芽孢杆菌和发酵碳对玉足海参浮游幼体培育效果的影响

1前言1.1玉足海参价值玉足海参(Holothurialeucospilota)为海洋底栖动物，属棘皮动物门，海参纲，楯手目，海参科，海参属。广泛存在于热带和亚热带海域，在我国主要分布于广东、广西、福建和海南岛等的近岸浅水区ADDINNE.Ref.{F34BEB0E-40B3-4A5E-85C2-66685BEB573C}(黄星美等,2022;肖同杰等,2022)。玉足海参在海洋生态系统中发挥着重要作用，它们以富含有机质的沉积物为食，在海洋环境的物质循环中承担着关键分解者职能，其通过消化道代谢活动促进碳酸钙溶解作用，可调节局部海域总碱度，对缓冲海水pH波动及维持碳酸盐体系平衡具有重要生态意义ADDINNE.Ref.{4918C427-E3E7-499E-A006-51A422C87A80}(Huangetal.,2018)。玉足海参具有较高经济价值，是最早开发作为食品的热带海参种类之一ADDINNE.Ref.{2AA72239-8D54-44C8-B19E-E0F341797F9E}(韩华,2007)。研究发现玉足海参含有的各种活性物质具有抑制真菌、抗肿瘤、和提高免疫力等作用ADDINNE.Ref.{FDDF64D4-461E-4FBF-AD08-2FA643FC99F0}(董婧媛,2020;Luetal.,2022;Malaiwongetal.,2019)。因此，玉足海参是一种居于较高的生态、经济和药用价值的海参种类。近年来，随着人们对热带海参资源的掠夺性捕捞，自然海域玉足海参的资源量迅速下滑，对其进行人工繁育和增殖放流是维持其资源量的有效手段之一ADDINNE.Ref.{C5C9950C-ADE0-45A5-AF64-F9811F4CBAA9}(于宗赫等,2021)。在玉足海参育苗过程中，如何提高浮游幼体的培育效果是当前研究的重点。大量的研究表明ADDINNE.Ref.{242583FF-26A5-4FF5-B891-842DE744A99C}(许章程,2006;尹伦甫,2018;Xiaetal.,2019)，在饵料中添加微生物添加剂可以促进水生动物幼体的生长发育，然而，目前关于玉足海参育苗相关的研究尚属空白。1.2发酵碳和芽孢杆菌在海参养殖中的应用发酵碳是有机碳源经过发酵后形成的富含微生物和少量微量元素的饵料添加剂，发酵饵料具有营养丰富、适口性好、活菌含量高等特点ADDINNE.Ref.{8FAD2C9B-E450-4E87-AC63-DE52F220F0D9}(王世英,2015)，如利用发酵海带投喂刺参具有促进生长，提高免疫酶活性和消化酶活性，以及降低肠道异养菌总数和弧菌比例等功能ADDINNE.Ref.{B208B564-7C15-4A26-9A52-6AD942BC4DCB}(王世英,2015)；对浒苔进行微生物发酵对提高幼刺参肠道中纤维素酶活力也有一定作用ADDINNE.Ref.{60A0D66C-60E7-437E-872D-780232F6BA2B}(李猛,2016)。枯草芽孢杆菌（Bacillussubtilis）是水产养殖中普遍使用的微生物添加剂，目前已经应用于多种水产动物的养殖ADDINNE.Ref.{7747BE61-B446-4A92-B77E-43641BE80E3B}(Yaoetal.,2020)，在饵料中添加一定量的枯草芽孢杆菌可以显著提高仿刺参的生长速度和免疫力ADDINNE.Ref.{92CB8063-FA07-4C59-900E-78C3FED83B8D}(Sunetal.,2012)。短小嗜冷芽孢杆菌（Bacilluspumilus）是芽孢杆菌属的一种，芽孢杆菌下属许多菌种都可用于水产养殖，短小芽孢杆菌可以降低水体中氨氮和亚硝酸盐含量，并对弗氏柠檬酸杆菌、蜂房哈夫尼亚菌、嗜水气单胞菌等细菌有抑制效果ADDINNE.Ref.{46B23AD7-08AA-471A-925A-FE9B3758AE77}(侯颖等,2023)。总的来说，微生物在水产养殖中应用广泛且效果显著，但在玉足海参浮游幼体培育中的应用相对较少。