类器官模型在肿瘤微环境研究中的应用

类器官模型在肿瘤微环境研究中的应用演讲人01类器官模型在肿瘤微环境研究中的应用类器官模型在肿瘤微环境研究中的应用在肿瘤研究的实验室里，我常常面对这样的困境：传统的二维细胞培养无法模拟肿瘤在体内的复杂结构，而动物模型又因种属差异难以完全recapitulate人类肿瘤微环境的动态特性。直到近年来，类器官模型的兴起为我们打开了新的视角——这种能自我组织、模拟器官三维结构和功能的小型“器官”，正以其独特的优势，重塑我们对肿瘤微环境的认知。作为深耕肿瘤微环境研究十余年的科研工作者，我见证了类器官如何从基础培养技术的突破，逐步发展为解析肿瘤微环境异质性、模拟免疫互作、筛选靶向药物的“活体模型库”。本文将结合前沿进展与个人实践经验，系统阐述类器官模型在肿瘤微环境研究中的应用价值、技术突破与未来方向。类器官模型在肿瘤微环境研究中的应用1肿瘤微环境的核心组成与调控机制：理解肿瘤行为的“生态系统”肿瘤微环境（TumorMicroenvironment,TME）并非孤立存在的癌细胞的“培养基”，而是一个由多种细胞、非细胞成分及信号分子构成的复杂生态系统。在深入探讨类器官模型的应用前，我们需要清晰把握TME的核心组成与调控逻辑——这是所有研究的基础，也是类器官模型需要模拟的“靶标”。021TME的细胞组分：多元角色的“交响乐团”1TME的细胞组分：多元角色的“交响乐团”TME中的细胞组分是动态互作的核心驱动力，主要包括以下几类：-免疫细胞：作为肿瘤免疫编辑的关键执行者，T细胞（尤其是CD8+细胞毒性T细胞和Treg细胞）、巨噬细胞（M1型抗肿瘤、M2型促肿瘤）、髓源性抑制细胞（MDSCs）、自然杀伤（NK）细胞等共同构成了免疫微环境的“免疫景观”。以胰腺癌为例，其TME中大量浸润的M2型巨噬细胞可通过分泌IL-10、TGF-β抑制T细胞功能，形成“免疫冷微环境”，这也是免疫治疗疗效有限的重要原因之一。-间质细胞：癌相关成纤维细胞（CAFs）是TME中最丰富的间质细胞，通过分泌肝细胞生长因子（HGF）、成纤维细胞激活蛋白（FAP）等促进肿瘤增殖、侵袭和转移；此外，周细胞、脂肪细胞等也可通过旁分泌信号调节肿瘤行为，如乳腺癌脂肪细胞可通过分泌瘦素诱导肿瘤细胞上皮-间质转化（EMT）。1TME的细胞组分：多元角色的“交响乐团”-内皮细胞与血管周细胞：肿瘤血管不仅为肿瘤提供氧气和营养，还通过高内皮静脉（HEV）介导免疫细胞浸润。异常的肿瘤血管结构（如血管扭曲、基底膜增厚）常导致药物递送效率下降，这在胶质母细胞瘤等肿瘤中尤为突出。032TME的非细胞组分：结构与信号的“骨架”2TME的非细胞组分：结构与信号的“骨架”非细胞成分构成了TME的“物理支架”和“信号网络”：-细胞外基质（ECM）：由胶原蛋白、层粘连蛋白、纤连蛋白等构成，其组成和结构的改变（如胶原纤维化、交联增加）可增加肿瘤组织硬度，激活肿瘤细胞整合素信号，促进恶性进展。例如，肝癌TME中胶原沉积可通过YAP/TAZ通路诱导肿瘤干细胞特性。-细胞因子与趋化因子：如TNF-α、IL-6、CCL2等，形成复杂的“细胞因子风暴”，调节免疫细胞浸润、肿瘤细胞增殖与耐药。在结直肠癌中，IL-6/STAT3通路的持续激活与肿瘤干细胞扩增和免疫逃逸密切相关。-代谢物：乳酸、腺苷、酮体等代谢物不仅反映肿瘤细胞的代谢重编程（如Warburg效应），还可通过酸化微环境抑制T细胞功能，或通过腺苷-A2AR信号诱导Treg细胞分化，形成代谢免疫抑制网络。043TME的动态可塑性与异质性：时空维度的“变奏曲”3TME的动态可塑性与异质性：时空维度的“变奏曲”TME并非一成不变，其具有显著的动态可塑性和空间异质性：-动态可塑性：在肿瘤进展不同阶段（原发、转移、治疗响应），TME成分可发生重塑。例如，化疗后CAFs可表型转化，从促肿瘤变为抑制肿瘤；免疫检查点抑制剂治疗可诱导巨噬细胞从M2型向M1型极化。-空间异质性：同一肿瘤内不同区域（如肿瘤中心、浸润边缘、坏死区）的TME成分差异显著。