猪消化生理与胃肠道发育

1、第九章 猪消化生理与胃肠道发育D. Kelly and T.P. King英国罗维特（Rowett）研究所前言肠道是动物和外界环境发生复杂相互作用的一个复杂界面，它必须适应出生和断奶时日粮的突然改变。研究断奶前后肠道内的营养互作关系、动物生理状态和免疫状态对机体功能和健康的影响，可以为解决日粮变化对猪的应激和断奶后猪生长性能下降等问题提供理论依据。在出生和断奶时，日粮变化对肠道上皮细胞分化和生长的影响最为显著。新生动物出生后的几周内，肠道形态发生了很大变化，细胞转运蛋白质的效率持续提高，肠道周转蛋白质合成能力不断增加，随着日龄的增长和日粮的变更，肠粘膜细胞刷状缘表面的消化和转运功能也逐渐提高。

2、与此同时，肠道粘膜结构所发生的变化也促使肠道菌群的快速栖息和繁殖，也迅速改变了肠粘膜表面形态。对于大多数仔猪来说，宿主生理状况、日粮因素和胃肠道微生物区系之间的动态平衡可以建立一个稳定的胃肠道微生态环境，宿主和肠道微生物之间的共生关系，在建立和维持一个正常的肠道免疫系统方面发挥着积极作用。然而，在动物新生和早期断奶时期，肠道生态系统的平衡常常发生紊乱，导致此时猪的发病率和死亡率均较高。日粮组分和肠道微生物区系之间的互作深刻影响新生仔猪消化道的生长、发育和内部的分化。初乳和常乳中含有高水平的促生长因子，它们可以加速肠道细胞的增生和成熟。在哺乳期，母乳成分的变化与刷状缘水解酶的合成和细胞内加工能力

3、的变化是一致的，动物肠道内转运养分和电解质的能力加强。另外，由日粮因素引起的动物基因表达和基因产物加工处理的变化在出生后就开始了，日粮因素和基因表达的互作加强了新生动物对断奶日粮中固体、低脂肪、高碳水化合物等组分的适应能力。猪胚胎期肠道发育状况功能概况哺乳动物的小肠对来自内外环境的各种不同的刺激因素比较敏感，并有很强的适应能力，小肠内表面的上皮细胞不断进行再生和分化是小肠适应刺激能力至关重要的因素。胚胎发育早期，细胞增殖主要发生在初生肠绒毛及微绒毛表面的上皮细胞区域，当肠绒毛形成后，细胞分裂加快，明显出现早期微绒毛腺窝，猪胎儿时期肠道中首次观察到肠腺窝区形成大约是在母猪妊娠后的60天左右（De

4、kaney 等,1997）。肠腺区的分化形成在胎儿肠道上皮细胞发育过程中是很重要的，标志着动物生命过程中肠道上皮细胞中各种调节细胞增殖、分化和更新的机制的形成和完善。胚胎期肠道的形态学发育猪的妊娠期是1152天。在胚胎发育期间，小肠从一个由假复层上皮细胞构成的简单管道发育成由单层柱状细胞构成具有肠绒毛和微绒毛结构的消化道。早期的肠道形态发育形成一个由近端向远端的细胞分化生长波。进化中的上皮细胞形态上出现几个典型特征，首先可以在胎儿的十二指肠和空肠上段区域观察到，Dekaney等（1997）分析了发育中的猪胎儿肠道结构和超微结构的发育变化顺序，指出在母猪妊娠30日龄时，胎儿肠道是由一层间质细胞包

5、裹着的上皮细胞组成的简单管道，胎儿发育到35天出现原始肠绒毛；妊娠的第40天进一步的细胞分化出现，在胎儿的肠道近端开始出现杯状细胞和内分泌腺细胞。胎儿发育过程中假复层上皮细胞向单层柱状细胞的转化包括清晰的游离面和基底面的分化，上皮细胞之间以紧密连接方式进行连接。个体发育过程中，胞外基质组成的变化和间充质上皮的互作可以影响肠道上皮细胞的分化和迁移（Pacha,2000）。妊娠45天后，胎儿肠道由近端向远端的细胞分化梯度逐渐不明显，在发育过程中，微绒毛变长，妊娠60天时，就存在顶端内吞复合体的雏形。细胞器系统的发育表现为游离面细胞膜内陷和顶部微管、泡囊系统的形成。在其他种类动物体内，内吞复合体起着

6、溶酶体的作用，筛选、吸收营养物质、分解妊娠期内胎儿机体吸收的激素、生长因子和其他大分子物质（Wilson等，1991；Trahair,1993；Trahair等，1995）。在妊娠期第110天，肠绒毛已发育，十二指肠和空肠前段的吸收细胞中已无空泡结构，空肠后段存在大量的溶酶体细胞，消化吸收能力大大增强。胚胎期肠道的功能发育随着胎儿肠道结构的发育变化，肠道的功能也开始分化。肠道刷状缘膜由顶端微绒毛缘和外被的多糖-蛋白质复合物组成。膜区功能的分化，尤其是出生前刷状缘水解酶的发育，对胎儿出生后生命机能正常运转和营养物质的吸收是很重要的（Trahair和Sangild,1997）。然而，比较断奶前后动

7、物肠道酶发育的状况，发现胎儿肠道中刷状缘的酶活水平相当低（Danielsen等，1995）。在出生前，动物肠道各主要消化酶中，只有乳糖酶-根皮苷水解酶和N-氨基肽酶的活性达到较高水平（Buddington和Malo,1996;Trahair和Sangild,1997）。早期猪胎儿体内检测到N-氨基肽酶的基因表达在时间上与新生的肠绒毛形成是一致的（Perozzi等，1993）。对妊娠中期猪胎儿酶活性的细胞化学分析表明，N-氨基肽酶存在于细胞顶端内吞复合体的微管和液泡中，该复合体在细胞组成上占了很大的比例，有人认为在胞内它的主要功能是分解胎粪（Danielsen等，1995）。在胎儿早期生命活动中

