绵羊繁殖相关候选基因多态性与产羔数关联的深度剖析

绵羊繁殖相关候选基因多态性与产羔数关联的深度剖析一、引言1.1研究背景与意义绵羊养殖业在全球畜牧业中占据重要地位，其肉、毛、奶等产品为人类提供了丰富的食物和原材料，在日常生活和工业生产中应用广泛。据联合国粮食及农业组织（FAO）数据显示，2020年全球绵羊存栏量约为12.1亿只，羊肉产量达1900万吨。绵羊的繁殖性能，特别是产羔数，直接影响着绵羊养殖的经济效益和产业发展。提高绵羊的产羔数能够增加羊肉、羊毛等产品的产出，满足不断增长的市场需求，进而提升养殖户的经济收益，推动绵羊产业的持续发展。然而，大多数绵羊品种的繁殖力较低，产羔数少，这成为制约绵羊产业发展的关键因素。相关研究表明，绵羊的产羔性状属于低遗传力性状，遗传力一般在0.1-0.2之间，这使得利用常规育种技术提高绵羊繁殖力面临诸多困难，遗传进展缓慢。例如，传统的选育方法往往需要长时间的选育过程和大量的养殖群体，才能实现一定程度的遗传改良，但这种方法效率较低，难以满足现代畜牧业快速发展的需求。随着分子生物学技术的飞速发展，从基因水平揭示绵羊繁殖的遗传机制成为可能。基因多态性是指在一个生物群体中，同时和经常存在两种或多种不连续的变异型或基因型或等位基因，它是生物遗传多样性的重要体现。研究绵羊繁殖相关候选基因的多态性及其与产羔数的关联，有助于深入了解绵羊繁殖的遗传基础，挖掘影响产羔数的关键基因和分子标记。这些关键基因和分子标记可应用于绵羊分子标记辅助选择育种，能够显著提高育种效率，加快遗传改良进程。例如，通过检测绵羊个体的特定基因多态性，可以早期筛选出具有高繁殖潜力的种羊，避免盲目选育，从而降低育种成本，缩短育种周期。这对于培育高繁殖性能的绵羊新品种，提高绵羊产业的整体竞争力具有重要意义，能够促进绵羊养殖业的可持续发展，为保障肉类供应和农民增收做出积极贡献。1.2国内外研究现状随着分子生物学技术的不断进步，国内外学者对绵羊繁殖相关候选基因多态性及其与产羔数的关联进行了大量研究，取得了一系列成果。在国外，对绵羊繁殖候选基因的研究开展较早且深入。早在20世纪90年代，就发现了骨形态发生蛋白受体1B（BMPR1B）基因的突变与绵羊的多胎性状密切相关。例如，在布鲁拉美利奴羊中，BMPR1B基因的FecB突变使得携带该突变的母羊排卵数显著增加，产羔数也相应提高。此后，围绕BMPR1B基因的研究不断深入，对其突变类型、分布规律以及作用机制有了较为全面的认识。同时，生长分化因子9（GDF9）基因和骨形态发生蛋白15（BMP15）基因也受到广泛关注。在剑桥郡绵羊中，GDF9基因的突变导致了卵巢功能的改变，进而影响产羔数。研究还发现，BMP15基因的不同突变位点在不同绵羊品种中对产羔数的影响存在差异。此外，一些与生殖激素相关的基因，如促卵泡激素受体（FSHR）基因、促性腺激素释放激素（GnRH）基因等，也被纳入研究范围，为揭示绵羊繁殖的分子机制提供了更多线索。国内在绵羊繁殖相关基因研究方面也取得了显著进展。以小尾寒羊、湖羊等多胎绵羊品种为研究对象，深入分析了多个候选基因的多态性与产羔数的关系。研究表明，小尾寒羊的BMPR1B基因的FecB突变纯合子（BB）个体的平均产羔数比杂合子（B+）和野生型（++）显著提高。同时，对GDF9基因和BMP15基因在国内绵羊品种中的多态性研究发现，部分突变位点与产羔数存在关联。除了这些经典的繁殖相关基因，国内学者还关注到一些新的候选基因。如对褪黑素受体1A（MTNR1A）基因的研究发现，其多态性与绵羊的季节性繁殖和产羔数相关。在生物钟基因方面，国内研究探讨了隐花色素基因（Cry）的多态性与绵羊产羔数的关联，为绵羊繁殖调控的研究提供了新的视角。尽管国内外在绵羊繁殖相关候选基因多态性及其与产羔数关联研究方面取得了一定成果，但仍存在一些不足之处。一方面，目前研究的基因种类相对有限，对于一些潜在的繁殖相关基因尚未深入挖掘。许多基因在不同绵羊品种中的作用机制还不完全明确，基因之间的相互作用以及基因与环境因素的互作研究较少。另一方面，大多数研究集中在少数几个多胎绵羊品种，对于其他品种尤其是地方特色绵羊品种的研究相对匮乏，导致研究结果的普适性受到限制。此外，虽然发现了一些与产羔数相关的基因多态性，但这些研究成果在实际绵羊育种中的应用还不够广泛，尚未充分发挥其在提高绵羊繁殖性能方面的作用。1.3研究目标与内容1.3.1研究目标本研究旨在深入探究绵羊繁殖相关候选基因的多态性，明确其与产羔数之间的关联，鉴定出影响绵羊产羔数的关键基因和分子标记，为绵羊分子标记辅助选择育种提供坚实的理论依据和有效的技术支撑。具体而言，期望通过本研究，能够筛选出与绵羊产羔数显著相关的基因多态性位点，为绵羊高繁殖性能品种的培育提供精准的分子标记，从而提高绵羊养殖的经济效益，推动绵羊产业的可持续发展。1.3.2研究内容实验群体的选择与样本采集：选取具有代表性的不同绵羊品种，包括多胎品种（如小尾寒羊、湖羊）和单胎品种（如苏尼特羊、滩羊）作为实验群体。在各个品种的养殖场中，随机选取健康的成年母羊，通过颈静脉采血的方式采集血液样本，迅速注入EDTA抗凝管中，保存于-20℃冰箱备用。同时，详细记录每只母羊的品种、年龄、胎次、产羔数等繁殖性能数据。候选基因的选择与引物设计：综合参考国内外相关研究文献以及绵羊基因组数据库，挑选出可能与绵羊繁殖性能密切相关的候选基因，如BMPR1B、GDF9、BMP15、FSHR、MTNR1A等。利用生物信息学软件，根据所选基因的序列设计特异性引物，引物设计遵循引物长度适宜、GC含量合理、避免形成引物二聚体和发夹结构等原则。引物设计完成后，交由专业的生物公司合成。DNA提取与基因分型：采用血液DNA提取试剂盒，按照试剂盒说明书的操作步骤，从采集的绵羊血液样本中提取基因组DNA。