在非小细胞肺癌中，肿瘤边缘区域的CD8+T细胞浸润密度与预后正相关，而中心区域的缺氧诱导因子（HIF-1α）高表达则促进肿瘤侵袭。理解TME的这些核心特征，是我们构建类器官模型、解析其功能的前提——只有当类器官能够模拟TME的多元组分、动态互作和空间异质性时，才能真正成为研究肿瘤微环境的可靠工具。3TME的动态可塑性与异质性：时空维度的“变奏曲”2传统肿瘤微环境研究模型的局限性：呼唤“更接近人体”的体系在类器官模型出现之前，研究者们主要依赖二维细胞培养、动物模型和患者来源的组织样本开展TME研究。这些模型为TME认知奠定了基础，但其固有的局限性也日益凸显，成为制约精准医学发展的瓶颈。051二维细胞培养：“平面世界”的过度简化1二维细胞培养：“平面世界”的过度简化传统二维（2D）培养将肿瘤细胞接种在塑料培养皿上，虽操作简便、重复性好，但完全丧失了TME的三维结构和细胞间互作：-结构缺失：2D培养中肿瘤细胞呈单层贴壁生长，无法模拟体内肿瘤的细胞极性、腺体结构或巢状生长模式。例如，结直肠癌细胞在2D培养中呈梭形形态，而在三维（3D）类器官中则形成类似肠腺的管状结构，这种形态差异直接影响细胞对药物的响应（如5-FU在3D类器官中的耐药性显著高于2D培养）。-信号失真：2D培养中细胞仅与基底接触，缺乏ECM的力学信号（如硬度）和生化信号（如生长因子梯度），导致细胞行为异常。研究表明，2D培养的乳腺癌细胞中，与侵袭相关的MMP9表达水平仅为3D类器官的1/3-1/2。062动物模型：“种属鸿沟”的固有缺陷2动物模型：“种属鸿沟”的固有缺陷动物模型（尤其是小鼠异种移植模型，PDX）虽能模拟肿瘤体内生长，但因种属差异存在明显局限：-免疫排斥：多数PDX模型采用免疫缺陷小鼠（如NSG小鼠），缺乏功能性免疫系统，无法研究肿瘤与免疫细胞的互作。即使构建人源化小鼠（如植入人PBMCs），其免疫细胞的发育、成熟与人类仍存在差异，难以准确模拟人类TME的免疫调控网络。-代谢与微环境差异：小鼠的代谢速率、激素水平、ECM成分与人类不同，导致肿瘤微环境特征存在偏差。例如，小鼠模型的肿瘤血管密度通常高于人类，而缺氧程度则低于人类，这会影响抗血管生成药物的疗效评估。-伦理与成本问题：动物实验涉及伦理审查，周期长（通常需3-6个月构建PDX模型）、成本高（单只小鼠饲养成本约200-500元），难以满足大规模药物筛选的需求。073患者来源样本：“静态切片”的时空局限3患者来源样本：“静态切片”的时空局限患者手术或活检样本是研究TME最直接的来源，但其“静态性”和“稀缺性”限制了应用：-静态性：组织样本仅能反映取样时刻的TME状态，无法动态观察TME在治疗过程中的演变（如免疫细胞浸润的时序变化）。例如，接受新辅助治疗的乳腺癌患者，其活检样本中Treg细胞的比例可能随治疗时间波动，但单次活检无法捕捉这一动态过程。-稀缺性：部分肿瘤（如胰腺癌、胶质母细胞瘤）患者样本获取困难，且样本量有限，难以进行大规模实验或重复验证。此外，样本在运输、处理过程中易发生细胞活性下降，影响实验结果的可靠性。传统模型的这些局限性，使得研究者迫切需要一种既能模拟人体TME复杂性，又便于操作和重复的体系。类器官模型的诞生，恰好填补了这一空白——它既保留了患者肿瘤的遗传异质性，又能通过共培养模拟TME的多元组分，成为连接基础研究与临床转化的“桥梁”。类器官模型的技术原理与构建策略：打造“活体微环境模型”类器官（Organoid）是指由干细胞或progenitor细体外自组织形成的、具有三维结构和器官特化功能的微型“器官”。在肿瘤研究中，肿瘤类器官（TumorOrganoid,TO）主要来源于患者肿瘤组织，能保留原发肿瘤的遗传背景、组织结构和异质性，为TME研究提供了理想的“载体”。构建能模拟TME的类器官模型，需从技术原理、构建流程到共培养体系进行系统优化。081类器官模型的生物学特征：为何能模拟TME？1类器官模型的生物学特征：为何能模拟TME？