本实验以玉足海参幼体为研究对象，选取发酵碳、枯草芽孢杆菌和短小嗜冷芽孢杆菌三类微生物添加剂对玉足海参浮游幼体的生长发育、成活以及养殖水环境中氨氮及亚硝酸盐含量变化的影响，为微生物添加剂在热带海参育苗中的应用提供科学依据。2材料与方法2.1玉足海参浮游幼体玉足海参亲参采捕自深圳大亚湾海域(22°33′N,114°33′E)，采捕后立即运送至中国科学院南海水产研究所深圳试验基地，置于室内养殖池中暂养一个月，期间海参以底栖硅藻和池底沉积物为食，保持持续充气，每周彻底换水1次，暂养2周后，采用阴干和流水刺激的方法进行人工催产，海参停止排卵后使用500目筛绢网收集受精卵，将受精卵转移至数个120L的养殖桶中进行孵化，密度为2只/mL，期间保持持续充气，使受精卵均匀悬浮在水体中，待幼体发育至小耳幼体阶段后，投喂1:1混合的牟氏角毛藻和面包酵母混合饵料，日投喂量为8L/m3。本实验所用海水均为砂滤海水，并经孔径为5μm的微孔过滤袋过滤。期间水温为28~30℃，盐度为31~34，pH为8.1~8.3。2.2微生物添加剂2.2.1发酵碳发酵碳购自广东省佛山市某生物科技有限公司，为褐色粉末状，成分为碳源，活性酶，枯草芽孢杆菌，各类微量元素等，发酵碳使用清洁海水配制成10g/L的溶液，活化20min后摇匀使用，实验开始后每3天添加一次，用量为1mL/L，共使用3次。2.2.2短小嗜冷芽孢杆菌短小嗜冷芽孢杆菌购自广西南宁市某生物工程有限公司，为芽孢杆菌属，菌体细杆状，产品为灰色粉末状，有效活菌数为5.0×108CFU/g，使用清洁海水配制成0.1g/L的菌液，实验开始后每3天添加一次，用量为2mL/L，共使用3次。2.2.3枯草芽孢杆菌枯草芽孢杆菌购自江苏省邳州市某生物科技有限公司，为灰白色粉末状，其原料组成为枯草芽孢杆菌，载体为淀粉，活菌数≥6.0×108CFU/g，使用清洁海水配制成0.1g/L的菌液，使用方法和用量同1.2.2。2.3实验方法2023年8月16日开始实验，此时幼体发育至小耳幼体阶段，将幼体转移至数个20L小桶，密度为0.8只/mL。小桶底部布设一个气室适度充气，使幼体均匀悬浮在水体中。实验期间每日上午和下午各投喂一次1:1:1混合的牟氏角毛藻液(2.00~2.50×106cells/mL)、小球藻粉悬浊液(0.10g/L)和面包酵母悬浊液(0.10g/L)混合饵料，投喂量为7.5mL/L。本实验设置1个对照组和3个处理组，对照组只投喂上述混合饵料，处理组在投喂混合饵料的基础上，分别按照1.2.1-1.2.3的方法额外添加发酵碳，枯草芽孢杆菌和短小嗜冷芽孢杆菌，各组依次标记为A，B，C和D组，每组三个重复。每日中午换水1/2，每3~5天使用虹吸法清理桶底的残饵粪便和死亡幼体。每3天对幼体进行计数，每个桶计数6次，将计数结果与初始值比较计算存活率。同时每个桶随机取10~20只幼体存于离心管中，带回实验室镜检测量幼体体长和记录发育情况。在采样的同时利用YSI556MPS多参数水质分析仪测定水温、盐度和pH，并取100mL水样，过滤后按照《海洋监测规范》的方法测量氨氮和亚硝酸盐含量。本实验一共持续18d，至9月2日结束。2.4数据分析利用SPSS26.0软件对数据进行统计分析。利用单因素方差分析(One-WayANOVA)检验同一取样时间各组海参幼体体长以及存活率之间差异的显著性，利用Duncan法对数据进行多重比较。成活率数据经过平方根反正弦转换后再进行统计分析，而结果展示的数据为未转换值。实验结果用平均值±标准差(mean±SD)表示。P<0.05表示差异显著。利用Origin2022软件作图。3结果3.1对玉足海参浮游幼体培育效果的影响3.1.1对发育效果的影响实验过程中，各组别玉足海参浮游幼体发育状态随时间的变化如表1和图1所示。其中，饵料中添加微生物添加剂的B、C、D三组均在实验第3天时进入中耳阶段，均快于对照组。此后，A、B两组幼体基本保持相同发育速度，均在第18天发育至樽型幼体阶段；C组于第3天发育至中耳幼体阶段后便停滞不前至实验结束仍有存活个体；而D组发育至中耳幼体阶段后同样无法继续发育，至12天时全部死亡。