动物学病理检材的提取、固定、取材及保存规范

ICS11.220

CCSB41

团体标准

T/WFSXXXX一XXXX

动物法医学司法鉴定

涉案动物病理学检材的提取、固定、取材及保存规范鉴定标准

Standardforextraction,fixation,samplingandpreservationofzoological

andpathologicalmaterials

(征求意见稿)

XXXX-XX-X发布XXXX-X-X实施

潍坊市兽医协会发

I

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涉案动物病理学检材的提取、固定、取材及保存规范鉴定标准

一、范围

本规范规定了动物学病理检材提取、固定、取材及保存的操作流程和技术要求，适用于动物学研究、教学、

临床诊断、疫病监测及司法鉴定等活动中涉及的病理检材处理。

二、术语和定义

病理检材

从动物机体获取的，用于病理学检查、分析和诊断的组织、器官、细胞、体液等材料。

提取

运用适当的技术和方法，从动物体采集病理检材的操作过程。

固定

采用化学试剂或物理方法使病理检材中的生物大分子保持原有状态和结构的处理过程。

取材

从已固定的病理检材中选取适宜部分用于后续制片、检验或研究的操作。

保存

运用适当的条件和方法对病理检材进行储存，以维持其质量和特性的过程。

三、病理检材的提取

1、提取准备

1.1器械与工具准备

准备解剖刀、手术剪、镊子、止血钳、注射器、采样管、无菌棉签、载玻片、离心管等器械和工具。所有

器械和工具使用前应进行清洁、消毒和灭菌处理，确保无菌状态。

1.2防护装备准备

操作人员应穿戴一次性无菌手术衣、手套、口罩、护目镜、帽子等防护装备，防止自身感染和检材污染。

1.3记录用品准备

准备好记录表格、标签、记号笔等，用于记录检材的来源、种类、采集时间、采集部位、采集方法等信

息。

2、提取时机

2.1自然死亡的动物

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对于自然死亡的动物，应在死亡后尽快（一般不超过6-24小时，具体时间根据动物种类、环境温度和病