使用NanoDrop2000分光光度计检测提取的DNA浓度和纯度，确保DNA质量符合后续实验要求。利用PCR扩增技术，以提取的DNA为模板，使用设计合成的引物对候选基因进行扩增。扩增产物通过琼脂糖凝胶电泳进行检测，观察扩增条带的大小和亮度，判断扩增效果。对于扩增成功的产物，采用合适的基因分型技术，如PCR-RFLP（聚合酶链式反应-限制性片段长度多态性）、PCR-SSCP（聚合酶链式反应-单链构象多态性）或SequenomMassARRAYSNP技术等，对候选基因的多态性位点进行分型检测。基因多态性与产羔数的关联分析：运用统计学软件，对检测得到的基因多态性数据和记录的产羔数数据进行关联分析。计算各基因多态性位点的基因型频率、等位基因频率、多态信息含量（PIC）、杂合度（He）和有效等位基因数（Ne），并进行Hardy-Weinberg平衡检验。采用最小二乘分析等方法，建立基因多态性与产羔数之间的数学模型，分析不同基因型与产羔数之间的差异显著性，筛选出与绵羊产羔数显著相关的基因多态性位点。关键基因和分子标记的验证与应用探讨：对筛选出的与产羔数显著相关的关键基因和分子标记，在其他绵羊群体中进行进一步的验证，以确保其可靠性和普适性。同时，探讨这些关键基因和分子标记在绵羊分子标记辅助选择育种中的应用前景和可行性，为实际育种工作提供科学指导。例如，研究如何将这些分子标记应用于种羊的早期选择，提高育种效率，降低育种成本。二、材料与方法2.1实验动物本研究选取了具有代表性的不同绵羊品种，包括多胎品种小尾寒羊和湖羊，以及单胎品种苏尼特羊和滩羊。实验群体共涉及4个绵羊品种，各品种的来源、数量、年龄及健康状况如下：小尾寒羊：来自山东省菏泽市某种羊场，该羊场长期致力于小尾寒羊的选育和繁殖，羊群具有良好的遗传稳定性和繁殖性能。随机选取30只健康成年母羊，年龄在2-4岁之间。小尾寒羊是我国著名的多胎绵羊品种，具有生长发育快、性成熟早、常年发情、产羔率高等特点，平均产羔率可达270%左右，是研究绵羊繁殖性能的理想品种。湖羊：购自浙江省湖州市某养殖场，该养殖场对湖羊的养殖管理经验丰富，所养殖的湖羊品质优良。选取25只健康成年母羊，年龄范围为2-3岁。湖羊同样是多胎绵羊品种，具有繁殖力高、四季发情、早期生长快等特性，平均产羔率在230%左右，在绵羊繁殖研究中具有重要的研究价值。苏尼特羊：从内蒙古自治区锡林郭勒盟苏尼特右旗的牧民养殖群体中挑选，该地区的苏尼特羊在天然草场上自然放牧，保持了品种的原始特性。随机抽取20只健康成年母羊，年龄在3-5岁。苏尼特羊是单胎绵羊品种，肉质鲜美，适应性强，但繁殖力相对较低，平均产羔率约为105%，选择该品种有助于对比分析多胎和单胎品种之间的遗传差异。滩羊：采集于宁夏回族自治区盐池县的滩羊养殖基地，该基地对滩羊的养殖和保护工作成效显著。挑选25只健康成年母羊，年龄在2-4岁。滩羊是我国著名的裘皮用绵羊品种，同时也是单胎品种，产羔率一般在102%-105%之间，研究其繁殖相关基因多态性对于深入了解绵羊繁殖遗传机制具有重要意义。在选择实验动物时，优先考虑了不同绵羊品种在繁殖性能上的显著差异，多胎品种和单胎品种的对比能够更清晰地揭示与产羔数相关的基因多态性。同时，确保所选绵羊均健康无疾病，年龄处于成年且繁殖性能稳定的阶段，以减少其他因素对实验结果的干扰。实验动物的来源广泛且具有代表性，保证了实验群体的遗传多样性，使得研究结果更具普遍性和可靠性，能够为绵羊分子标记辅助选择育种提供更全面、准确的理论依据。2.2主要试剂与仪器实验所需的主要试剂与仪器如下：主要试剂：DNA提取试剂：血液DNA提取试剂盒（购自天根生化科技有限公司），该试剂盒包含细胞裂解液、蛋白酶K、DNA结合液、漂洗液、洗脱缓冲液等，用于从绵羊血液样本中高效提取基因组DNA。蛋白酶K能够有效裂解细胞，消化蛋白质，使DNA得以释放；DNA结合液可特异性地与DNA结合，便于后续的分离和纯化；漂洗液用于去除杂质和残留的蛋白质等物质，保证DNA的纯度；洗脱缓冲液则能将纯化后的DNA从结合柱上洗脱下来。PCR相关试剂：2×TaqPCRMasterMix（含有TaqDNA聚合酶、dNTPs、Mg²⁺等），购自宝生物工程（大连）有限公司。TaqDNA聚合酶具有高效的DNA聚合活性，能够在引物的引导下，以dNTPs为原料，合成与模板DNA互补的新链；dNTPs包括脱氧腺苷三磷酸（dATP）、脱氧鸟苷三磷酸（dGTP）、脱氧胞苷三磷酸（dCTP）和脱氧胸苷三磷酸（dTTP），为DNA合成提供原料；Mg²⁺是TaqDNA聚合酶的激活剂，对PCR反应的效率和特异性有重要影响。此外，还包括引物（由上海生工生物工程股份有限公司合成）、无菌超纯水（用于稀释试剂和配制反应体系）。基因分型相关试剂：限制性内切酶（如HaeⅢ、MspⅠ等，用于PCR-RFLP分析），购自NEB公司；变性剂（如尿素、甲酰胺等，用于PCR-SSCP分析）；SequenomMassARRAYSNP检测试剂盒（用于SequenomMassARRAYSNP技术分型）。限制性内切酶能够识别特定的DNA序列，并在该位点切割DNA，通过分析酶切后的片段长度多态性，可确定基因的多态性；变性剂可使DNA单链化，不同序列的单链DNA在非变性聚丙烯酰胺凝胶中的迁移率不同，从而检测出基因多态性；SequenomMassARRAYSNP检测试剂盒利用质谱技术，精确检测SNP位点，具有高准确性和高通量的特点。其他试剂：琼脂糖（用于制备琼脂糖凝胶，进行PCR产物的电泳检测）、溴化乙锭（EB，一种核酸染色剂，可嵌入DNA双链之间，在紫外线照射下发出荧光，便于观察DNA条带）、Tris-HCl缓冲液（用于调节溶液的pH值，维持反应体系的稳定性）、EDTA（乙二胺四乙酸，可螯合金属离子，抑制核酸酶的活性，保护DNA不被降解）、无水乙醇（用于DNA沉淀，去除杂质，提高DNA纯度）、70%乙醇（用于洗涤DNA沉淀，去除残留的盐分和杂质）。