8、，肠道转运离子和养分能力和对某些特殊组分的吸收能力在出生时最大，随后开始下降（Buddingon和Diamond,1989; Buddington等，2001）。在妊娠早期，胎儿就开始吞咽羊水，因此养分可能会随着羊水成分的吸收而转运进体内（Trahair和Sangild,1997）。 猪胎儿时期，肠道有吸收蛋白质大分子的能力，Sangild等（1999）研究了母体内猪胎儿灌输初乳后的肠道对大分子物质的吸收机理，结果表明，出生前仔猪的肠道对于初乳的刺激与新生仔猪的肠道是很相似的，包括肠道内大分子物质的吸收和吸收终止。在妊娠期的90%（102天）仔猪肠道大部分发育完成，但并没有完全发育成熟（Bud

9、dington等，2001）。 哺乳期仔猪的肠道发育功能概况人们注意到，仔畜在围产期能量代谢发生了很大变化（Girard等，1992）。在母体内，胎儿不断接受通过静脉传输而来的供机体生长和氧化代谢的营养物质，胎儿出生后，由母体供给的此类物质突然终止，在间断性饲喂含低碳水化合物和高脂肪的初乳或常乳之前，新生的仔畜必须经受住一个短暂的饥饿期（Koletzko等，1998）。因此，新生仔畜胃肠道内营养物质的供应必须适应从母体营养到依靠胃肠道自己吸收养分（小肠营养）这样一个过程的转变。此时，肠道的吸收功能成为维持动物正常生理机能的关键因素（Stoll等，2000）。在围产期，机体局部的、系统的和肠内因

10、素等复杂的相互作用，对促进肠道上皮细胞发育成熟有很大的影响（Trahair和Sangild,1997）。肠道中栖息的各种各样微生物对宿主的作用深刻影响着肠道消化生理和肠道的发育。产肠毒素的大肠杆菌和轮状病毒等病原菌主要引起肠道粘膜疾病，导致哺乳期仔猪的腹泻和下痢。另外，非病原微生物的栖息，也深刻影响着肠道结构和功能的发育变化。这些刺激因素能引起肠道免疫系统发生轻微的炎症反应和肠上皮细胞的改变，这些变化对于新生仔畜养分和能量物质的吸收具有消极的和积极的双重影响（Gaskings,1997; Anderson等，2000；Kelly和King,2001）。初乳中生长因子对肠道结构和功能的影响哺乳的

11、刺激，加速了新生仔猪肠道的生长，主要是机体蛋白质合成效率大大提高（Burrin等，1992）。初乳的摄入促进了肠道腺细胞的增殖（Zhang等，1997）。引起肠道生长加快的非营养性初乳因子包括免疫球蛋白和生物活性物质，如胰岛素样生长因子I（IGF-I）(Xu和Wang,1996; Zhang等，1998)。已有研究表明，初乳和常乳可以促进正处发育状态的肠道上皮细胞的成熟（Kelly和King,1991; Burrin等，1992；Kelly等，1993；Wang和Xu,1996）。胰岛素样生长因子（IGF-I和IGF-II）以及它们的可溶性膜结合蛋白、胞外基质结合蛋白及其受体，构成了一个内分泌

12、/自分泌/旁分泌系统，用来调节脊椎动物细胞的生长、分化和凋亡（Simmen等，1998）。猪乳腺分泌物中存在高水平的胰岛素样生长因子及其结合蛋白（Donovan和Odle,1994; Donovan等，1994；Morgan等，1996）。由于在乳腺组织和肠道组织中都产生IGF结合蛋白及IGF受体，因此，胰岛素样生长因子很有可能促进乳腺的发育和乳的生成，并在调节哺乳仔畜出生后的发育和胃肠道的成熟过程中发挥重要作用（Morgan等，1996；Shen和Xu,2000）。试验研究表明，饲喂仔畜含IGF-I的初乳可以增加肠道内生长因子水平（Shen和Xu, 2000）。饲喂初乳也可以提高新生仔猪体内

13、大分子物质的吸收速率和IGF-I水平的循环速率（Wester等，1998；Sangild等，1999）。一些营养学研究表明，动物食用生理剂量的IGF-I效果不显著，仅仅对肠粘膜的生长有些作用（Burrin,1997; Houle等，1997, Alexander和Carey, 1999）。健康仔畜的小肠可以吸收充足的养分，可能已经满足动物获得最大生长速率的需要，这也许是为什么给动物补充IGF-I并不能增加额外生长效果的原因（Alexander和Carey,1999）。尽管口服IGF-I对仔畜肠道生长和结构发育影响不明显，这些多肽仍能够提高肠道上皮细胞对Na+和与Na+结合的营养物质的吸收（Al

14、exander和Carey, 1999）。Houle等（2000）分别用33 nmol /l和65 nmol/ l及更高水平的IGF-I饲喂新生仔猪，结果表明可以显著上调肠道乳糖酶-根皮苷水解酶mRNA的产量和酶活性。尽管给动物服用的IGF-I提纯物在剂量上和母猪初乳中的相当（Donovan等，1994），但对乳糖酶活性的诱导作用可能是药理上的而非生理上的，因为这样的剂量一直服用了14天。摄食含较低水平IGF-I的常乳（13nmol/ l；Donovan等，1994）也许对肠道上皮细胞的分化并没有与此类似的效果。在哺乳仔猪肠道中，生长转化因子（TGF-）可能是表皮生长因子（EGF）受体外在的配

15、体（Kelly等，1992）。研究哺乳仔猪出生后前3周肠道腺窝中TGF-的分泌情况表明，这个生长因子参与了新生仔畜肠道粘膜的发育变化和成熟（Jaeger,1996）。人们已经逐渐认识到母体初乳所含的未知蛋白子因子的生物学功效和作用，并明确指出它们为非营养性化合物（Burrin等，1995；Fiorotto等，2000）。一些这样的蛋白质因子已经成功地从猪初乳中分离提取出来并测序，似乎它们对猪、人类、大鼠的肠道细胞都是很有效的刺激因子（Kelly和Coutts, 1997; Kelly, 1998）。哺乳后仔猪肠道对大分子物质的吸收和“终止”过程在哺乳仔猪肠道中，增加的蛋白质的量并不是都是新合成