变类型等因素确定）进行检材提取。在高温、潮湿等环境条件下，应尽快缩短提取时间间隔，以减少死后

自溶、腐败和微生物污染对检材质量的影响。

2.2实验动物

对于实验动物，应根据实验设计和研究目的，在预定的时间点进行检材提取。如果实验动物因疾病需要安

乐死，应在实施安乐死后立即进行检材提取，确保检材的新鲜度和完整性。

2.3临床病例

对于临床病例，应在动物接受治疗前或治疗过程中，根据疾病的发展和诊断需要，适时进行检材提取。对

于需要手术治疗的病例，可在手术过程中采集病变组织和器官等检材。

3、提取方法

3.1组织检材提取

根据动物的种类、体型、病变部位和研究目的，选择合适的解剖部位和切口位置。在进行解剖操作前，应

对动物体表进行消毒处理，防止体表微生物污染检材。

使用无菌解剖器械，小心地切取病变组织及其周围一定范围（一般为0.5-1.0cm）的正常组织。组织块大

小一般为1.0cm×1.0cm×0.3cm-1.5cm×1.5cm×0.5cm，对于微小病变或特殊病变，可适当调整组织块大小。

在切取组织检材时，应避免过度牵拉、挤压和损伤组织，保持组织的原有形态和结构。对于多个病变部位

或不同类型的病变，应分别提取检材，并做好标记和记录，注明检材的来源、病变类型、采集时间和采集

部位等信息。

3.2器官检材提取

完整地摘取病变器官或目标器官，在摘取过程中应注意保护器官的血管、神经和结缔组织，避免损伤和撕

裂。

去除器官表面的结缔组织、脂肪、筋膜和其他附着物，用生理盐水轻轻冲洗干净，去除表面的血液、脓液

和污染物。

将摘取的器官检材放入无菌容器或保鲜袋中，做好标记和记录，尽快进行固定处理。

3.3细胞检材提取

体腔积液采集

对于体腔积液（如胸腔积液、腹腔积液、心包积液等），使用无菌注射器连接适当规格的针头（如18-

22G针头），在无菌操作条件下进行穿刺采集。穿刺部位应选择在积液较多且安全的部位，如胸腔穿刺可

选择在肋间隙、腹腔穿刺可选择在脐与耻骨联合连线中点等部位。

在穿刺过程中，应缓慢进针，避免损伤内脏器官和血管。当针头进入体腔后，缓慢抽取适量积液（一般为

2-10ml，具体抽取量根据积液量和研究需要确定），注入无菌离心管中。

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采集完成后，立即将离心管密封，做好标记和记录，尽快进行离心处理，收集细胞沉淀。