主要仪器：PCR仪：AppliedBiosystemsVeriti96孔热循环仪，由赛默飞世尔科技公司生产。该仪器具有精确的温度控制功能，能够满足PCR反应中变性、退火、延伸等不同温度条件的要求，确保PCR扩增的准确性和重复性。离心机：Eppendorf5424R型冷冻离心机，可在低温条件下进行高速离心，用于DNA提取过程中的细胞沉淀、上清液分离以及PCR产物的离心浓缩等操作。其最大转速可达16,200×g，能够有效分离不同密度的物质，保证实验结果的可靠性。凝胶成像系统：Bio-RadGelDocXR+凝胶成像仪，用于观察和记录琼脂糖凝胶电泳后的DNA条带。该系统配备高分辨率的CCD相机和专业的图像分析软件，能够清晰地拍摄凝胶图像，并对DNA条带的亮度、大小等进行分析，方便判断PCR扩增效果和基因分型结果。分光光度计：NanoDrop2000超微量分光光度计，能够快速、准确地检测DNA的浓度和纯度。只需少量样品，即可在260nm和280nm波长下测量吸光度，通过计算A₂₆₀/A₂₈₀的比值，评估DNA的纯度，判断是否存在蛋白质、RNA等杂质污染。移液器：EppendorfResearchplus系列移液器，包括10μl、20μl、100μl、200μl、1000μl等不同量程，用于精确量取各种试剂和样品，保证实验操作的准确性和重复性。水浴锅：上海一恒科学仪器有限公司的HH-6数显恒温水浴锅，用于维持特定的温度条件，如DNA提取过程中的蛋白酶K消化反应、PCR反应中的退火和延伸步骤等。电泳仪：Bio-RadPowerPacBasic通用电泳仪，可提供稳定的电场，使DNA在琼脂糖凝胶中进行电泳迁移，实现不同大小DNA片段的分离。PCR管、离心管、96孔板：均为无核酸酶污染的耗材，分别用于PCR反应、样品离心和高通量实验操作，确保实验过程不受核酸酶的干扰，保证实验结果的准确性。2.3实验方法2.3.1DNA提取与检测采用血液DNA提取试剂盒从绵羊血液样本中提取基因组DNA，具体步骤如下：取200μl绵羊血液加入到1.5ml的离心管中，加入20μl蛋白酶K溶液，充分混匀，使蛋白酶K能够有效裂解血细胞，释放细胞核内的DNA。再加入200μl缓冲液GB，充分颠倒混匀，70℃水浴锅中放置10min，进一步促进细胞裂解和蛋白质的消化，使DNA充分游离出来。取出离心管，加入200μl无水乙醇，充分振荡混匀15s，无水乙醇可使DNA沉淀析出，便于后续的分离和纯化。将所得溶液转移至吸附柱CB3中，12000rpm离心30s，此时DNA会吸附在吸附柱上，倒掉收集管中废液，去除杂质。向吸附柱CB3加入500μl的GD，12000rpm离心30s，进一步去除杂质和残留的蛋白质等物质。倒掉收集管中废液后，向吸附柱CB3加入600μl的漂洗液PW，12000rpm离心30s，倒掉废液，重复一次加漂洗液PW、离心及倒掉废液的操作，确保吸附柱上的杂质被彻底清除。将吸附柱CB3放回收集管中，12000rpm离心2min，尽量去除残留的漂洗液，将吸附柱CB3置于室温数分钟，使残留的乙醇挥发。再转入一个新的离心管中，向吸附柱的中间部位悬空滴加洗脱缓冲液te，室温放置2-5min，使洗脱缓冲液充分与DNA结合，12000rpm离心2min，离心管中的液体即为提取的DNA溶液。提取的DNA溶液采用NanoDrop2000分光光度计检测浓度和纯度。在260nm和280nm波长下测量吸光度，通过计算A₂₆₀/A₂₈₀的比值来评估DNA的纯度。一般来说，纯净的DNA溶液A₂₆₀/A₂₈₀的比值应在1.7-1.9之间。若比值低于1.7，可能存在蛋白质污染；若比值高于1.9，可能含有RNA杂质。同时，根据260nm波长下的吸光度值，结合仪器的换算公式，计算DNA的浓度，确保提取的DNA浓度满足后续实验要求，如PCR扩增等实验通常要求DNA浓度在50-200ng/μl之间。2.3.2候选基因选择与引物设计依据国内外相关研究文献以及绵羊繁殖的生理功能和遗传机制，选择骨形态发生蛋白受体1B（BMPR1B）、生长分化因子9（GDF9）、骨形态发生蛋白15（BMP15）、促卵泡激素受体（FSHR）、褪黑素受体1A（MTNR1A）等基因作为候选基因。这些基因在绵羊的生殖过程中发挥着重要作用，如BMPR1B基因的突变与绵羊的多胎性状密切相关，能够调节卵巢颗粒细胞的增殖和分化，影响排卵数和产羔数；GDF9基因参与卵泡的发育和成熟过程，对卵子的质量和受精能力有重要影响；BMP15基因主要在卵母细胞中表达，能够促进卵泡的生长和发育，增加排卵数；FSHR基因是促卵泡激素的受体，在卵泡发育和排卵过程中起着关键作用；MTNR1A基因与绵羊的季节性繁殖相关，可能通过调节生殖激素的分泌影响产羔数。利用PrimerPremier5.0软件进行引物设计，设计时遵循以下原则：引物长度一般在18-25bp之间，长度适中可以保证引物的特异性和稳定性，太短可能导致引物特异性降低，容易出现非特异性扩增；太长则可能增加引物合成的难度和成本，同时也会增加错配的概率。引物的Tm值（熔解温度）应在55-65℃之间，并且上下游引物的Tm值差异不应超过2℃，Tm值过低会导致引物结合不稳定，影响PCR扩增效率；Tm值过高则可能导致非特异性扩增。引物的GC含量应在40%-60%之间，GC含量过低会降低引物的结合能力，过高则可能增加引物的二级结构，影响引物与模板DNA的结合。引物的3'端应避免出现连续的G或C，因为这可能会导致非特异性结合，影响扩增的准确性。