类器官模型之所以能在TME研究中发挥独特作用，源于其三大核心生物学特征：-自我更新与多向分化能力：类器官来源于肿瘤干细胞或具有分化潜能的肿瘤细胞，可在体外长期传代并分化为肿瘤组织中的多种细胞类型（如腺癌细胞、鳞癌细胞）。例如，结直肠癌类器官中可观察到杯状细胞、吸收细胞和内分泌细胞的分化，模拟了原发肿瘤的组织异质性。-三维结构与极性：类器官在Matrigel等基质胶中形成三维球状或管状结构，细胞间通过黏附分子（如E-cadherin）连接，并建立顶-底极性，类似于体内肿瘤的细胞排列方式。这种三维结构可产生力学信号（如细胞间挤压）和浓度梯度（如氧气、营养物质），影响细胞行为。1类器官模型的生物学特征：为何能模拟TME？-遗传稳定性：长期传代的类器官仍能保持原发肿瘤的突变谱（如KRAS、TP53突变）和拷贝数变异，这为研究基因型-表型关系提供了可靠模型。我们的团队曾对同一例胃癌患者的类器官进行连续传代（超过20代），通过全外显子测序证实其核心突变（如ARID1A缺失）稳定保留，突变频率变化＜5%。092肿瘤类器官的构建流程：从“组织块”到“微型肿瘤”2肿瘤类器官的构建流程：从“组织块”到“微型肿瘤”构建肿瘤类器官需经历“样本获取-消化培养-基质优化-扩增冻存”四个关键步骤（图1），每一步的细节都直接影响类器官的成球率和功能性：2.1样本获取与前处理肿瘤样本可来源于手术切除、穿刺活检或内镜下活检，需在离体后30分钟内置于4℃保存液（如DMEM/F12+10%FBS）中运输。前处理时，需剔除坏死组织和脂肪组织，用含抗生素（如青霉素-链霉素）的PBS清洗3次，避免细菌污染。对于纤维化程度高的样本（如胰腺癌），可预先用胶原酶IV（1mg/mL）消化30分钟，提高细胞分离效率。2.2组织消化与单细胞悬液制备将样本剪成1-2mm³的小块，用消化酶（如胶原酶IV/Dispase混合酶，1:1比例）于37℃消化30-60分钟（时间因组织类型而异：乳腺癌需30分钟，胰腺癌需60分钟）。消化终止后，通过70μm细胞筛过滤，去除未消化的组织块，离心（300g，5分钟）收集细胞沉淀。对于上皮来源肿瘤（如结直肠癌），可用EDTA（2mmol/L）进一步处理，去除间质细胞，提高上皮细胞纯度。2.3基质胶包埋与培养体系优化类器官的培养需依赖基质胶（如Matrigel）提供三维支撑。将细胞沉淀与基质胶按1:1比例混合（终密度1×10⁴-1×10⁵cells/mL），接种到24孔板中（每孔50μL），37℃固化10分钟后，加入类器官培养基（表1）。不同肿瘤类型的培养基成分差异显著：结直肠癌类需添加Wnt通路激活剂（R-spondin1、Noggin）、EGF和Noggin；而胰腺癌类则需额外激活FGF和TGF-β通路。表1常见肿瘤类器官基础培养基成分|肿瘤类型|均衡盐基（如AdvancedDMEM/F12）|生长因子|小分子抑制剂|其他添加剂|2.3基质胶包埋与培养体系优化|----------|----------------------------------|----------|--------------|------------||结直肠癌|50%|EGF(50ng/mL)、R-spondin1(500ng/mL)、Noggin(100ng/mL)|Y-27632(10μM,ROCK抑制剂)|B27(1×)、N2(1×)、Hepes(10mM)||胰腺癌|50%|EGF(50ng/mL)、FGF10(100ng/mL)、Noggin(100ng/mL)|A83-01(500nM,TGF-β抑制剂)|B27(1×)、N2(1×)、烟酰胺(10mM)|2.3基质胶包埋与培养体系优化|乳腺癌|50%|EGF(20ng/mL)、胰岛素(10μg/mL)、hydrocortisone(1μM)|A83-01(500nM)|B27(1×)、Hepes(10mM)|2.4扩增、冻存与复苏类器官在培养7-14天后可形成直径50-200μm的球状结构，需用Accutase消化成小簇（直径50-100μm）进行传代（1:3-1:5比例）。