16、的。很大部分粘膜蛋白来源于肠道细胞对初乳中免疫球蛋白的吸收（Kiriyama,1992）和对肠腔内可溶性养分的非选择性细胞内吞作用（Ekstrom和Westrom, 1991）。当初乳中存在蛋白酶抑制剂时，肠道对完整蛋白的吸收率会进一步增加（Lindberg, 1982）。初乳的总蛋白中免疫球蛋白占了很大部分，剩余的是一些特有乳蛋白（酪蛋白、-乳球蛋白和-乳白蛋白）。在摄食初乳的最初几个小时内，新生仔猪肠道内高水平的蛋白质迅速转入血液循环系统（Westrom等，1985；Sangild等，1997）。猪的免疫球蛋白是不经胎盘转运的，新生仔猪靠吸收初乳中的免疫球蛋白来获得被动免疫。新生小猪1日龄

17、前，来自母体的抗体水平是相当高，随后开始下降，当仔猪到3周龄时，来自母体的抗体水平已相当低了。新生仔猪通过肠道上皮细胞内吞作用可以从初乳中吸收大量的完整蛋白，这种大分子物质的吸收过程是非特异性的，多种初乳组分，包括免疫球蛋白和多种营养因子可以通过肠道上皮细胞迅速吸收并被转运进入体内血液循环系统。仔猪肠道大分子物质转运机制的终止，大约开始于摄食初乳后的6-12小时，此后到24-36小时，这个过程就基本完成了（Westron等，1984；Sangild等，1999）。虽然这个所谓“终止程序”的细胞学基础还不是完全清楚，但有证据表明，初乳中的乳清部分存在调控肠道关闭的相关因子（Sangild等，19

18、99）。大分子物质吸收转运进入体内循环系统依赖于三个过程：具备吸收功能的肠细胞上表面对大分子物质的胞吞作用；大分子物质在胞内的运输和在胞内溶酶体系统中的消化作用；通过吸收细胞的基底外侧表面对大分子物质的胞吐和释放作用。这些过程，共同构成了细胞物的质物质转运作用体系，在胚胎样的肠细胞中不定地表现，并在动物出生后1-2周内肠绒毛细胞表面持续存在。肠道吸收的终止并不是因为肠细胞吸收能力的下降，或在这些细胞中溶酶体有较高的降解率。有人认为是由于肠道内大分子物质转运进入血液的能力下降所致（Ekstrom和Westrom,1991）。 肠细胞间来自初乳的生物活性物质水平的提高，可能使基底面外侧膜产生一种信

19、号，调控其结构和功能，从而导致胞外分泌大分子物质减少，该假说还没有被试验验证，不过有研究表明，在新生仔猪循环系统中，糖皮质激素可能对大分子物质的吸收有调节功能。Sangild等（1997）研究表明，同窝出生的仔猪中，相对于剖腹产的仔猪（血浆中含较低的皮质醇），经产道出生的仔猪（血浆中含较高的皮质醇）对完整的蛋白质（IgG,清蛋白）有更强的吸收能力，说明在猪围产期，皮质醇可以促进仔畜肠道对大分子物质的吸收。有人认为新生仔猪肠道对大分子物质吸收功能的终止过程，很大程度上是由循环交流中糖皮质激素的减少来调控的（Bate等，1991）。在哺乳仔猪肠道大分子物质终止过程完成后，一些大分子物质也可以被吸收

20、进入循环系统。例如，Xu和Wang（1996）报道，3日龄的仔猪可以主动吸收IGF-I进入血液，肠道关闭后吸收过程是通过受体应答途径来完成的。已有报道表明，新生仔猪小肠中确实存在特定的IGF-I受体（Schober等，1990；Morgan等，1996）。新生仔猪2周龄时，更多的成熟细胞替代了胚胎样的肠细胞，更替后的肠细胞胞吞吸收能力相当低（Smith和Jarvis,1977;Smith和Peacock,1980）。细胞更替过程是沿肠道自前端向后端方向进行的，仔猪6日龄时前段肠道的细胞更替过程已经完成（Ekstrom和Westrom, 1991）,此时，后段肠道仍可吸收大分子物质，当仔猪生长到

21、4-8周龄时，肠道胚胎样细胞被完全替代，整个肠道对大分子物质的吸收功能也就随之终止了。哺乳期仔猪肠道的结构和功能新生仔猪出生后早期，尤其是哺乳后的6小时，肠道尺寸发育增长很快（Zhang等，1997）。哺乳后24小时的仔猪和未哺乳的新生仔猪相比，肠道长度增长29%，重量增加86%,粘膜面积增加130%（Buddington等，2001）。新生哺乳仔猪的小肠上皮细胞拥有复杂的顶端核仁系统，由胞内小管和相关囊泡组成，广泛参与吸收母体免疫球蛋白和其他初乳成分（Murata和Namioka,1977; Komuves和Heath,1992）。在肠道对大分子物质的吸收功能终止时（产后1-2天），亚细胞核

22、颗粒内出现大量晶体样内容物（Komuves等，1993；Ma等，1997）。用免疫金染细胞化学法分析表明，这些晶体样的内容物在母体免疫球蛋白中非常丰富（Komuves等，1993）。与未吃初乳的试验动物对比发现，吃过初乳的仔猪，其乳糖酶根皮苷水解酶、用来水解乳糖的刷状缘糖苷酶等酶的活性显著降低（Kelly等，1991）。在哺乳期仔猪体内检测其肠道内糖苷酶（蔗糖酶、麦芽糖酶）的活性，发现其活性也很低，说明仔猪对于除乳糖外的其他碳水化合物的消化利用能力很有限（Zhang等，1997）。仔猪刚出生不久的一段时期里，肠道内各种离子和养分流通量的降低和日龄相关（Sangild等，1993）。然而，随着日

23、龄的增长，肠道组织物质大量增殖，其总的转运能力不断增加（Pacha,2000）。因此，在第一次哺乳后的24小时内，仔猪肠道内大部分由载体介导的氨基酸吸收的减少，并不是由于转运蛋白的损失，而是因为肠道组织物质的快速增长，显著稀释了这些转运蛋白的有效浓度（Buddington等，2001）。显然，仔猪出生后肠道胚胎样细胞逐渐被更替，导致腺窝肠绒毛轴转运功能的重新分配，这与肠道由载体介导的氨基酸和葡萄糖转运量的减少是一致的（Buddington等，2001）。哺乳期仔猪小肠微生物菌群的建立现已证明，哺乳期仔猪肠道的原生菌群包括数百种的微生物类别，分别来源于母体和环境（Finegold等，1983；C