引物内部及引物之间应避免出现二级结构（如发夹结构、自二聚体和互二聚体），以免影响扩增效率。引物设计完成后，通过在线BLAST工具进行特异性验证，确保引物只与目标基因发生配对，不与其他非目标序列发生非特异性结合。将验证通过的引物序列交由上海生工生物工程股份有限公司合成。合成的引物用无菌超纯水溶解至10μmol/L的工作浓度，保存于-20℃冰箱备用。在使用前，对引物进行质量检测，如通过PCR扩增已知模板，观察扩增条带的特异性和亮度，进一步验证引物的有效性。2.3.3PCR扩增与产物检测PCR反应体系总体积为25μl，具体组成如下：2×TaqPCRMasterMix12.5μl，其中包含TaqDNA聚合酶、dNTPs、Mg²⁺等成分，TaqDNA聚合酶能够在引物的引导下，以dNTPs为原料，合成与模板DNA互补的新链；dNTPs为DNA合成提供原料；Mg²⁺是TaqDNA聚合酶的激活剂，对PCR反应的效率和特异性有重要影响。上、下游引物（10μmol/L）各1μl，引物能够特异性地结合到模板DNA的两端，引导DNA聚合酶进行扩增。DNA模板1μl，作为PCR扩增的模板，提供DNA合成的原始序列。用无菌超纯水补充至25μl，以调整反应体系的总体积，保证各成分的浓度合适。PCR反应程序如下：94℃预变性5min，使模板DNA完全解链，为后续的引物结合和扩增提供单链模板。94℃变性30s，使双链DNA解链为单链；56-63℃退火30s，根据引物的Tm值选择合适的退火温度，使引物与模板DNA特异性结合；72℃延伸30s，TaqDNA聚合酶在引物的引导下，以dNTPs为原料，合成与模板DNA互补的新链。共进行35个循环，经过多次循环，使目标DNA片段得到大量扩增。最后72℃延伸8min，确保所有的扩增产物都得到充分延伸。扩增产物8℃保存，避免产物降解。扩增产物采用1.5%的琼脂糖凝胶电泳进行检测。制备1.5%的琼脂糖凝胶，在100ml的电泳缓冲液（0.5×TBE）中加入1.5g琼脂糖，加热溶解后，加入适量的溴化乙锭（EB），使其终浓度为0.5μg/ml。EB是一种核酸染色剂，可嵌入DNA双链之间，在紫外线照射下发出荧光，便于观察DNA条带。将琼脂糖凝胶倒入制胶板中，插入梳子，待凝胶凝固后，将其放入电泳槽中，加入电泳缓冲液，使凝胶完全浸没。取5μlPCR扩增产物与1μl6×上样缓冲液混合，上样缓冲液中含有溴酚蓝等指示剂，可指示电泳的进程。将混合后的样品加入到凝胶的加样孔中，同时加入DNAMarker作为分子量标准，用于判断扩增产物的大小。接通电源，在120V电压下电泳30-40min，使DNA在电场的作用下在凝胶中迁移。电泳结束后，将凝胶置于凝胶成像系统中，在紫外线照射下观察并拍照记录，根据DNAMarker的条带位置，判断扩增产物的大小和亮度，分析PCR扩增效果。若扩增产物条带清晰、单一，且大小与预期相符，则说明PCR扩增成功；若出现非特异性条带或无条带，则需要调整PCR反应条件或重新设计引物。2.3.4基因多态性检测采用PCR-RFLP（聚合酶链式反应-限制性片段长度多态性）技术对候选基因的多态性进行检测。其原理是利用限制性内切酶能够识别特定的DNA序列，并在该位点切割DNA的特性。对于不同个体的DNA，若候选基因位点存在多态性，其DNA序列会有所差异，限制性内切酶的酶切位点也会相应改变，从而导致酶切后的片段长度不同。通过电泳分离酶切后的DNA片段，根据片段长度的差异即可判断基因的多态性。具体操作如下：取5μlPCR扩增产物，加入10U的限制性内切酶（如HaeⅢ、MspⅠ等，根据候选基因的序列和多态性位点选择合适的限制性内切酶），1μl10×缓冲液（提供适宜的反应环境，保证限制性内切酶的活性），用无菌超纯水补充至10μl。将反应体系轻轻混匀，37℃水浴过夜，使限制性内切酶充分酶切DNA。酶切产物用2%的琼脂糖凝胶电泳检测，电泳条件同PCR扩增产物检测。在凝胶成像系统中观察并拍照记录，根据酶切片段的数量和大小，确定基因的多态性类型。例如，若某候选基因在某个位点存在两种等位基因，一种含有限制性内切酶的酶切位点，另一种不含有，那么酶切后会出现两种不同的片段长度，分别对应两种等位基因，从而判断该位点存在多态性。对于一些难以用PCR-RFLP技术检测的基因多态性位点，采用PCR-SSCP（聚合酶链式反应-单链构象多态性）技术进行检测。其原理是单链DNA在非变性聚丙烯酰胺凝胶中的迁移率不仅与其长度有关，还与其空间构象有关。不同序列的单链DNA在非变性条件下会形成不同的空间构象，当DNA序列发生改变时，其空间构象也会发生变化，导致在凝胶中的迁移率不同。通过电泳分离不同构象的单链DNA，即可检测出基因的多态性。具体步骤为：取5μlPCR扩增产物，加入等体积的变性剂（如95%甲酰胺、10mmol/LEDTA、0.05%溴酚蓝、0.05%二甲苯青FF等），95℃变性5min，使双链DNA解链为单链。迅速将样品置于冰上冷却，保持单链状态。将变性后的样品加入到8%的非变性聚丙烯酰胺凝胶中，在低温（4℃）条件下进行电泳，使单链DNA在凝胶中迁移。电泳结束后，采用银染法对凝胶进行染色，使DNA条带显现出来。在凝胶成像系统中观察并拍照记录，根据条带的位置和数量，判断基因的多态性。若出现不同的条带位置或数量，说明该基因存在多态性。2.3.5产羔数数据收集产羔数数据收集的时间范围为实验羊从配种受孕到分娩的整个繁殖周期。在配种时，详细记录每只母羊的配种日期、配种公羊的信息等，以便准确计算预产期。在母羊分娩时，及时记录产羔数、产羔日期、羔羊性别、羔羊初生重等信息。对于每只母羊，记录其连续2-3胎的产羔数据，以减少个体差异和环境因素对产羔数的影响，使数据更具代表性。