总的来说，添加这三种微生物饲料添加剂并不能促进玉足海参浮游幼体发育，枯草芽孢杆菌和短小嗜冷芽孢杆菌甚至还会阻碍幼体发育。各发育阶段幼体比例如图2所示。A、B两组发育较好，第18天时，樽型幼体分别占33%和28%；大耳幼体分别占33%和43%。B组大耳幼体所占比例略高于A组，同时无发育潜力幼体比例略低于A组；C组无发育潜力幼体比例占比高达71%，樽型幼体比例仅为7%。表1各处理组玉足海参浮游幼体发育状态随时间的变化时间/dtime组别groupsABCD0小耳小耳小耳小耳3小耳中耳中耳中耳6中耳中耳中耳中耳9中耳中耳中耳中耳12大耳大耳中耳中耳15大耳后期大耳中耳18樽型樽型中耳注：A-D组表示对照组，添加发酵碳组，添加枯草芽孢杆菌组，添加短小嗜冷芽孢杆菌组，发育状态取1/3以上个体达到的发育阶段进行描述。下同。图1实验第18天各处理组玉足海参各发育阶段幼体比例(n=15-20)3.1.2对成活率的影响随着实验进行，各组存活率均呈现下降趋势(表2)。第3天，各组存活率均无显著差异(所有的P>0.05)，到第6天时，B组存活率显著高于C、D两组(所有的P<0.05)，A组与其余三组无显著差异(所有的P>0.05)；此后D组成活率一直显著低于A、B两组(P<0.05)，至12天时已全部死亡。实验结束时A、B、C三组幼体成功或率无显著差异(所有的P>0.05)。总的来说，添加短小嗜冷芽孢杆菌对不利于玉足海参浮游幼体的存活。表2不同微生物添加剂对玉足海参幼体存活率的影响组别groups存活率%survival3d6d9d12d15dA87.59±11.11a79.97±22.65ab78.92±7.82b63.82±7.27bc48.98±4.22bB97.22±4.81a95.22±7.59b83.87±14.83b84.12±11.46c67.26±12.5bC100±0a66.59±25.36a57.82±16.48b46.01±13.86ab37.82±2.72bD89.18±9.57a59.04±18.52a21.9±8.98a0±0a0±0a注：相同取样时间，不同组上标不同字母表示差异显著(P<0.05)。3.1.3对生长的影响各组发育状态和幼体体长随时间的变化如图2所示，可明显观察到A、B组幼体随时间变化在逐步完成发育过程，且个体大小较明显大于C、D组；到18天时，C组个体不仅无法继续发育，且相较于12天发育阶段个体更小，呈反向发育趋势。同时A、B组幼体胃部的饱满度相对较高，而C组幼体胃部饱满度则较低，尤其D组胃部饱满度更低，后续便直接死亡。图2各处理组玉足海参浮游幼体发育状态随时间的变化注：3A代表第3天中的A组，18C代表18天中的C组，依此类推各组幼体体长随时间的变化如图3所示，实验第3天，添加微生物的B、C、D三组生长较快，体长均显著高于对照组(所有的P<0.05)；至实验第6天时各组体长均无显著差异(所有的P>0.05)；实验第9天，A组显著高于其余三组(P<0.05)，B组显著高于C、D组(P<0.05)，C、D组间无显著差异(P>0.05)；至12天时，A组体长达到最大值821.3μm，B组体长增长至773.8μm，两组无显著差异(P>0.05)，C组由于发育不良(图1)导致体长呈负增长趋势，此后一直显著低A、B两组(P<0.05)；D组12天时已全部死亡。第15天，B组幼体体长达到最大815.6μm，A组体长下降至761.2μm，C组下降至556.9μm。第18天，A组、B组和C组体长分别为641.8μm、666.2μm、565.4μm。总的来说，前期添加微生物添加剂能提高幼体的生长，后期添加短小嗜冷芽孢杆菌和枯草芽孢杆菌的会阻碍玉足海参浮游幼体的生长。