动物实验技术

动物实验技术第六章动物实验基本操作技术第一节、实验动物的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定•抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。•手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20〜30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。•在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。二、大鼠的抓取与固定•抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。•手固定法：同小鼠。手术固定法：同小鼠。静脉给药或采血时同小鼠。三、豚鼠的抓取与固定•抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。•手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。•手术固定法：同大、小鼠。四、家兔的抓取与固定•抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。•手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。•固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。•盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。•台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。五、犬的抓取与固定•抓取方法：先给犬带上系有铁链条的脖套，对于性情凶猛的犬，要用特制的钳式长柄犬夹夹住犬颈部将犬按倒后，再系脖套和链条。•手固定法：首先绑住犬嘴，方法是饲养员或犬主人从侧面靠近并轻轻抚摸其颈部皮毛，然后迅速用布带绑住犬嘴，布带从下颌绕到上颌打一个结，再绕到下颌打一个结，然后将布带绕到头后颈，在颈后部再打一个结，最后打一个活结，对于未经驯服的犬，可用长柄犬夹夹住犬颈部按倒后强制绑嘴。•手术台固定法：麻醉后，松开布带，将犬仰卧在手术台上，先固定四肢，再固定头部。六、猫的抓取与固定•抓取方法：先轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻轻抚摸猫头、颈及背部，然后一只手抓住其背部皮毛，另一只手抓其腰背部。如遇凶暴的猫不让接触时，可用网套抓取。•固定方法：同兔台式固定法。猫头可用一根粗棉绳，一端拉住猫的两只门齿，另一端捆绑在实验台的铁柱上。第二节、实验动物的编号与标记•一、染色法：用化学试剂或药品在实验动物体表的不同部位进行涂染，并用不同颜色区别各组动物。编号原则是先左后右，从前到后，从上到下。有时用两种颜色一个代表十位、一个代表个位。常用的染色剂有3%~5%的苦味酸（黄色）、2%的硝酸银溶液（咖啡色）、0.5%的中性品红溶液（红色）和煤焦油酒精溶液（黑色）。•二、耳缘剪孔法：是在动物的耳边缘剪出不同的缺口或打成不同的小孔进行标记的方法。为防止孔、口愈合，一般在打孔后用消毒的滑石粉涂抹在孔、口局部。由打孔或剪切的位置和孔数代表编号，一般在耳内按上、中、下打孔，分别代表1、2、3，在相应位置剪缺口代表4、5、6，剪两个缺口代表7、8、9，无孔或缺口为10。一般左耳代表个位数、右耳代表十位数。•三、烙印法：用烙印钳或刺针将号码刺在或烙印在动物无体毛或明显部位，如耳、面、鼻部及四肢等，然后用溶在酒精中的黑墨在针刺处涂抹。这种方法适用于大中型实验动物，操作时要注意防止感染。•四、号牌法：用特制的金属号牌固定在实验动物的耳上或颈项部，挂牌时要注意避开血管。此法适用于小动物。•五、笼子编号法：不在动物身体上作标记而把装动物的笼子进行编号，也叫替代法。