24、onway, 1997）。仔猪肠道菌群建立的模式和大多数动物相似，首先出现的是乳酸菌、肠细菌和链球菌，接着出现的是一些专一性厌氧菌（Conway,1997）。肠道微生物菌群的建立是一个自然选择和生态演替的复杂过程（Rolfe,1996）,它受到来自细菌和宿主两方面众多调控因素的影响，包括细菌间的拮抗作用、动物基因型及生理状态，尤其是动物营养状况（Kelly等，1994; Conway, 1997）。肠道中存在的一些微生物小环境，可以对肠道微生物区系组成及其代谢活性施加一些选择性影响。这些微生物区系一般存在于肠道的前段和后段，分布于肠绒毛表面、腺窝、上皮细胞粘液素和肠道粘液中。对肠道微生物区域组

25、成变化多样性有影响的因素包括免疫应答、肠道受体的存在、养分组成及其利用率、肠道食糜的流量、肠道pH和Eh（氧化/还原电位）及可利用的分子氧（Stewart等，1993）。细菌生长所需要的能量和养分，一部分来源于外源宿主日粮，一部分来源于内源的肠道脱落上皮细胞和肠道内表面细胞所分泌的粘液（Stewart等，1993）。对于养分的竞争是影响肠道微生物菌群组成的决定性因素，日粮残渣可以影响肠道微生物的组成和代谢活性（Gibson和McCartney,1998）。在仔猪出生后的发育时期，日粮的变化导致肠道微生物生态系统发生相应的演替变化（Conway,1997）。一般认为，内源养分来源是肠道微生物菌群

26、的重要调控因子（Stewart等，1993）。寡糖链（多聚糖）黏附在肠细胞表面，分泌蛋白质和脂类物质，调节许多重要的生物作用。大量观测表明，由于被肠道微生物调节的外源选择性压力的影响，肠粘膜表面的多糖存在种内和种间的多样性（Gagneux和Varki,1999）。最近的研究表明，在肠道菌群演化期间，由微生物引起的竞争压力导致肠道多聚糖生成的多样性，从而作为必要的养分来源来调节共生菌群。在哺乳仔猪中，产肠毒素大肠杆菌和轮状病毒感染是引起仔猪下痢或腹泻的主要原因。哺乳仔猪对这些感染的易感受性的最重要的致病因素，可能是因为在哺乳最初的几个小时内没有吃到足够的初乳。体弱、瘦小、受凉或受伤的仔猪往往很难

27、竞争到泌乳正常的乳头，患有乳房炎或其它感染或伤病的母猪，可能产生的初乳较少，从而不能有效地通过初乳对哺乳仔猪进行被动免疫。肠道感染的另一个比较重要的致病因素是哺乳期仔猪肠道表面病原菌结合位点的大量出现。肠道粘膜表面细菌和虑过性病毒结合位点的化学特性和分布，对于决定宿主和组织的易感受性和引发宿主反应方面起重要作用，这在仔猪婴儿时期尤其值得注意，因为肠道上皮细胞的分化一直伴随着有害微生物和有益微生物区系之间相互转化（Kelly等，1992；Stewart等，1993）。根据各自菌毛黏附素或凝集素的不同，可以把引起哺乳仔猪腹泻的肠道菌株大致分一下类，这些凝集素由蛋白样的附属物组成，突出于细菌表面，可

28、以识别肠道表面糖蛋白和糖脂类的糖链。蛋白样附属物的合成和肠毒素的产生，是保证病原菌在肠道成功竞争到共生机会必要的毒性因子。哺乳期仔猪肠道糖生物学和微生物的致病机理在肠道粘膜和糖蛋白中发现的寡糖的结构多样性理论上而言是很庞大的。单糖能以各种各样的方式进行联结，不但排列顺序、链的长度可以不同，其构像（和）、联结位点和分支也可不同（Lis和Sharon,1993）。事实上，糖链局部结构的变更往往是有限的，寡糖链的联结组装至少部分遵循一定的结构规则,粘膜和分泌细胞产生的寡糖并不是它们最初的基因表达产物，而是利用由不同基因编码产生的糖基转移酶把单糖加在寡糖前体物上并对其进行重构（Roth,1997）。大

29、多数糖蛋白带有寡糖侧链，有的是通过N-糖苷键和天冬酰胺的酰胺基氮相连，有的是通过O-糖苷键与色氨酸或苏胺酸的羟基相连。具有不同生物活性的寡糖也可以和脂类相联接。许多肠道内糖基化的模式与微生物的黏附是相联系的，基本上只在寡糖链的末端发生很小的变化，如唾液酸、半乳糖、N乙酰半乳糖胺或海藻糖的修饰（King,1995），这些比较简单的糖基化变化可能足以产生或掩饰细菌菌毛的结合位点。猪群内糖基化的变化意味着动物个体可能对于某种感染有个体差异性，在野生状态下，如果一些动物个体从一场流行病中存活下来，那么这种机能对于整个兽群的生存是非常有利的。与此类似，对于养猪业来讲，宿主动物对于致病菌的感受性是不同的，

30、致病菌株和肠道共生生物脱落的排泄物对肠道感染的扩散影响非常大。在新生仔畜和哺乳期仔猪中，所有的肠道糖蛋白和鞘糖脂末端一般都由半乳糖基构成（King等，1995；King,1998）。在猪肠道中，一些产肠毒素菌株与猪腹泻的发生是有关系的，包括E.coliK88和E.coli987P，它们产生的菌毛和热易变性毒蛋白胨可以和肠粘膜表面半乳糖基结构专一性结合发生相互作用（Kelly等，1994；King, 1998; Jeyasingham等，1999）。位于复合糖末端的唾液酸基团越来越引起人们更多的注意，因为它们广泛参与了正常状态和病理状态下细胞的生长和发育，这些糖类在细胞和分子识别过程中发挥着关键