图3各处理组玉足海参浮游幼体体长随时间的变化注：对于同一取样时间，上标不同字母表示各组数据间存在显著差异(P<0.05)，下同3.2对玉足海参育苗水体水质的影响3.2.1对育苗水体中氨氮的影响实验过程中各组育苗水体氨氮浓度变化如图4所示，第3天时，D组氨氮浓度为3.8μmol/L，显著高于其余三组(p＜0.05)；A组、B组和C组氨氮分别为1.7、0.9和2.9μmol/L，B组的氨氮浓度显著低于其余三组(p＜0.05)；第6-9天，A组氨氮浓度增速高于其余三组，第12天A-D组浓度分别为10.4、9.6、8.8和9.0μmol/L，A组显著高于C组和D组(p＜0.05)，B组、C组和D组无显著差异(p>0.05)。15天后，各组氨氮含量均无显著差异(所有P>0.05)。总的来说，实验前9天，每隔3天添加微生物能持续降低氨氮浓度，停止添加微生物后，实验组氨氮浓度均快速上升，达到与对照组接近。图4不同微生物添加剂对玉足海参育苗水体氨氮浓度的影响3.2.2对育苗水体中亚硝酸盐的影响实验过程中亚硝酸盐浓度变化如图5所示，第3天时，A-D组亚硝酸盐浓度分别为1.6、2.5、2.3和1.9μmol/L，其中A组显著低于B组和C组；第6-9天，A组浓度增长较快，第12天各组均观察到最高浓度，分别为9.2、8.5、8.3和8.3μmol/L，A组显著高于其余三组(p＜0.05)，但其余三组间无显著差异(p>0.05)；第15天后，各组亚硝酸盐浓度均无显著差异(所有P>0.05)。图5不同微生物对玉足海参幼体生长环境中亚硝酸盐浓度的影响4讨论目前微生物相关添加剂已广泛应用于水产养殖行业ADDINNE.Ref.{7A163441-0D63-4722-9883-AB65A8A72803}(王国旭等,2022)。其对养殖的影响可分为对水产动物本身和对养殖环境两个方面，对水产动物本身的影响有调节养殖水产动物肠道菌群，改善消化酶活性；促进机体的营养物质的吸收代谢和自身免疫等，从而提高水产动物生长性能和养殖效果ADDINNE.Ref.{11D76B5F-48D5-4972-B538-79B842507B12}(李倩等,2016;于梦楠等,2021;杨晗月等,2023)。而在养殖环境方面，微生物除通过改善水质、预防传染病、抗原等方式直接影响养殖对象的存活率以及产量外ADDINNE.Ref.{38F383A3-DAE8-4251-A945-F672747DFABE}(Nayak,2021;谢俊宇等,2023;杜萌萌,2019)，还可通过循环利用营养物质，降解有机物或自身代谢等方式降低养殖系统中的氨氮和亚硝酸盐含量，从而改善水质ADDINNE.Ref.{9238EA3A-883D-45F5-AE2F-A761E84872A0}(BentzonTiliaetal.,2016)。4.1微生物添加剂对玉足海参影响研究表明，微生物添加剂会促进海参生长和发育，是由于微生物本身的营养作用、促进相关酶分泌、增强消化酶活性或调节了肠道微生物群落等原因ADDINNE.Ref.{BF35CFE4-F72D-47AA-B193-B5569749FF18}(Baoetal.,2017;苏艳莉等,2016)。如在仿刺参的的饵料中添加芽孢杆菌(BacillusbaekryungensisMS1)投喂30天后，淀粉酶、蛋白酶和海藻酸解酶活性显著提高，生长性能也均有显著提高ADDINNE.Ref.{278810E5-2866-47B6-B86A-B1ECF1F5A8F7}(Wangetal.,2017)。在仿刺参的饵料中添加107cfu/g的芽孢杆菌（B.baekryungensis），经过60天的饲养，实验组仿刺参肠道微生物菌群发生明显改变，拟杆菌门和厚壁菌门的丰度显著降低，而变形菌门的丰度显著增加；同时免疫酶活性和生长性能显著提高ADDINNE.Ref.{B597247B-5D3F-43AC-B13A-D6D4C897ED27}(Liuetal.,2020)。MaY等ADDINNE.Ref.{9891FB05-4A4C-4DD3-BAD8-21AA240D7152}(Maetal.,2014)在仿刺参的饲料中添加海洋细菌假互单胞菌(Pseudoalteromonassp.BC228)，发现能提高海参肠道和体腔液的消化和免疫酶活性。本实验中添加枯草芽孢杆菌和短小嗜冷芽孢杆菌反而对玉足海参发育产生不利影响。