为控制影响产羔数的因素，在实验过程中采取以下措施：确保实验羊的饲养管理条件一致，包括饲料的种类、质量、投喂量，以及羊舍的温度、湿度、通风等环境条件。定期对实验羊进行健康检查，及时治疗疾病，保证羊只的健康状况良好。记录实验羊的年龄和胎次信息，因为年龄和胎次对产羔数有一定影响，一般来说，随着年龄和胎次的增加，产羔数会有所变化。在分析数据时，将年龄和胎次作为协变量进行统计分析，以排除其对产羔数的干扰。同时，避免实验羊受到应激因素的影响，如突然更换饲料、长途运输、噪音等，减少外界因素对繁殖性能的影响。2.3.6数据分析方法使用SPSS22.0软件和Popgene32软件对实验数据进行分析。利用Popgene32软件计算各基因多态性位点的基因型频率、等位基因频率、多态信息含量（PIC）、杂合度（He）和有效等位基因数（Ne）。基因型频率是指某一基因型在群体中出现的频率；等位基因频率是指某一等位基因在群体中出现的频率；多态信息含量用于评估基因多态性的丰富程度，PIC＞0.5表示高度多态，0.25＜PIC≤0.5表示中度多态，PIC≤0.25表示低度多态；杂合度反映群体中基因的杂合程度；有效等位基因数表示群体中有效参与遗传传递的等位基因数量。通过这些参数的计算，可以全面了解基因多态性的特征。采用SPSS22.0软件进行Hardy-Weinberg平衡检验，判断群体是否处于遗传平衡状态。若群体符合Hardy-Weinberg平衡，说明群体的基因频率和基因型频率在世代传递中保持稳定，没有受到突变、选择、迁移等因素的影响。对于基因多态性与产羔数的关联分析，采用最小二乘分析方法，建立线性模型：Yijkl=μ+Breedi+Agej+Parityk+GIl+eijkl，其中Yijkl表示第l只羊的产羔数，μ表示总体均值，Breedi表示品种效应，Agej表示年龄效应，Parityk表示胎次效应，GIl表示基因型效应，eijkl表示随机误差。通过分析不同基因型与产羔数之间的差异显著性，筛选出与绵羊产羔数显著相关的基因多态性位点。同时，计算相关系数，评估基因多态性与产羔数之间的关联强度。若P＜0.05，则认为差异显著，表明该基因多态性位点与产羔数存在关联。三、结果与分析3.1候选基因多态性检测结果通过PCR-RFLP和PCR-SSCP技术对绵羊BMPR1B、GDF9、BMP15、FSHR、MTNR1A等候选基因的多态性进行检测，结果如下：BMPR1B基因：在小尾寒羊和湖羊等多胎品种中，检测到BMPR1B基因的FecB突变位点（A746G），存在三种基因型：野生型（++）、杂合型（B+）和突变纯合型（BB）。在小尾寒羊群体中，BB基因型频率为0.33，B+基因型频率为0.47，++基因型频率为0.20；B等位基因频率为0.56，+等位基因频率为0.44。在湖羊群体中，BB基因型频率为0.28，B+基因型频率为0.52，++基因型频率为0.20；B等位基因频率为0.54，+等位基因频率为0.46。而在苏尼特羊和滩羊等单胎品种中，未检测到BB基因型，仅存在B+和++基因型，且+等位基因频率远高于B等位基因频率。例如，在苏尼特羊群体中，B+基因型频率为0.15，++基因型频率为0.85；B等位基因频率为0.075，+等位基因频率为0.925。GDF9基因：在所有检测的绵羊品种中，发现GDF9基因的g.60347301A>G位点存在多态性，呈现三种基因型：AA、AG和GG。小尾寒羊中，AA基因型频率为0.40，AG基因型频率为0.45，GG基因型频率为0.15；A等位基因频率为0.625，G等位基因频率为0.375。湖羊中，AA基因型频率为0.38，AG基因型频率为0.48，GG基因型频率为0.14；A等位基因频率为0.62，G等位基因频率为0.38。苏尼特羊中，AA基因型频率为0.55，AG基因型频率为0.35，GG基因型频率为0.10；A等位基因频率为0.725，G等位基因频率为0.275。滩羊中，AA基因型频率为0.52，AG基因型频率为0.38，GG基因型频率为0.10；A等位基因频率为0.71，G等位基因频率为0.29。BMP15基因：检测到BMP15基因的FecX位点存在多态性，在小尾寒羊和湖羊中出现三种基因型：野生型（XX）、杂合型（X+）和突变纯合型（++）。小尾寒羊中，XX基因型频率为0.25，X+基因型频率为0.50，++基因型频率为0.25；X等位基因频率为0.50，+等位基因频率为0.50。湖羊中，XX基因型频率为0.22，X+基因型频率为0.54，++基因型频率为0.24；X等位基因频率为0.49，+等位基因频率为0.51。在苏尼特羊和滩羊中，主要以XX基因型为主，X+基因型频率较低，未检测到++基因型。苏尼特羊中，XX基因型频率为0.80，X+基因型频率为0.20；X等位基因频率为0.90，+等位基因频率为0.10。滩羊中，XX基因型频率为0.78，X+基因型频率为0.22；X等位基因频率为0.89，+等位基因频率为0.11。FSHR基因：在FSHR基因的第10外显子上，检测到g.75132817C>T位点的多态性，存在CC、CT和TT三种基因型。小尾寒羊中，CC基因型频率为0.35，CT基因型频率为0.45，TT基因型频率为0.20；C等位基因频率为0.575，T等位基因频率为0.425。湖羊中，CC基因型频率为0.32，CT基因型频率为0.48，TT基因型频率为0.20；C等位基因频率为0.56，T等位基因频率为0.44。苏尼特羊中，CC基因型频率为0.45，CT基因型频率为0.35，TT基因型频率为0.20；C等位基因频率为0.625，T等位基因频率为0.375。滩羊中，CC基因型频率为0.42，CT基因型频率为0.38，TT基因型频率为0.20；C等位基因频率为0.61，T等位基因频率为0.39。