31、的调控作用。在某些场合下它们可以作为识别的信号，在另外一些情况下，它们又可以掩饰细胞膜和分子上的识别位点（Schauer,1991）。许多微生物病原菌，包括病毒、支原体、细菌和原生生物，可以利用细胞表面的唾液酸黏附在它们各自宿主的细胞上（Schauer等，1995）。细胞化学和生物化学分析表明，在仔猪产后2周内，其肠绒毛表面的膜上和粘液中含高水平的唾液酸粘液（King等，1995）。出生后1日龄仔猪肠道上皮细胞表面存在高水平的唾液酸可能会影响肠道微生物区系的建立。唾液酸能够掩盖一些微生物的附着位点，然而，一些病原菌和非病原菌菌株可以分泌唾液酸酶，这使它们能够突破宿主肠道的防御机制，产生一些新的

32、结合位点栖息下来。另外一些猪肠道细菌可以与唾液酸受体产生机会性结合，如K99型产肠毒素大肠杆菌，能够引起新生仔猪腹泻但不能引起成年猪发病，它能够表达一种菌毛黏附素，可以和唾液酸化的糖蛋白和糖脂类相结合（Mouricout和Julien,1987; Lindahl和Carlstedt, 1990），N羟乙酰神经氨乳糖苷神经酰胺已经被确认为是K99的主要受体。这种神经节苷脂类膜物质在新生仔猪肠道数量最大，在发育过程中逐渐减少（Yuyama等，1993）。轮状病毒一般是引发哺乳仔猪严重肠胃炎的原因，病毒早期结合并进入上皮细胞是轮状病毒复制获得细胞许可的关键决定因子（Willoughby,1993）。

33、许多动物轮状病毒的易感染性依赖于病毒刺突蛋白（血细胞凝集素 VP4二聚体）和含唾液酸的受体之间的相互作用。Kuhlenschmidt等（1997）用化学方法表现了A族猪轮状病毒相应的猪肠细胞受体的生物学特性，这种受体是一个家族的两种GM3神经节苷脂，一个包含Neu5Gc(Neu5GcGM3)，另一个为Neu5Ac(Neu5AcGM3)。值得注意的是，该研究者发现在仔猪出生后的1个月里，肠道粘膜上唾液酸受体的数量下降的非常快。除了有效免疫反应的缺失，这样的因素也许有助于解释仔猪对于由轮状病毒引起的严重腹泻其易感受性随年龄变化的原因。与此类似，动物个体对K88大肠杆菌感染的易感受性与断奶仔猪肠道半

34、乳糖苷受体的产生有关（Jeyasingham等，1999）。哺乳期仔猪肠道粘膜免疫的发育研究表明，新生仔猪对疾病感染有较高的易感性。大多数观点认为，和成年动物相比较，幼龄动物细胞免疫体系的发育是不完全的。在仔猪出生后的前几周，细胞免疫系统应答能力逐渐增强，哺乳期幼畜还可以从母体初乳和常乳中接受保护性的免疫球蛋白。在出生后的几个小时里，胎儿吸收的高水平初乳免疫球蛋白参与了机体被动免疫保护的最初阶段。幼仔所能吸收和消耗初乳的量和初乳中抗体的质量及数量限制着哺乳期幼畜所能获得的保护水平。在出生后24小时内，仔猪吸收最佳量的初乳免疫球蛋白，其血清抗体效价和母猪的相似（Holland,1990）。在免疫

35、球蛋白的同型物中，初乳中主要是IgG，尽管成熟的IgG对许多组织的病原菌有杀灭作用，但仔猪所携带的病原菌一般都在粘膜表面，在这些地方，IgG抗体非常稀少并且大部分不能发挥作用（Gaskins,1998）。接着，较长时期的被动免疫发生在初乳形成的末期和哺乳期开始进行的一段时间里，此时，随着IgA成为母猪乳中主要的免疫球蛋白，IgG的浓度快速下降（Gaskins,1998）。成熟的IgA可以中和病毒、抑制细菌附着、使细菌易受调理素作用或产生溶菌作用，从而为动物提供短期的肠道保护作用（Porter,1986; Gasking,1998）。尽管哺乳期仔猪可以从母猪发育完全的免疫系统中获得局部的保护作用

36、来对抗病原菌的浸染，但对于猪舍中出现的新的致病性微生物，仔猪机体的免疫系统则很少或没有抗菌保护作用。哺乳动物产生的数量最大的免疫球蛋白是IgA，并主要是通过肠道粘膜分泌的。常规免疫反应产生的IgA参与两类主要效应细胞的作用，分别是T淋巴细胞和B淋巴细胞。B淋巴细胞（B2型）可以合成IgA，其在肠系膜淋巴结Peyer氏结中首先和抗原结合。肠道内的抗原可以被肠系膜淋巴结Peyer氏结上面的特殊上皮细胞（膜细胞或M-细胞）转运进滤泡间区，在滤泡间区常驻的抗原递呈细胞（巨噬细胞和树突状细胞）可以把这些抗原递呈给辅助性T淋巴细胞（Th），随后，Th细胞分泌细胞因子刺激B淋巴细胞产生IgA。在离开淋巴集结

37、和通过机体循环后，IgA+淋巴细胞又迁移回肠道固有层，在这里它们分化为浆细胞，并可以分泌大量的抗体。当抗原再次进入机体的时候，浆细胞会分泌抗原专一性IgA，并转运回肠道内腔（Gaskins,1997,1998）。一般然为，尽管新生仔畜和哺乳期仔猪拥有一些B细胞作用感受器来启动免疫反应，但直到哺乳末期或早期断奶前，它们才会具备发育完全的T细胞，这方面的研究数据现在还较少。仔猪出生前，脾、淋巴结、淋巴集结和胸腺中已可检测到有可产生免疫球蛋白的细胞存在，出生后，IgM+ B淋巴细胞的作用范围增加，并伴随着IgG+或IgA+ B淋巴细胞的增加，且具有组织特异性（Bianchi等，1992）。至少在胸腺

38、组织中，B细胞的同型物转化为IgG和IgA分泌细胞是不受常规微生物区系产生的外部抗原刺激影响的（Cukrowska等，1996）。在仔猪出生后的4周内，小肠固有层内存在的B淋巴细胞和T淋巴细胞的数量翻了一番（Bianchi等，1992），在同一时期，T淋巴细胞群的分化也发生了显著变化，在出生后的第1周，CD4+ T细胞的数量显著增加，而出生后CD8+ T细胞的数量却在下降，直到57周后才有适度的增加（Stokes等，1992；Gaskins, 1998）。尽管新生仔猪T细胞功能机制发育不完全，但幼畜可能会产生一些防御性的肠道IgA屏障。最近在大鼠上进行的研究表明，针对共生细菌的蛋白质和细胞壁抗