3.4细胞涂片采集

使用无菌刮片、毛刷或吸管等工具，采集病变部位的细胞，将细胞均匀涂抹在载玻片上，制作涂片。涂片

的厚度应适中，避免过厚或过薄。

对于液体样本（如血液、脑脊液、尿液等），可采用离心涂片法。将样本加入离心管中，进行离心处理

（离心速度和时间根据样本类型和研究需要确定），收集细胞沉淀，用吸管将细胞沉淀滴加在载玻片上，

制作涂片。

3.5体液检材提取

血液采集

采集血液时，可通过静脉穿刺、心脏穿刺、动脉穿刺等方法进行。对于小型动物（如小鼠、大鼠、豚鼠

等），可采用尾静脉穿刺或眼眶静脉丛穿刺的方法采集血液；对于中型动物（如兔、猫、狗等），可采用

前肢静脉、后肢静脉或颈静脉穿刺的方法采集血液；对于大型动物（如牛、马、猪等），可采用颈静脉、

前腔静脉或尾静脉穿刺的方法采集血液；对于实验动物的心脏穿刺采血，应在麻醉状态下进行，将针头插

入心脏腔室，抽取适量血液。

血液采集完成后，根据检测目的和后续处理方法，将血液收集到抗凝管（如肝素钠抗凝管、乙二胺四乙酸

二钾抗凝管等）或促凝管中。抗凝管中的血液应轻轻颠倒混匀，防止血液凝固；促凝管中的血液应静置一

段时间，待血液凝固后进行离心处理，分离血清或血浆。

尿液采集

对于清醒状态的动物，可采用自然排尿法、导尿法或膀胱穿刺法采集尿液。自然排尿法是将动物置于清洁

的代谢笼中，收集其自然排出的尿液；导尿法是使用无菌导尿管插入动物的尿道，将尿液引入无菌容器

中；膀胱穿刺法是在无菌操作条件下，使用注射器通过腹壁穿刺进入膀胱，抽取尿液。

对于麻醉状态下的动物，可采用输尿管插管法或膀胱造瘘法采集尿液。输尿管插管法是将无菌导管插入输

尿管，将尿液引流到收集容器中；膀胱造瘘法是在动物的膀胱上进行手术造瘘，将尿液通过造瘘口引出。

唾液采集

对于小型动物，可使用唾液收集管或吸附棉棒等工具，刺激动物口腔分泌唾液，收集唾液样本。对于大型

动物，可使用口腔引流装置或唾液收集器等工具，收集唾液样本。

四、病理检材的固定

1、固定剂选择

1.110%中性福尔马林溶液

10%中性福尔马林溶液是一种常用的固定剂，由甲醛、磷酸二氢钠、磷酸氢二钠和蒸馏水组成，pH值为

7.2-7.4。它对组织和细胞的结构具有良好的固定作用，适用于大多数病理检材的固定。

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1.24%多聚甲醛溶液

4%多聚甲醛溶液是由多聚甲醛溶解于磷酸盐缓冲液中配制而成，pH值为7.2-7.4。它对组织和细胞的抗原

性保存较好，适用于免疫组织化学、原位杂交等需要检测抗原和核酸的病理检材固定。

1.3乙醇

乙醇是一种常用的有机溶剂，具有固定和脱水双重作用。常用的乙醇浓度为70%-95%，适用于细胞涂

片、血液涂片等检材的固定。

1.4其他固定剂

根据特殊的研究目的和检测要求，还可选择戊二醛、醋酸、苦味酸等固定剂。

2、固定方法

2.1组织和器官检材固定

将提取的组织或器官检材放入装有固定剂的容器中，固定剂的体积应至少为检材体积的10-20倍，以确保

检材完全浸没在固定剂中。

固定时间根据检材的大小和性质而定。一般来说，对于小块组织（<0.5cm³），固定时间为6-12小时；对

于中等大小组织（0.5-1.0cm³），固定时间为12-24小时；对于大块组织（>1.0cm³）或器官，固定时间

为24-48小时。

在固定过程中，应定期轻轻搅动固定剂，使检材与固定剂充分接触，确保固定均匀。固定完成后，将检材

从固定剂中取出，用流水冲洗30-60分钟，以去除残留的固定剂。

2.1细胞检材固定

细胞涂片固定

对于细胞涂片，将涂片放入固定剂中固定15-30分钟。常用的固定剂为95%乙醇、甲醇或丙酮等。固定完

成后，取出涂片，自然晾干或用吹风机吹干。

离心后的细胞沉淀固定

对于离心后的细胞沉淀，加入适量固定剂（固定剂的体积为细胞沉淀体积的5-10倍），轻轻搅拌均匀，

固定30-60分钟。常用的固定剂为10%中性福尔马林溶液、4%多聚甲醛溶液或乙醇等。固定完成后，离

心去除固定剂，用磷酸盐缓冲液或生理盐水洗涤细胞沉淀2-3次，以备后续处理。

五、病理检材的取材

1、取材准备

1.1固定后的检材修整

固定后的检材应在取材前进行修整，去除多余的固定剂、脂肪、结缔组织和坏死组织等，使检材表面平

整、清洁。

1.2取材工具准备

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准备好取材所需的工具，如锋利的切片刀、剪刀、镊子、直尺、载玻片、包埋盒等。取材工具应保持清

洁、锋利，避免对检材造成损伤。

1.3取材环境准备

取材应在清洁、通风良好的实验室或专用取材室进行，避免环境污染和交叉污染。取材台应保持清洁、无

菌，定期进行消毒处理。

2、取材要求

2.1取材部位准确

取材部位应根据病变的特点和研究目的进行选择，包括病变中心、病变与正常组织交界部位、远离病变的

正常组织等。对于多灶性病变或弥漫性病变，应在多个部位取材，以全面反映病变的情况。

2.2取材组织块大小适中

取材组织块的大小应根据后续制片和检测方法确定。一般来说，用于常规石蜡切片的组织块大小为

0.2cm×0.2cm×0.2cm-0.3cm×0.3cm×0.3cm；用于冰冻切片的组织块大小为0.5cm×0.5cm×0.3cm-

1.0cm×1.0cm×0.5cm；用于电镜检查的组织块大小为1mm³左右。

2.3取材数量足够

根据研究需要和病变的复杂性，确定取材的数量。一般来说，对于单个病变部位，应至少取材2-3块组

织；对于多个病变部位或不同类型的病变，应分别取材，确保取材的代表性和完整性。

3、取材方法

3.1组织取材

使用切片刀或剪刀，从固定后的组织或器官中切取所需的组织块。取材时应注意保持组织的原有结构和方

向，避免过度牵拉和挤压组织。对于质地较硬的组织，可先将组织进行软化处理（如使用蛋白酶消化、酸

水解等方法），再进行取材。

将切取的组织块放入包埋盒中，做好标记和记录，注明组织的来源、病变类型、取材部位和取材时间等信

息。

3.2细胞取材

对于细胞涂片，使用镊子或吸管将涂片从载玻片上取下，放入包埋盒中。对于离心后的细胞沉淀，使用吸

管或移液器将细胞沉淀转移到包埋盒中。

六、病理检材的保存

1、保存条件

1.1温度

保存病理检材的环境温度一般控制在4-8℃，对于需要长期保存的检材（如超过1年），可置于-20℃或-

80℃的低温冰箱中。