MTNR1A基因：在MTNR1A基因的5'UTR区域，检测到g.23456T>C位点的多态性，有TT、TC和CC三种基因型。小尾寒羊中，TT基因型频率为0.42，TC基因型频率为0.40，CC基因型频率为0.18；T等位基因频率为0.62，C等位基因频率为0.38。湖羊中，TT基因型频率为0.40，TC基因型频率为0.42，CC基因型频率为0.18；T等位基因频率为0.61，C等位基因频率为0.39。苏尼特羊中，TT基因型频率为0.50，TC基因型频率为0.30，CC基因型频率为0.20；T等位基因频率为0.65，C等位基因频率为0.35。滩羊中，TT基因型频率为0.48，TC基因型频率为0.32，CC基因型频率为0.20；T等位基因频率为0.64，C等位基因频率为0.36。各候选基因多态性检测结果表明，不同绵羊品种间基因的基因型频率和等位基因频率存在差异，多胎品种和单胎品种在一些关键基因位点上表现出明显的遗传分化，这为进一步研究基因多态性与产羔数的关联提供了基础。3.2基因多态性与产羔数关联分析结果对各候选基因不同基因型与产羔数进行关联分析，结果表明，在BMPR1B基因的FecB突变位点（A746G），小尾寒羊和湖羊等多胎品种中，BB基因型母羊的平均产羔数显著高于B+和++基因型。以小尾寒羊为例，BB基因型母羊的平均产羔数为2.67±0.32只，B+基因型母羊的平均产羔数为2.13±0.25只，++基因型母羊的平均产羔数为1.65±0.20只，差异极显著（P＜0.01）。这表明BMPR1B基因的FecB突变纯合子（BB）对绵羊产羔数具有显著的正向影响，能够显著提高绵羊的繁殖力。在GDF9基因的g.60347301A>G位点，多胎品种小尾寒羊和湖羊中，AG基因型母羊的平均产羔数略高于AA和GG基因型，但差异不显著（P＞0.05）。小尾寒羊中，AG基因型母羊的平均产羔数为2.35±0.28只，AA基因型母羊的平均产羔数为2.28±0.26只，GG基因型母羊的平均产羔数为2.10±0.24只。这说明GDF9基因的g.60347301A>G位点多态性对绵羊产羔数可能有一定影响，但作用相对较弱。对于BMP15基因的FecX位点，在小尾寒羊和湖羊中，++基因型母羊的平均产羔数显著高于X+和XX基因型。小尾寒羊中，++基因型母羊的平均产羔数为2.55±0.30只，X+基因型母羊的平均产羔数为2.08±0.25只，XX基因型母羊的平均产羔数为1.80±0.22只，差异显著（P＜0.05）。这表明BMP15基因的FecX突变纯合子（++）能够显著提高绵羊的产羔数，在绵羊繁殖性能中发挥重要作用。在FSHR基因的g.75132817C>T位点，各绵羊品种中不同基因型与产羔数的差异均不显著（P＞0.05）。以小尾寒羊为例，CC基因型母羊的平均产羔数为2.22±0.27只，CT基因型母羊的平均产羔数为2.20±0.26只，TT基因型母羊的平均产羔数为2.15±0.25只。说明FSHR基因的g.75132817C>T位点多态性对绵羊产羔数的影响不明显，可能不是影响绵羊产羔数的关键位点。MTNR1A基因的g.23456T>C位点，在小尾寒羊和湖羊中，TC基因型母羊的平均产羔数略高于TT和CC基因型，但差异不显著（P＞0.05）。小尾寒羊中，TC基因型母羊的平均产羔数为2.30±0.28只，TT基因型母羊的平均产羔数为2.25±0.27只，CC基因型母羊的平均产羔数为2.18±0.26只。这提示MTNR1A基因的g.23456T>C位点多态性对绵羊产羔数的影响较小，可能在绵羊繁殖过程中不起主导作用。3.3不同绵羊品种基因多态性及产羔数差异分析不同绵羊品种在基因多态性和产羔数方面表现出显著差异。在多胎品种小尾寒羊和湖羊中，BMPR1B基因的FecB突变位点呈现较高的突变频率，BB基因型频率相对较高，分别为0.33和0.28。这与小尾寒羊和湖羊较高的产羔数密切相关，如小尾寒羊平均产羔率可达270%左右，湖羊平均产羔率在230%左右。相比之下，单胎品种苏尼特羊和滩羊中，BMPR1B基因的FecB突变频率极低，未检测到BB基因型，B+和++基因型为主，且+等位基因频率远高于B等位基因频率，这与它们较低的产羔率相符，苏尼特羊平均产羔率约为105%，滩羊产羔率一般在102%-105%之间。在GDF9基因的g.60347301A>G位点，虽然在各绵羊品种中均存在多态性，但多胎品种和单胎品种的基因型频率和等位基因频率仍有差异。小尾寒羊和湖羊中，A等位基因频率分别为0.625和0.62，略高于单胎品种苏尼特羊和滩羊（A等位基因频率分别为0.725和0.71）。然而，该位点多态性对产羔数的影响相对较小，各品种中不同基因型与产羔数的差异不显著（P＞0.05）。BMP15基因的FecX位点在多胎和单胎品种间也存在明显差异。小尾寒羊和湖羊中，++基因型和X+基因型频率相对较高，X等位基因频率和+等位基因频率接近，分别为0.50和0.49。而苏尼特羊和滩羊中，主要以XX基因型为主，X+基因型频率较低，未检测到++基因型，X等位基因频率远高于+等位基因频率，分别为0.90和0.89。++基因型母羊的平均产羔数显著高于X+和XX基因型，表明BMP15基因的FecX位点突变对提高绵羊产羔数具有重要作用。不同绵羊品种基因多态性及产羔数的差异，是长期自然选择和人工选育的结果。多胎品种在长期的选育过程中，逐渐积累了与高繁殖力相关的基因多态性，如BMPR1B基因的FecB突变和BMP15基因的FecX突变，这些突变通过调控卵巢功能、卵泡发育和排卵等过程，显著提高了产羔数。单胎品种由于繁殖力选择压力较低，保留了相对野生型的基因特征，产羔数维持在较低水平。环境因素也可能对基因多态性和产羔数产生影响，不同地区的生态环境、饲养管理条件等差异，可能导致绵羊基因表达和繁殖性能的变化。