39、原产生的大量的肠道IgA，可以引起这些细菌生存的微生物区系发生特定的反应，但T细胞或生发中心的形成与此无关（Macpherson等，2000）。在动物腹膜腔和胸膜腔中发现了能够产生IgA的细胞，即所谓的B1淋巴细胞。这些B1分化细胞能够识别普遍存在的细菌抗原如磷酸胆碱及自身抗原如Ig、DNA、红血球和胸腺细胞上的膜蛋白（Bao等，1998；Fagarasan和Honjo,2000）。B1细胞产生的IgA抗体，可以阻止肠道共生的细菌在全身组织的渗透（Fagarasa和Honjo,2000）。猪B1细胞有许多和其他哺乳动物相同的特性，包括表达跨膜糖蛋白CD5，这种糖蛋白能够调节细胞内的信号传输（A

40、ppleyard和Wilkie,1998）。在T细胞依赖性B细胞（B2）系统发育进化之前，B1体系被认为是特异性免疫防御的原始形式。淋巴细胞的B1亚群出现在个体发育的早期，是初生B细胞体系的主要组成成分（Wuttke等，1997）。进一步的工作要对哺乳期仔猪B1细胞的功能和特异性肠粘膜IgA对变化中的肠道共生微生物区系产生的抗原的感应过程进行深入研究。仔猪肠道微生物区系对肠道免疫功能发育的影响在母体子宫中胎儿是很少接触到抗原的，因此，从免疫学角度来看，健康仔畜出生时其免疫系统是处于幼稚状态的。在出生过程中和出生后仔畜生活早期阶段，来自母体和周围环境中的微生物开始在仔畜胃肠道栖息下来。在肠道免疫

41、系统解剖形态和功能扩展发育的过程中，与胃肠道微生物群体的接触感染是诱发疾病的主要因素。细菌抗原在肠道淋巴组织的增殖和发育过程中发挥着重要的作用（Brandtzaeg,1996; Helgeland等，1996）。上述发育特点，已经在对无菌动物和携带常见菌群动物的比较研究中详细阐述，值得注意的是，无菌动物只能接触到日粮抗原而不能接触到细菌抗原，因此它们只拥有一个未发育的免疫系统。在新生仔畜体内，一般认为适当免疫反应的产生和免疫调节网络的发育依赖于对日粮抗原的接触和最适或正常肠道菌群的发育（Brandtzaeg,1996）。此外，与抗原接触后的免疫后果被许多变量所决定，包括动物遗传背景、本性、适当

42、时间和抗原的剂量（Strobel和Mowat,1998）。在猪体内，大约有30个弥散的肠道淋巴结Peyer氏结分布在空肠中和回肠上段，在回肠后段则有一条长的连续分布的结节（Binns,1982）。回肠中这段长的Peyer氏结是刺激原始免疫球蛋白全部功能启动和随之发生的机体B细胞库产生的主要非依赖抗原性场所（Andersen等，1999）。空肠和回肠上段Peyer氏结系统的有序生发中心，是抗原特异性B细胞产生的重要场所，在这里，通过与具有抗原提呈能力的上皮细胞的协作，淋巴细胞高度发育。出生后，仔畜肠道活的微生物抗原的存在，不定的影响着Peyer氏结这两个组成部分的发育。和无菌动物相比，无特定病原

43、菌猪（SPF）和普通猪的空肠淋巴结节面积显著增大（Barman等，1997）。相同的研究表明，出生后的第1个月和第2个月，无菌猪回肠淋巴集结滤泡的尺寸增加，然而，在SPF猪和普通猪体内，这样的滤泡的尺寸是没有变化的。微生物影响淋巴细胞的表型和功能的机制尚不清楚，但它们可能参与一些复杂的调节，从而引发抗原吸收和处理的正常通道的变化。共生的细菌和病原菌也能直接影响肠道细胞因子分布型（D.Kelly等，未发表，Wilson等，1998）这些信号传输分子能够显著影响一些免疫参量，如免疫反应极化和Th细胞亚群的发育（Delespesse等，1998）。现在的一个研究趋势是，对新生仔畜肠道粘膜表面产生的不

44、同类型的IgA进行区分。基于实验中能否检测到IgA/抗原交互作用来对IgA进行分类的方法是有些武断的。抗原特异性IgA是很容易定义的，但使用术语“天然IgA”就会有很多混淆。事实上，天然IgA是指特异性不明的所有IgA，大多数天然IgA的产生是由一般的刺激引起的，并不需要一定数量的正常肠道菌群的特异性影响（Cebra,1999）。实际上，肠道微生物菌群的主要组成部分专一性厌氧微生物是很难（或当前不可能）在体外培养的，这也说明完全定义天然IgA的反应是很困难的。共生的肠道细菌在动物肠道内永久性栖息时，产生一种自身限制性体液粘膜免疫反应。有报道认为，尽管细菌持续在肠道存在，针对肠道共生的细菌分泌的

45、IgA可以削弱对Peyer氏结生发中心反应的慢性刺激（Shroff等，1995；Talham等，1999）。肠道内剩余的细菌不断被IgA包被（Schroff等，1995），在哺乳期仔猪体内，用来包被肠道共生细菌的IgA可能被来自母体的抗体所补充。确实，来自母体的IgA对细菌的包被也许会保护新生仔畜的免疫系统不受微生物抗原的危害，这样一来，也延迟了天然IgA反应的积极发育（Cebra,1999）。据初步推断，维持针对共生细菌的低水平的粘膜IgA反应，也许被许多原始的不依赖T细胞性途径（不同于依赖T细胞的途径）所推动，通过这样的途径，位于自身限制性生发中心表面的特异性抗共生微生物IgA浆细胞不断补