第三节、实验动物的给药与去毛•一、摄入法给药•二、注射法给药•三、去毛一、摄入法给药•1.自动口服法：将药物放入饲料或饮水中，让动物自动摄入，方法简单不费工夫，也不会给动物造成损伤。但很难掌握给药量，有时药物在常温下还会分解。这种方法一般适用于动物疾病的防治、药物的毒性观察、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。•2.强制灌胃给药：就是用灌胃器将药品直接强制灌入胃内。这种方法能准确掌握给药量、给药时间，并能发现和记录症状出现的时间及经过。缺点是费时、同时给动物带来一定的损伤和心理影响。因此，如果操作技术熟练对动物的不良影响就可以减少一些。•⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背颈部皮毛将动物固定，右手持灌胃器，将灌胃针从口腔插入，沿上颚壁插入食道，使其前端达到膈肌水平，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如无空气被抽回，即可将药液注入。小鼠进针约3〜4cm、大鼠、豚鼠为4〜6cm，常用灌胃量小鼠为0.2〜1.0m1、大鼠为1〜4ml、豚鼠为1〜5ml。•⑵兔、犬、猫的灌胃法：先固定动物，然后将开口器固定在动物口中，压住舌头，然后将灌胃管从开口器小孔插入食道，将另一端浸入水中，如有气泡逸出，说明误入气管需拔出重插。插好后将药液推入。为避免药液残留需注入5ml生理盐水。兔、猫进针为15cm左右，犬为20cm左右。一次耐受量兔为80〜150ml,犬为200〜500ml。各种动物一次灌胃能耐受的最大容积动物种类 体重（g）最大容积（ml）小鼠>301.025〜300.820〜240.5>300豚鼠>3006.0250~3004.0~5.0大鼠>3008.0250~3006.0200~2494.0~5.0100~1993.0家兔>35002002500~35001502000~2400100猫>3000100~1502500~300050~80犬10000~15000200~500•3.直肠给药：多用于家兔，将药物通过肛门直接注入动物直肠内，经直肠壁吸收，注意不要误入阴道。二、注射法给药•1.皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。用于接种、过敏实验、观察皮内反应及皮肤血管的通透性等。方法为脱毛消毒f刺入皮内f向上挑起稍退一些针后再稍刺入f注入药液。•2.皮下注射：用左手拇指与食指轻轻捏起动物皮肤，右手持针将其刺入皮下，如果针头易摆动证明已在皮下，可推进药液，拔针后轻按针孔片刻防止药液逸出。小鼠一般在背部、大鼠在背颈部或侧下腹部、豚鼠在大腿内侧或背部、兔在背部或耳根部、猫犬在大腿外侧。3.肌肉注射：一般选择肌肉发达而且无大血管经过的部位，犬、猫、兔多选臀部，大、小鼠多选股部。注射时针尖穿过皮肤后，再往深部刺入肌肉，此时针尖不能自由活动，回抽注射器无回血，即可注射。一般小动物选择5或5.5号针头，大动物选用6或6.5号针头。注意，注射时针头与肌肉成60。角，一次性刺入，小鼠每次注入量不超过0.1ml。4.腹腔注射：将动物固定，然后在左或右下腹皮下，将针头向前推0.5〜0.6cm，再以45。角斜穿腹肌，缓慢注入药液。注药之前有落空感，回抽无肠液、尿液后方可注药。小鼠一次注射量为0.1〜0.2ml/10g（体重），大鼠为1〜2ml/100（体重）。•5.静脉注射：实验动物不同所选静脉注射部位也不同。大、小鼠一般选用尾静脉，兔选用耳缘静脉，犬选用后肢小隐静脉或前肢内侧皮下静脉注射。一般只限于液体药物，若是悬浊液，可能引起血管栓塞。•⑴大、小鼠尾静脉注射：尾静脉有3条，左右两侧和背侧各有1条，由于两侧静脉比较容易固定，所以常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（烧杯等），除毛后将尾部置于45°C〜50°C的温水中浸泡1~2分钟或用75%酒精棉反复擦拭使血管扩张，以左手拇指和食指捏住尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针，完毕后把尾部向注射侧弯曲止血。