα”旁路激活是内分泌耐药的新机制，也为EGFR抑制剂联合内分泌治疗提供了理论依据。3肿瘤微环境在耐药中的作用肿瘤微环境不仅是“被动支持者”，更是耐药的“主动驱动者”。例如，在PDX模型中，研究者发现耐药肿瘤的间质中CAFs数量显著增加，且CAFs分泌的HGF可激活肿瘤细胞的c-MET通路，导致AKT磷酸化和ERα表达上调。通过构建CAFs特异性敲除HGF的GEMMs，发现HGF缺失可增强Tamoxifen的疗效，延长小鼠生存期。此外，在骨转移模型中，成骨细胞分泌的TGF-β可通过诱导肿瘤细胞上皮-间质转化（EMT），上调干细胞标志物（ALDH1、CD44），促进耐药和转移。这些研究不仅阐明了微环境调控耐药的分子网络，也为靶向微环境（如CAFs、TGF-β）的联合治疗策略提供了新思路。07基于动物模型的耐药逆转策略探索基于动物模型的耐药逆转策略探索明确耐药机制后，动物模型成为筛选和验证耐药逆转策略的关键平台。近年来，基于模型的联合治疗、新型药物开发及个体化治疗策略取得了显著进展。1联合靶向治疗的验证内分泌治疗与靶向药物联合是克服耐药的主要策略。例如，针对PI3K/AKT通路激活导致的耐药，研究者在他莫昔芬耐药的PDX模型中联合使用PI3K抑制剂Alpelisib和氟维司群，发现肿瘤生长抑制率从单药治疗的30%提高至75%，且肿瘤中p-AKT和p-S6水平显著下调。同样，CDK4/6抑制剂（如Palbociclib）联合内分泌治疗在ER+/HER2-乳腺癌中已取得显著疗效，而在耐药模型中发现，耐药肿瘤中cyclinE1过表达或CDK2激活是导致CDK4/6抑制剂耐药的原因，此时联合CDK2抑制剂（PF-07104091）可重新抑制肿瘤生长。这些研究为临床联合用药方案的选择提供了直接证据。2新型内分泌药物的筛选传统SERM（如他莫昔芬）和SERD（如氟维司群）在耐药患者中疗效有限，新型ER降解剂（PROTAC）和选择性ER调节剂（SERM）的开发成为热点。例如，基于ESR1突变PDX模型筛选出的新一代SERDCamizestrant，其对ESR1突变型ER的降解效力较氟维司群提高10倍，在耐药模型中可使肿瘤体积缩小40%以上。此外，口服SERDElacestrant在ESR1突变PDX模型中的疗效优于氟维司群，其III期临床试验证实可延长无进展生存期（PFS）1.9个月，已获FDA批准用于治疗ESR1突变的晚期乳腺癌。3免疫治疗联合方案的评估内分泌治疗可上调肿瘤细胞PD-L1表达，促进T细胞浸润，为免疫治疗联合提供了理论基础。在GEMMs中，研究者发现Tamoxifen治疗可增加肿瘤浸润CD8+T细胞数量，而联合PD-1抑制剂可进一步增强抗肿瘤效应，使完全缓解率从15%提高至45%。同样，在PDX模型中构建人源化免疫系统（植入患者外周血单个核细胞），发现CDK4/6抑制剂联合PD-1抑制剂可逆转T细胞耗竭状态，延长耐药模型小鼠的生存期。这些研究为内分泌治疗、靶向治疗与免疫治疗的“三联疗法”提供了实验依据。08未来研究方向与挑战未来研究方向与挑战尽管动物模型在内分泌耐药研究中取得了显著进展，但仍面临诸多挑战，未来需从模型优化、技术创新和转化应用等方面进一步突破。1模型优化与技术创新1.1人源化免疫重建模型传统PDX和GEMMs缺乏功能性人类免疫系统，无法评估免疫介导的耐药机制。人源化小鼠模型（如NSG-SGM3小鼠植入人CD34+造血干细胞）可重建人类免疫系统（T细胞、B细胞、NK细胞、巨噬细胞），为研究免疫检查点抑制剂与内分泌治疗的联合提供平台。未来需进一步优化人源化效率，如通过移植患者外周血单个核细胞（PBMC）或肿瘤浸润淋巴细胞（TIL）模拟更真实的免疫微环境。1模型优化与技术创新1.2类器官与动物模型的联合类器官（Organoid）是体外培养的3D细胞结构，可保留原发肿瘤的遗传和功能特征，且培养周期短（2-4周）。将类器官与动物模型结合，形成“类器官-动物”共培养系统，可实现高通量药物筛选（类器官）与体内验证（动物）的无缝衔接。例如，用耐药患者肿瘤类器官筛选出敏感药物组合后，再在PDX模型中验证疗效，可显著提高药物研发效率。1模型优化与技术创新1.3多组学与单细胞技术在模型中的应用传统bulkRNA-seq难以解析肿瘤异质性，单细胞RNA-seq（scRNA-seq）和空间转录组技术可在单细胞水平解析耐药肿瘤的细胞亚群组成和空间分布。例如