表现为添加枯草芽孢杆菌组，玉足海参浮游幼体生长发育及体长均受到不利影响，幼体只能发育至中耳后期，随后发育过程中胃部饱满度也较低，体长出现负增长情况，幼体虽存活率无显著影响，但存活幼体多为无发育潜力幼体，发育至樽型幼体数量极少。添加短小嗜冷芽孢杆菌组只能发育至中耳中期，发育过程中胃部饱满度低，幼体至实验12天后全部死亡。这直接表明这两种微生物并不适合作为饲料添加剂用于玉足海参浮游幼体培育。推测除与益生菌种类、添加剂量、实验对象的种类和大小及实验条件的差异有关ADDINNE.Ref.{3A29C1AE-0B73-4A5C-8E43-3A49A9F17DC2}(Baoetal.,2017)，可能是添加枯草芽孢杆菌和短小嗜冷芽孢杆菌影响了幼体酶活性，或扰乱了幼体胃肠道内菌群，从而影响了进食，导致其无法正常发育。如在大西洋鲈鱼（Sparusaurata）中，用含有枯草杆菌(107cfu/g）和菊粉（g/kg）的微生物添加剂喂养30天后对肠道形态产生了不利影响，表现为微绒毛缩短、杯状细胞减少以及细菌多样性下降ADDINNE.Ref.{19A8903C-6181-43EE-962A-A57897FA8FE8}(Cerezuelaetal.,2013)；Thimmalapura等在虾类养殖试验中施用两种以芽孢杆菌为优势菌种的复合菌剂时，其中一组实验组不仅未提升养殖效益，其虾体成活率较空白对照组反而出现下降，且最终总产量处于各组最低水平ADDINNE.Ref.{37A90A47-783E-4448-B5F2-0745E85B5F3D}(Thimmalapuraetal.,2002)；江萍等在鲤科鱼类饲料中添加芽孢杆菌添加剂的研究中，实验组呈现出鱼体生长速率减缓、特定生长率降低等负向效应，同时饲料转化效率也显著下降，多项生产性能指标均劣于未添加菌剂的对照组ADDINNE.Ref.{545297FC-D012-46FD-ACD1-24AC5FA02AAF}(江萍,1997)。而发酵碳的添加对玉足海参发育过程、存活率无显著影响，但其幼体胃部饱满度较好，实验结束各发育阶段浮游幼体占比与对照组也所差无几，同时显著提高了樽型幼体平均体长，对玉足海参发育有一定积极作用，也可能由以上原因引起。4.2微生物添加剂对水质中亚硝酸盐及氨氮的影响水质对水产动物的生长发育有着重要影响。养殖系统中的残饵、死亡幼体以及各种含氮代谢废物的积累会导致氨氮和亚硝酸盐浓度升高ADDINNE.Ref.{7019D5FE-E11A-42CF-B897-C17E4CFAA1AF}(Xiaetal.,2012)。氨氮和亚硝酸盐过高对水生动物产生不利影响，如浓度为0.06～0.23mmol/L的亚硝酸盐氮长期胁迫下可使罗非鱼幼鱼血液生理、代谢和免疫产生功能障碍，并影响肝组织的非特异性免疫基因表达ADDINNE.Ref.{70A2737E-84A9-422E-8621-034DAA77F0F3}(肖炜等,2020)；随着氨氮和亚硝氮浓度的升高，西伯利亚鲟胚胎的孵化率随之降低ADDINNE.Ref.{DE69A969-7772-4256-BE30-A3D0611F91C8}(贾文飞和易雨君,2023)；而在玉足海参育苗过程中，水体中氨氮浓度上升，不仅会抑制幼体的生长发育，还会导致幼体变态率下降甚至大量死亡ADDINNE.Ref.{68B75AF8-AA63-432C-801D-C1F9D990ACFE}(岑轶锟等,2023)。本实验中，实验前期（0-9天）各实验组每三天间隔添加微生物，各组氨氮和亚硝酸盐含量均有较明显差异，表现为发酵碳组氨氮含量在实验第3天和第9天都显著低于对照组；亚硝酸盐含量则是在实验3天时显著高于对照组，9到12天显著低于对照组，其余时间无显著差异。枯草芽孢杆菌组氨氮和亚硝酸盐含量都是在实验第3天时显著高于对照组，第6天到12天显著低于对照组，其余时间无显著差异。短小嗜冷芽孢杆菌组氨氮含量在实验第3天显著高于对照组，第9天到第12天显著低于对照组，亚硝酸盐含量则是仅在实验第12天显著低于对照组。