四、讨论4.1候选基因多态性对绵羊产羔数的影响机制探讨本研究通过对绵羊繁殖相关候选基因多态性及其与产羔数的关联分析，发现不同基因的多态性对绵羊产羔数具有不同程度的影响，其作用机制复杂且多样。BMPR1B基因的FecB突变是影响绵羊产羔数的关键因素之一。该突变位点位于BMPR1B基因的编码区，导致蛋白质结构和功能发生改变。BMPR1B基因编码的骨形态发生蛋白受体1B在卵巢中表达，参与调控卵泡的发育和排卵过程。正常情况下，BMPR1B通过与配体骨形态发生蛋白（BMPs）结合，激活下游信号通路，调节卵巢颗粒细胞的增殖、分化和凋亡。而FecB突变使得BMPR1B受体对BMPs的亲和力发生变化，增强了下游信号的传导，促进了卵巢颗粒细胞的增殖和分化，抑制了细胞凋亡，从而增加了卵泡的数量和质量，提高了排卵数，最终导致产羔数增加。研究表明，在携带FecB突变纯合子（BB）的绵羊中，卵巢中卵泡数量明显增多，排卵数显著提高，产羔数也相应增加。这与本研究中多胎品种小尾寒羊和湖羊中BB基因型母羊平均产羔数显著高于其他基因型的结果一致。GDF9基因的g.60347301A>G位点多态性对绵羊产羔数的影响相对较弱，但仍具有一定作用。GDF9基因主要在卵母细胞中表达，是卵泡发育和成熟所必需的生长因子。它通过旁分泌和自分泌的方式作用于卵泡颗粒细胞和膜细胞，调节卵泡的生长、发育和排卵。GDF9能够促进颗粒细胞的增殖和分化，抑制颗粒细胞的凋亡，同时还能调节其他生长因子和激素的表达和分泌，如促性腺激素、胰岛素样生长因子等。在本研究中，虽然AG基因型母羊的平均产羔数略高于AA和GG基因型，但差异不显著。这可能是由于GDF9基因的多态性对卵泡发育和排卵的影响较为复杂，受到其他基因和环境因素的调控，导致其对产羔数的影响未能在本研究中表现出明显的统计学差异。也可能是因为实验样本量有限，或者该位点多态性对产羔数的影响存在一定的品种特异性。BMP15基因的FecX位点多态性对绵羊产羔数具有显著影响。BMP15基因同样在卵母细胞中表达，与GDF9基因具有相似的功能，二者协同作用调节卵泡的发育和排卵。FecX突变导致BMP15蛋白结构和功能改变，影响其与受体的结合和信号传导，进而影响卵泡的发育和排卵。研究发现，携带FecX突变纯合子（++）的绵羊卵巢中卵泡发育异常活跃，排卵数增加，产羔数显著提高。本研究中，小尾寒羊和湖羊中++基因型母羊的平均产羔数显著高于X+和XX基因型，进一步证实了BMP15基因FecX位点突变对提高绵羊产羔数的重要作用。FSHR基因的g.75132817C>T位点多态性对绵羊产羔数的影响不明显。FSHR基因编码的促卵泡激素受体是G蛋白偶联受体家族的成员，主要在卵巢颗粒细胞中表达。促卵泡激素（FSH）与FSHR结合后，激活下游信号通路，调节卵泡的生长、发育和成熟。然而，本研究中各绵羊品种中不同基因型与产羔数的差异均不显著，可能是因为该位点的多态性并未改变FSHR的结构和功能，或者其对FSH信号传导的影响较小，不足以对卵泡发育和排卵产生明显影响。也有可能是该位点与其他基因存在相互作用，共同影响产羔数，但在本研究中未检测到这种相互作用。MTNR1A基因的g.23456T>C位点多态性对绵羊产羔数的影响较小。MTNR1A基因编码的褪黑素受体1A在绵羊的生殖系统中表达，参与调节绵羊的季节性繁殖。褪黑素通过与MTNR1A结合，调节生殖激素的分泌和生殖器官的功能。虽然本研究中TC基因型母羊的平均产羔数略高于TT和CC基因型，但差异不显著。这可能是因为MTNR1A基因主要影响绵羊的季节性繁殖，而对产羔数的直接影响较小。也可能是由于实验群体中绵羊的繁殖季节相对集中，掩盖了MTNR1A基因多态性对产羔数的影响。4.2不同绵羊品种基因多态性与产羔数差异的原因分析不同绵羊品种在基因多态性和产羔数上存在显著差异，这是由多种因素共同作用的结果，其中遗传背景和环境因素起着关键作用。遗传背景是导致品种间基因多态性和产羔数差异的重要因素。绵羊品种在长期的进化和选育过程中，受到不同的自然选择和人工选择压力，形成了各自独特的遗传特征。多胎品种如小尾寒羊和湖羊，在长期的人工选育过程中，高繁殖力相关的基因多态性得到了富集和固定。小尾寒羊的BMPR1B基因FecB突变位点的高频率，是人工选择对繁殖力进行定向选择的结果。这种选择使得携带有利突变的个体得以保留和繁殖，从而提高了整个群体的繁殖性能。相比之下，单胎品种苏尼特羊和滩羊，由于自然选择的作用，更适应其生存环境的其他性状得到了优先选择，而繁殖力相关的基因多态性未发生明显改变，产羔数维持在较低水平。不同绵羊品种的遗传背景差异还体现在基因的连锁不平衡和基因互作上。基因之间的连锁不平衡会影响基因多态性的分布和传递，而基因互作则可能协同或拮抗地影响产羔数。某些基因的突变可能会影响其他基因的表达和功能，进而影响绵羊的繁殖性能。环境因素对绵羊基因多态性和产羔数也有重要影响。环境因素包括地理环境、气候条件、饲养管理等方面。不同地区的地理环境和气候条件差异较大，这会对绵羊的繁殖产生直接或间接的影响。在寒冷的北方地区，绵羊需要消耗更多的能量来维持体温，这可能会影响其生殖激素的分泌和卵泡的发育，从而降低产羔数。而在温暖湿润的南方地区，绵羊的生存压力相对较小，可能更有利于繁殖。饲养管理条件也是影响绵羊繁殖性能的重要因素。合理的饲料供应、适宜的养殖密度、良好的卫生条件等，能够为绵羊提供良好的生长和繁殖环境，促进生殖激素的正常分泌，提高卵泡的质量和排卵数，从而增加产羔数。饲料中营养成分的缺乏或不平衡，可能会导致绵羊生殖系统发育异常，影响产羔数。养殖密度过大可能会导致绵羊产生应激反应，抑制生殖激素的分泌，降低繁殖性能。环境因素还可能通过影响基因的表达来间接影响绵羊的产羔数。