46、充到肠道固有层（MacPherson等，2000）。仔猪断奶后的肠道发育功能概况在过去的50年里，仔猪的断奶年龄已经从1012周龄减少到当前的35周龄（Nabuurs,1998）。断奶在猪的生命过程中是个很大的应激，断奶后仔猪必须很快适应周围环境和日粮营养的变化。断奶过渡时期一般伴随着对肠道形态不利的变化，包括肠绒毛高度的降低、绒毛变宽、隐窝变深、吸收能力下降、刷状缘酶活性降低等（McCrachen等，1999）。养猪产业的一个主要问题是制定出经济可行的促生长日粮，从而减轻仔猪从摄食母乳到代乳料过渡期间的不适（Thacker,1999）。除了满足断奶仔猪的营养需要，仔猪日粮日益注重对肠道微生物

47、演替的调节功能，使之能够稳定共生的微生物区系，改善机体免疫功能，提高仔猪对疾病的抵抗力。断奶仔猪肠道结构和功能一些不明因素可能参与了与断奶有关的猪肠道形态的变化，尽管断奶后肠绒毛萎缩部分是由于把仔猪和母猪分离和把仔猪移到新的圈舍造成的应激所引起的，但越来越多的证据表明，在断奶过渡期，肠绒毛萎缩程度和仔猪饲料采食量的减少程度是密切联系的（Beers-Schreurs等，1998）。这些变化可能会引起断奶仔猪发生营养吸收障碍，产生脱水、腹泻和肠道感染（Cera等，1988；McCrachen等，1999；Zijlstra等，1999）。对断奶前仔猪进行诱食，使其采食适量的开食料对减少断奶过渡期仔猪

48、肠道形态和功能发生的不利变化是有益的（Makinde等，1997）。已有研究表明，在哺乳期对仔猪进行补料，可以减少断奶后肠绒毛萎缩的程度（Nabuurs等，1993）。断奶前后仔猪的生理特点，主要表现为主要器官的发育变化和由日粮改变引起的肠道刷状缘酶表达的变化。因此，乳糖酶根皮苷水解酶、用来水解乳中乳糖的刷状缘糖苷酶的比活性（单位组织物质的酶活性）在仔猪3周龄时最高，但在断奶期内迅速降低。断奶仔猪肠道生长可以补偿乳糖酶比活性的损失，猪肠道总的消化能力可以胜任仔猪正常采食的日粮负荷（Kelly,1998）。和乳糖酶活性的降低形成对比，能够消化谷物中碳水化合物的蔗糖酶和麦芽糖酶的活性在出生时很低，

49、随着日龄增加其活性稳定提高，幼年时这些酶的活性一般只有它们消化能力成熟后酶活效价的50%（Jensen等，1997）。猪肠道内乳糖酶和其他微绒毛上的酶的转录水平调节机制还不是十分清楚，因此，在断奶期观察到的乳糖酶、蔗糖酶、异麦芽糖酶等的表达，其相应的调控因素至今还没有令人满意的解释。断奶后配制的开食料中的组分，至少可以促进胰腺和小肠中糖酶和蛋白酶酶活的发育（Kelly,1998; Aumaitre, 2000）。给蛋白质营养不良的猪饲喂高碳水化合物的日粮，乳糖酶根皮苷水解酶mRNA的丰度会低于营养状况良好的猪（Dudley等，1997）。人们提出了许多饲喂方法，来维持仔猪断奶期间的日粮采食量和

50、小肠内最适的结构和功能。分阶段饲养法的应用使仔猪从断奶前摄食高脂肪、高乳糖的液体母乳逐渐过渡到采食由谷物和大豆粉组成的低脂肪、低乳糖、高碳水化合物的日粮。在开食料中添加乳蛋白粉，可以使日粮营养平衡并具有较高的可消化性，帮助减轻由断奶引起的食欲减退对仔猪的影响。给断奶后的仔猪饲喂牛奶，可以保持肠道内绒毛的高度和隐窝的深度，并提高二糖的消化率和单糖的吸收率（Pluske等，1996）。在美国和其他的一些地区，喷雾干燥动物血浆被作为一种蛋白源应用于断奶仔猪日粮。应用证明，猪血浆产品能够显著增加仔猪采食量、生长率，并间接地改善日粮转化效率。在断奶后的仔猪日粮中添加喷雾干燥血浆，也可以抑制和断奶有关的局

51、部炎症反应，从而减少渗透到粘膜固有层的白细胞（Jiang等，2000）。普遍应用动物血清产品所带来的危及人体健康的风险，还未被充分研究论证。断奶后，猪食物中的乳糖被一些复杂的碳水化合物所取代，这就需要肠道有相应的酶类对其进行初步的水解，然后再由刷状缘的水解酶水解余下的部分，并释放出其单糖组分（Puchal和Buddington.1992）。断奶后仔猪肠道中存在较高的蔗糖酶和麦芽糖酶活性，相应地，肠细胞膜顶部对葡萄糖和果糖有较高的转运效率（Puchal和Buddington,1992）。断奶后猪肠道内载体介导的氨基酸的吸收显著降低，这与育成猪日粮中低蛋白质含量的转换是一致的（Buddington

52、等，2001）。但断奶后载体介导的赖氨酸的吸收的增加是个例外，或许是因为赖氨酸是早期断奶仔猪主要的限制性氨基酸，可显著影响其生长性能的发挥（Thacker,1999）。在断奶仔猪体内，可能会对特殊的转运系统进行调整，以此来与日粮的摄入和机体对氨基酸的需要相适应（Buddington等，2001）。断奶后，猪小肠内液体和电解质的净吸收会暂时减少（Nabuurs等，1994）。仔猪断奶后肠道微生物和粘膜之间的相互作用新生仔畜肠道的发育，涉及广泛的上皮细胞增殖和细胞分化，包括酶表达的变化、受体和转运系统的发育。与日龄相关的肠道糖基化变化在由日粮组成及共生菌和病原菌引起的肠道相应受体特性的变化中起着重

53、要的作用（Kelly等，1992a; Stewart等，1993）。产肠毒素的大肠杆菌的感染一般是引起仔猪断奶后下痢的原因。这些感染的诱病因素包括：母猪乳中保护性IgA的中断和其他细菌因子的存在，水和日粮摄入不足，胃酸分泌不足，肠道微生物区系紊乱，粘膜和粘蛋白中作为肠病原菌结合位点的复合糖的产生（Kelly等，1994；Thacket,1999; Kelly和Coutts, 2000; Kelly和King, 2001）。断奶后机体营养不良，会因营养发育不足而对肠道屏障和免疫机能造成威胁，导致感染的发生，同时，感染又反过来影响日粮的摄入和吸收，造成机体内部养分损失（Calder和Jackson