总的来说，枯草芽孢杆菌组降低玉足海参浮游幼体发育过程中效果最好，发酵碳有效果但不太稳定，需要持续添加，短小嗜冷芽孢杆菌效果最差。在实验后期（9-18天）停止添加微生物添加剂后，各实验组氨氮和亚硝酸盐含量便快速上升，一段时间(至实验15天后)便均无显著差异。本实验中，各组微生物添加剂均不同程度的降低水体中氨氮和亚硝酸盐浓度，推测为微生物添加剂在水产养殖系统中具有双重调控功能：其一，通过提升宿主肠道消化酶活性水平，促进饵料营养物质的消化吸收效率，从而有效抑制氨氮排放强度，并降低肠道内源性营养物质向亚硝酸盐和胺类等毒性物质的生物转化速率；其二，通过调控肠道及水体微生物群落结构，促进氨氮降解菌与硝化功能菌的增殖。其中，氨氮降解菌可直接催化水体中铵态氮的生物去除，而硝化菌群则通过氨氧化和亚硝酸盐氧化级联反应将氨氮转化为终产物氮气ADDINNE.Ref.{FB79B81E-7C08-42F2-8D26-174F3CA9645E}(陈南南,2010;孙娜,2019)；加上玉足海参浮游幼体在发育早期自身蛋白质的代谢量较小，产生氨氮和亚硝酸盐能力较弱ADDINNE.Ref.{295433D1-5A4C-4391-B2D4-3A63C0BB56D2}(Xiaetal.,2012)，对水质影响程度较小，所以添加微生物后效果更明显。5结论据本实验结果可知，玉足海参浮游幼体发育过程中并不适合添加枯草芽孢杆菌和短小嗜冷芽孢杆菌，添加后反而会对生长发育产生不利影响。建议在成本可控的基础上，考虑持续添加适量发酵碳来提高玉足海参浮游幼体发育成体体长，并在一定程度上降低养殖水质中氨氮和亚硝酸盐含量。同时未来仍需进一步对玉足海参浮游幼体育苗等基本内容进行研究，并不断探究适合其发育的微生物添加剂种类、用量及饲料搭配等来提高玉足海参浮游幼体培育效果。ADDINNE.Bib参考文献岑轶锟,吴鸿,洪泽森等.换水量对玉足海参育苗水质以及浮游幼体生长、发育和存活的影响[J].水产学报,2023.陈南南.饵料中添加芽孢杆菌对草鱼生长的影响及机理探讨[D].浙江大学,2010.董婧媛.海参皂苷的提取工艺及功能研究[D].天津科技大学,2020.侯颖,冯东波,廖正军等.短小芽孢杆菌制剂在虾蟹混养池塘中应用影响分析[J].科学养鱼,2023(04):74-76.贾文飞,易雨君.温度、氨氮和亚硝氮对西伯利亚鲟胚胎孵化的联合影响效应[J].水生态学杂志,2023,44(06):72-78.江萍.两种微生态调节剂对网箱鲤鱼生产效果的影响[J].中国微生态学杂志,1997(03):26-28.李倩,洪梦佳,章雨牧等.海洋鱼类胃肠道微生物的研究进展[J].药物生物技术,2016,23(06):561-564.孙娜.海水鱼肠道芽孢杆菌的分离鉴定、特性分析及其应用研究[D].上海海洋大学,2019.肖炜,陈炳霖,祝璟琳等.尼罗罗非鱼幼鱼对亚硝酸盐氮长期胁迫的生理功能响应[J].中国水产科学,2020,27(11):1305-1315.谢俊宇,茅颖惠,曹莹.微生物在水产养殖中应用的研究进展[J].南方农机,2023,54(21):35-40.许章程.益生菌在水产育苗中的应用研究[J].台湾海峡,2006(02):279-284.杨晗月,刘欣,孙正等.微生物制剂对小龙虾肠道菌群结构的影响[J].饲料研究,2023,46(01):80-84.尹伦甫.酵母的营养价值及开口料饵莱邦的开发[J].科学养鱼,2018(09):87.于梦楠,陈玉珂,张宇柔等.微生物发酵饲料在水产养殖中的应用[J].中国饲料,2021(02):70-73.于宗赫,黄文,马文刚等.牟氏角毛藻和海洋红酵母对玉足海参浮游幼体发育、生长及成活率的影响[J].水产学报,2021,45(12):2003-2010.杜萌萌.海参养殖中微生态制剂的应用分析[J].农业开发与装备,2019(11):108,116.韩华.玉足海参和糙海参生物活性成分的研究[D].第二军医大学,2007.黄星美,赵旺,李长林等.盐度对玉足海参浮游幼体生长的影响[J].南方水产科学,2022,18(3):111-117.李猛.