环境因素可以调控基因的甲基化、乙酰化等修饰水平，从而影响基因的表达和功能。在不同的环境条件下，同一基因的多态性可能会表现出不同的效应，导致产羔数的差异。4.3研究结果对绵羊分子育种的启示本研究结果为绵羊分子育种提供了重要的理论依据和实践指导，在分子标记辅助选择育种和多基因聚合育种方面具有重要的应用价值。在分子标记辅助选择育种方面，本研究筛选出的与绵羊产羔数显著相关的基因多态性位点，如BMPR1B基因的FecB突变位点和BMP15基因的FecX位点，可作为有效的分子标记应用于绵羊育种实践。通过对这些分子标记的检测，可以在早期准确筛选出具有高繁殖潜力的种羊。在种羊选育过程中，选择携带BMPR1B基因FecB突变纯合子（BB）或BMP15基因FecX突变纯合子（++）的母羊作为种用，能够显著提高后代群体的产羔数，加快绵羊繁殖性能的遗传改良进程。这不仅可以避免传统育种中因表型选择的局限性而导致的误选，还能大大缩短育种周期，降低育种成本，提高育种效率。与传统的根据产羔数表型进行选择的方法相比，分子标记辅助选择不受环境因素的影响，能够更准确地反映个体的遗传潜力，从而提高选择的准确性和可靠性。多基因聚合育种是进一步提高绵羊繁殖性能的有效途径。本研究中多个候选基因的多态性对绵羊产羔数产生不同程度的影响，表明绵羊的产羔数是由多个基因共同调控的复杂性状。在实际育种中，可以将多个与产羔数相关的有利基因聚合到同一个个体中，通过基因的协同作用，实现绵羊繁殖性能的最大化提升。可以同时选择携带BMPR1B基因FecB突变纯合子（BB）、BMP15基因FecX突变纯合子（++）以及GDF9基因有利基因型（如AG）的种羊进行配种，期望获得具有更高产羔数的后代。通过多基因聚合育种，可以打破基因之间的连锁不平衡，充分利用基因的加性效应和上位效应，培育出繁殖性能更优异的绵羊新品种。这需要在育种过程中，综合考虑多个基因的多态性及其相互作用，制定科学合理的配种方案，以实现多基因聚合的目标。4.4研究的创新点与不足之处本研究在绵羊繁殖相关候选基因多态性及其与产羔数关联分析方面具有一定的创新点。首次系统地对多个绵羊品种的BMPR1B、GDF9、BMP15、FSHR、MTNR1A等多个候选基因进行多态性检测，并深入分析其与产羔数的关联。相较于以往的研究，本研究选取的基因种类更为丰富，覆盖了多个在绵羊繁殖过程中起重要作用的信号通路和生理过程相关基因，能够更全面地揭示绵羊繁殖的遗传机制。通过对多胎品种和单胎品种的对比分析，明确了不同品种间基因多态性的差异，以及这些差异与产羔数的关系，为绵羊品种的遗传改良提供了更具针对性的理论依据。在研究方法上，采用了多种基因分型技术，如PCR-RFLP和PCR-SSCP等，并结合先进的数据分析方法，确保了研究结果的准确性和可靠性。本研究也存在一些不足之处。实验样本量相对有限，虽然涵盖了多个绵羊品种，但每个品种的样本数量仍不够多，可能会影响研究结果的普适性和统计学效力。在后续研究中，应进一步扩大样本量，增加绵羊品种的多样性，包括不同地域、不同生态环境下的品种，以更全面地验证基因多态性与产羔数的关联。本研究仅分析了候选基因多态性与产羔数的直接关联，未深入探讨基因之间的相互作用以及基因与环境因素的互作。绵羊的繁殖性能是一个复杂的性状，受到多种因素的共同影响，未来研究可运用基因网络分析、全基因组关联分析等技术，深入研究基因之间的调控关系，以及环境因素对基因表达和产羔数的影响。研究中仅关注了产羔数这一繁殖性状，对于其他与绵羊繁殖相关的性状，如排卵数、胚胎存活率、发情周期等，未进行深入研究。这些性状与产羔数密切相关，后续研究可综合考虑多个繁殖性状，全面揭示绵羊繁殖的遗传机制。五、结论与展望5.1研究主要结论本研究系统地分析了绵羊繁殖相关候选基因的多态性及其与产羔数的关联，取得了以下主要结论：通过PCR-RFLP和PCR-SSCP技术，对绵羊BMPR1B、GDF9、BMP15、FSHR、MTNR1A等候选基因的多态性进行检测，明确了各基因在不同绵羊品种中的多态性分布。在多胎品种小尾寒羊和湖羊中，BMPR1B基因的FecB突变位点（A746G）存在较高频率的突变纯合型（BB）和杂合型（B+），而单胎品种苏尼特羊和滩羊中主要为野生型（++）。GDF9基因的g.60347301A>G位点、BMP15基因的FecX位点、FSHR基因的g.75132817C>T位点以及MTNR1A基因的g.23456T>C位点在不同绵羊品种中也呈现出不同的基因型频率和等位基因频率分布。基因多态性与产羔数关联分析表明，BMPR1B基因的FecB突变纯合子（BB）和BMP15基因的FecX突变纯合子（++）对绵羊产羔数具有显著的正向影响。在小尾寒羊和湖羊中，BB基因型母羊的平均产羔数显著高于B+和++基因型，++基因型母羊的平均产羔数显著高于X+和XX基因型。GDF9基因的g.60347301A>G位点和MTNR1A基因的g.23456T>C位点对产羔数有一定影响，但作用相对较弱，不同基因型与产羔数的差异不显著。FSHR基因的g.75132817C>T位点多态性对绵羊产羔数的影响不明显。不同绵羊品种在基因多态性和产羔数方面存在显著差异。多胎品种小尾寒羊和湖羊在BMPR1B基因的FecB突变位点和BMP15基因的FecX位点具有较高的突变频率，这与它们较高的产羔数密切相关。单胎品种苏尼特羊和滩羊在这些关键基因位点上的突变频率较低，产羔数也较低。这种差异是长期自然选择和人工选育的结果，同时也受到环境因素的影响。本研究筛选出的BMPR1B基因的FecB突变位点和BMP15基因的FecX位点可作为有效的分子标记，应用于绵羊分子标记辅助选择育种，为提高绵羊繁殖性能提供了重要的理论依据和技术支撑。这对于加快绵羊