一次注射量为0.05〜0.1mg/10g（体重）•⑵兔耳缘静脉注射：兔耳缘静脉表浅易固定而常被采用。操作时，先固定兔子，而后用75%酒精棉球反复擦拭使血管充盈，左手食指、中指夹住静脉近心端，拇指绷紧静脉远心端，无名指和小指垫在耳下边，针从静脉末端刺入并顺血管方向平行刺入1cm左右，回抽有血后再用拇指固定针头，放开食指和中指将药液注入，拔针后用酒精棉球压迫几分钟，防止流血和消毒。•⑶犬的静脉注射：多采用前肢内侧皮下静脉或后肢小隐静脉，在静脉血管近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端平行进针，回抽有血后松开橡皮带，将药液缓慢注入。•⑷豚鼠的静脉注射：同犬的静脉注射方法，也可以象兔一样采用耳缘静脉注射。•6.淋巴囊注射：主要用于蛙类。•7.关节腔内注射：主要用于大中型动物，给兔子注射时首先将兔仰卧固定，在膑韧带附着点外上方约0.5cm处进针，针头从前上方向下后方倾斜刺入，直至针头遇到阻力变小为止然后针头稍后退，以垂直方向推进关节腔中。当有刺破薄膜的感觉时即可注入药液。•8.脑内注射：常用于微生物学试验。将病原体接种于被检动物脑内，然后观察接种后的变化•9.椎管内注射：主要用于椎管麻醉和抽取脑脊液。•10.椎动脉注射：应用于兔、犬、猫等动物。三、去毛•1.拔毛法：在各种动物做后肢皮下静脉注射或采血，特别是兔耳缘静脉注射或采血时常用动物固定f拇指和食指拔去所需部位毛f涂一层凡士林。•2.剪毛法：动物固定f水湿润剪毛部位f将局部皮肤绷紧f用弯头手术剪紧贴皮肤剪毛。•3.剃毛法：动物固定f肥皂水浸润剃毛部位f顺被毛方向剃毛（若用电动剃刀则逆被毛方向剃毛）。•4.化学脱毛法：常用于大动物无菌手术、局部皮肤刺激性实验、观察动物局部血液循环或其它各种病理变化。•⑴方法：动物固定f剪短脱毛部位被毛f用棉球或纱布沾取脱毛剂f在脱毛部位涂成薄层f2~3分钟后用温水洗涤脱下的被毛f干纱布擦干f涂一层油脂。•⑵常用脱毛剂：硫化碱、硫化钠、硫化钙、硫化锶、硫化钡、二硫化二砷。•⑶配方：1硫化钠:肥皂粉:淀粉=3:1:7调成膏状。II硫化钠:淀粉:糖:甘油;硼砂冰 =8:7:4:5:1:75调成糊状。III8%的硫化钠溶液W硫化碱10g、生石灰15g，加水至100ml，溶解即可。第四节、实验动物的麻醉•一、全身麻醉•二、局部麻醉•三、麻醉注意事项一、全身麻醉1.吸入麻醉：多采用乙醚做麻醉药。把带有乙醚的棉球放入玻璃容器内，挥发后将动物放

入容器内4~6分钟，动物失去运动力后立即取出动物以避免麻醉过深致死。此法多用于短期操作性实验，乙醚麻醉的优点是苏醒快，但是对呼吸道刺激性大，长时间容易窒息死亡。•2.注射麻醉：大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉，犬、猫、兔等既可腹腔注射也可静脉注射给药。注射时，先用麻醉药总量的2/3，密切观察动物生命体征的变化，如已经达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制大脑呼吸中枢导致动物死亡。各种动物常用的全身麻醉剂的剂量及途径剂量（mg/kg体重）动物注射戊巴比巴比苯巴比硫喷异戊巴氯胺酮氯醛糖乌拉坦途径妥钠妥钠妥钠妥钠妥钠比妥钠(20%~25%)(1%~3%)(1%~2%)(5%~10%)(10%)小鼠i.p50~80200/15~20100100~200//i.m///////1350大鼠i.p40~50200/40~100100100~200550/i.m///////1350s.c//100~110////800~1000豚鼠i.p30~50100//100///i.m///20~50///1350兔i.p25~40///80~120///i.v20~30225~300/15~2040~50/80~100750~1000犬i.p30//20~5080~10010~40//i.v3022550~10015~2040~50/60750~1000口服/350////1001500注:i.p指腹腔注射,i.m指肌肉注射,s.c指皮下注射,i.v指静脉注射二、局部麻醉•1.