浒苔生物饲料的制备工艺及在刺参养殖中的应用研究[D].上海海洋大学,2016.王国旭,吴又多,胡馨月等.水产养殖饲用微生态制剂研究进展[J].微生物学杂志,2022,42(6):118-128.肖同杰,陈廿虹,张翠侠等.南海产玉足海参的营养成分分析及评价[J].广州化工,2022,50(17):102-104.苏艳莉,孙盛明,朱健等.枯草芽孢杆菌在水产养殖中的研究进展[J].中国渔业质量与标准,2016,6(6):32-39.王世英.微生物发酵饲料在刺参养殖中的应用[D].集美大学,2015.BaoN,RenT,HanYetal.Alterationofgrowth,intestinalLactobacillus,selectedimmuneanddigestiveenzymeactivitiesinjuvenileseacucumberApostichopusjaponicus,feddietarymultipleprobiotics[J].AquacultureInternational,2017,25(5):1721-1731.BentzonTiliaM,SonnenscheinEC,GramL.Monitoringandmanagingmicrobesinaquaculture–Towardsasustainableindustry[J].MicrobialBiotechnology,2016,9(5):576-584.CerezuelaR,FumanalM,Tapia-PaniaguaSTetal.ChangesinintestinalmorphologyandmicrobiotacausedbydietaryadministrationofinulinandBacillussubtilisingiltheadseabream(SparusaurataL.)specimens[J].Fish&ShellfishImmunology,2013,34(5):1063-1070.HuangW,HuoD,YuZetal.Spawning,larvaldevelopmentandjuvenilegrowthofthetropicalseacucumberHolothurialeucospilota[J].Aquaculture,2018,488:22-29.LuS,YuanY,ChenFetal.HolothuriaLeucospilotapolysaccharidesalleviatehyperlipidemiaviaalterationoflipidmetabolismandinflammation‐relatedgeneexpression[J].JournalofFoodBiochemistry,2022,46(12).LiuB,ZhouW,WangHetal.BacillusbaekryungensisMS1regulatesthegrowth,non-specificimmuneparametersandgutmicrobiotaoftheseacucumberApostichopusjaponicus[J].Fish&ShellfishImmunology,2020,102:133-139.MalaiwongN,ChalorakP,JattujanPetal.Anti-ParkinsonactivityofbioactivesubstancesextractedfromHolothurialeucospilota[J].Biomedicine&Pharmacotherapy,2019,109:1967-1977.MaY,SunF,ZhangCetal.EffectsofPseudoalteromonassp.BC228ondigestiveenzymeactivityandimmuneresponseofjuvenileseacucumber(Apostichopusjaponicus)[J].JournalofOceanUniversityofChina,2014,13(6