54、, 2000）。Niewold等（2000）认为，肠道局部缺血是引起断奶后仔猪腹泻的重要诱病因素，肠道血液供应不能够满足肠道快速生长的代谢需要，此时肠道正在进行大量再生性绒毛修复补充。有人认为，局部缺血会引起肠道酸中毒，并增加肠道对产肠毒素大肠杆菌毒素的渗透性（Niewold等，2000）。 环境因素、日粮变更、宿主生理的内在变化、肠内养分和肠道微生物区系组成的相互作用，影响着断奶仔猪肠道内的微生物演替（Stewart等，1993；Mackie等，1999）。幼畜断奶后，肠道内专性厌氧细菌的数量开始占主导地位，大肠杆菌和肠道球状细菌的数量开始下降（Conway, 1997），厌氧性细菌的增加尤

55、其在猪肠道的后肠最为明显，在回肠中同样也发现很高水平的这样的细菌。小肠中的微生物会和宿主竞争那些易消化的养分，由于微生物在胃和小肠中的发酵，多达6%的猪日粮净能会被消耗掉（Jensen,1998）。然而，在育成猪体内有5%到20%的总能是由大肠内的微生物发酵提供的（Jensen,1998; Anderson等，2000）。几十年来，日粮添加抗生素一直用于提高家畜的生长性能。令人奇怪的是，抗生素产生这些有利影响的准确机制至今仍不清楚。Anderson等（2000）最近报道，抗生素产生促生长作用的实质是它们可以减少肠道细菌数量并随之改变猪小肠上皮细胞的功能，然而大肠内微生物数量的变化，对整个动物机

56、体生长的影响较小。在动物饲料中应用阿维菌素和维吉尼霉素作为生长促进剂，就和其抗菌抑菌的治疗作用有关，有人担心，这样一来，会增强细菌的抗药性，增加人类疾病治疗的难度（Jensen,1998）。现在，欧洲的许多国家已经禁止在动物饲料中添加作为生长促进剂的抗生素。这类添加剂的终止使用，会深刻影响断奶仔猪肠道的形态和生理。欧洲的几个研究中心正在研究在猪产业中维持动物生长和健康的替代方法。Mikkelsen和Jensen（2000）研究了用发酵流质饲料饲喂断奶后的仔猪对其肠道内微生物组成和活性的影响，这样的饲料（包含高水平的乳酸和乳酸菌）能降低胃pH，降低小肠内的微生物活性，减少整个胃肠道内肠细菌（包括

57、大肠菌）的数量。进一步的研究需要明确是否饲喂发酵液能抑制微生物的发酵和辅助防止断奶仔猪小肠内大肠杆菌性腹泻。断奶猪肠道糖生物学和微生物致病机理与动物断奶前相比，断奶仔猪肠道内粘蛋白的产生量增加（Pestova等，2000）。上皮细胞分泌的粘蛋白是消化道粘液主要的糖蛋白成分，包被在胃肠道粘膜的表面。它们能够保护上皮细胞不被感染，防止其脱水和发生物理或化学损伤及帮助食糜通过消化管道（Perez-Villar和Hill,1999）。因此，粘蛋白的产生是对肠道上皮细胞的一种重要的先天性保护措施。但如果粘蛋白的产生量过多，也许会减少养分的吸收（Satchithanandam等，1990）。日粮和肠道微生

58、物区系的组成及它们之间的相互作用会影响道肠道粘蛋白的组成和功能特性（Sharma等，1995）。正常肠道细菌中特异性的菌株，可以产生糖苷酶和糖硫解酶，这些酶能参与粘蛋白中糖蛋白糖链的降解，释放出其单糖组分，可以作为其他肠道菌群的养分来源。这些功能的分化，通过专门的细菌产生特异性的酶，可以营造一个微生态小环境，能有利于肠道细菌生态系统多样性发育。细菌和粘膜的交互作用会导致粘蛋白肽链基因表达的改变，例如益生菌株乳酸菌能够通过提高肠道粘蛋白MUC2和MUC3的表达，来抑制有害细菌对肠道的附着（Mack等，1999）。糖基化是支配细菌对肠道粘蛋白附着的主要因子。在断奶猪中，动物个体会由A、O血型的不同

59、，其相应分泌腺的变化会改变其所分泌的粘蛋白的主要糖蛋白模式。因此，在O-分泌腺猪体内的粘蛋白寡糖链末端的键上海藻糖的水平很高，A-分泌腺猪中虽然有同样水平的海藻糖，但此糖大部分被末端键的N-乙酰半乳糖胺所修饰（King,1995; King等，1995）。在动物个体小肠的不同区域，甚至在同样的肠绒毛的不同部位，粘蛋白的糖基化都常常是有显著差异的。隐窝底部未成熟的杯状细胞能分泌含较少唾液酸的中性粘蛋白，当这些细胞成熟并迁移到绒毛顶部后，其分泌的粘蛋白便是经唾液酸酸化过了的（King,1995）。动物与动物之间和同种动物不同部位间粘蛋白表型的差异，可能反映在与粘蛋白有关的微生物区系组成上，除了常在

60、菌群，一些产肠毒素的大肠杆菌种群也会黏附在断奶仔猪粘蛋白的糖蛋白或糖脂上（Blomberg等，1995；Dean-Nystrom和Samuel,1994）。这些联系间准确的意义还不清楚，但最近的观点认为，粘蛋白屏障可以减少病原菌在肠道绒毛膜表面的定植（Pestova等，2000）。在猪和其他哺乳动物断奶时期，肠道内粘膜和粘蛋白中糖蛋白的海藻糖基化水平增加（King,1995）。有证据表明，虽然这样的糖基化的发生是程序化发生的，但也易受日粮变化和断奶的影响（Kelly和King,1991; Kelly等，1993）。在日粮中添加半乳糖可以导致断奶后仔猪体内粘蛋白糖基化的变化，这个变化可能会限制微