表面麻醉:利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞浅表的神经末梢，称为表面麻醉。常用利多卡因，眼部用药点滴、鼻内用要涂敷、咽喉气管用药喷雾、尿道灌注给药。•2.区域阻滞麻醉：在手术区内四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导，称为区域阻滞麻醉。常用普鲁卡因。•3.神经干（丛）阻滞麻醉：在神经干（丛）的四周注射麻醉药，阻滞其传导，使其所支配的区域疼痛感觉消失，称为神经干（丛）阻滞麻醉。常用利多卡因。•4.局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组织中的神经末梢，称为局部浸润麻醉。常用普鲁卡因。三、麻醉注意事项•1.有些麻醉药，如乙醚挥发性很强，易燃，使用时应远离火源，平时应妥善保存。•2.应特别注意各种麻醉药的剂量和给药途径，切莫因药量过大而引起中毒或死亡。•3.注射时，一般要求缓慢注入，并随时观察动物肌肉的紧张性、角膜反射、呼吸频率、疼痛反射等指标。•4.注意保温。•5.万一麻醉过量，根据不同情况采取措施，如施行人工呼吸、给予苏醒剂或注射强心剂咖啡因、肾上腺素、可拉明等，也可以静脉注射5%温热的葡萄糖溶液。第五节、实验动物血液、体液的采集•一、实验动物的血液采集、实验动物的体液采集一、实验动物的血液采集采血部位及采血量采血量（ml）采血方式采血部位采血前处置小鼠大鼠部尾静脉0.03~0.050.3~0.5分尾动脉0.1~0.30.5~1.0采足背中静脉0.1~0.3血眼窝静脉丛0.05~0.10.5~1.0麻醉（不麻亦可）颈静脉0.5~1.03~5麻醉手术全颈动脉0.5~1.0同上断头0.5~1.0

采心脏0.5~0.83~5麻醉、手术后大静脉0.5~1.02~4同上血腹大动脉5~8同上麻醉（不麻亦可）5~10动物采血部位豚鼠 耳动脉5~10动物采血部位豚鼠 耳动脉（部分）耳静脉（部分）心脏（全）有麻醉、采血部位及采血量采血量（ml） 采血前处理<0.5<0.55~10 全采血时也手术开胸后直视下采血的方法后大静脉（血的方法后大静脉（全）腹动脉（全）颈静脉（全）家兔 耳静脉（部分）耳动脉（部分）心脏（全）颈动脉（全）3~5 麻醉、手术5~10 同上3~5 同上2~55~1080~10080~120麻醉、手术二、实验动物的体液采集•1.尿液的采集⑴代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠、沙鼠、豚鼠、兔等中小动物。将动物放在特制的笼内，动物排便时，可以通过笼底的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。有的代谢笼除可以采集尿液外，还可以收集粪便及二氧化碳。•⑵导尿管法：用导尿管（顶端用液体石蜡涂抹）经尿道插入膀胱，可采到无污染的尿液,也可将动物麻醉后，使膀胱和尿道括约肌松弛，再插入导尿管收集尿液。⑶压迫膀胱法：将动物轻度麻醉后，用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松弛时，尿液回自动由尿道排出。此法适用于猫、犬、兔等动物。•⑷膀胱穿刺法：将动物麻醉后固定在手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变角度，以避免穿刺后漏尿。•⑸反射排尿法：此法适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显，故需要采集少量尿液时，可采用此法。操作者应在提起动物的同时，迅速用容器接住尿液。•⑹剖腹采尿法：剖腹暴露膀胱，用左手持小平镊夹住小部分膀胱壁，右手持针在该部位直接穿刺抽取尿液。•2.胸、腹水的采集•⑴胸水的采集：主要采用胸膜腔穿刺术。动物立位或侧卧固定