冻存时，用含10%DMSO的冻存液重悬类器官小簇，程序降温（4℃→-80℃→液氮），复苏时快速37℃水浴，接种于预包被基质胶的培养板中。我们的经验显示，优化后的冻存复苏率可达70%以上，满足长期实验需求。3.3类器官与TME组分的共培养体系：从“单一类器官”到“共培养生态系统”单纯的肿瘤类器官仅包含肿瘤细胞，要模拟完整TME，需引入免疫细胞、成纤维细胞等组分，构建“共培养类器官模型”。目前主流的共培养策略包括：3.1直接共培养：细胞“混居”的模拟将肿瘤类器官与免疫细胞（如PBMCs、TILs）或间质细胞（如CAFs、内皮细胞）直接混合培养，通过细胞直接接触模拟互作。例如，将黑色素瘤类器官与自体T细胞共培养，可观察到T细胞浸润类器官并杀伤肿瘤细胞的过程，这一过程可通过共聚焦显微镜实时追踪（图2）。直接共培养操作简便，但需注意细胞比例（通常免疫细胞:肿瘤细胞=10:1-20:1）和培养时间（一般3-7天），避免免疫细胞过度增殖导致类器官解体。3.2间接共培养：通过“培养基”传递信号将肿瘤类器官与免疫细胞/间质细胞分别置于Transwell小室（0.4μm孔径）上下室，通过培养基中的可溶性因子（如细胞因子、代谢物）模拟旁分泌互作。这种方法适用于研究单一信号分子的作用，如“CAF-类器官”间接共培养可分析CAF分泌的HGF如何通过MET通路激活类器官的增殖信号。间接共培养的体系稳定性高，但无法模拟细胞直接接触的信号（如免疫检查点分子PD-L1/PD-1的相互作用）。3.3生物支架工程：构建“仿生微环境”为模拟TME的ECM特性，研究者将类器官与生物支架材料（如胶原蛋白水凝胶、透明质酸、聚乙二醇）结合，通过调整支架的硬度、降解速率和生长因子负载，构建更接近体内的物理微环境。例如，将乳腺癌类器官包埋在硬度为10kPa（模拟乳腺肿瘤硬度）的胶原蛋白水凝胶中，可观察到类器官中EMT相关标志物Vimentin表达显著升高，这与2D培养结果形成鲜明对比。通过上述技术策略，类器官模型已能模拟TME的细胞组分、非细胞组分和信号网络，为深入研究肿瘤微环境提供了“类活体”平台。在我的实验室里，我们曾尝试将结直肠癌类器官、自体CAFs和T细胞在3D生物支架中共培养，成功重现了临床样本中“CAF介导的T细胞exclusion”现象——这一结果为我们探索CAF靶向联合免疫治疗的策略提供了直接依据。3.3生物支架工程：构建“仿生微环境”4类器官模型在肿瘤微环境各组分研究中的应用：解析“细胞互作密码”类器官模型的最大优势在于其“模块化”特性——可根据研究需求引入特定TME组分，精准解析不同细胞与肿瘤的互作机制。近年来，类器官在免疫微环境、间质微环境、血管微环境和代谢微环境研究中取得了诸多突破。101免疫微环境：模拟“免疫编辑”的全过程1免疫微环境：模拟“免疫编辑”的全过程肿瘤免疫微环境是免疫编辑（消除、平衡、逃逸）的核心场所，类器官-免疫细胞共培养模型为研究这一过程提供了动态观察窗口：1.1免疫细胞浸润与功能异质性通过将患者来源的TILs或PBMCs与类器官共培养，可直观观察免疫细胞的浸润模式（如“浸润型”vs“排斥型”）和功能状态。例如，在非小细胞肺癌类器官中，PD-1抑制剂治疗可诱导CD8+T细胞从“耗竭表型”（PD-1+TIM-3+LAG-3+）向“效应表型”（IFN-γ+TNF-α+）转化，且浸润密度与患者临床响应率正相关。我们的团队发现，部分肝癌类器官对PD-L1抑制剂不响应，进一步分析发现其TME中Treg细胞比例显著高于响应组（35%vs12%），提示Treg细胞可能是耐药的关键因素。1.2免疫检查点分子的动态调控类器官模型可模拟肿瘤细胞与免疫细胞间的“免疫检查点对话”。例如，将黑色素瘤类器官与T细胞共培养，实时检测PD-L1在类器官细胞表面的表达变化：当T细胞活化后，其分泌的IFN-γ可上调类器官PD-L1表达，形成“负反馈调控”；而加入PD-1阻断抗体后，这一调控被打破，T细胞杀伤活性提升2-3倍。这种动态观察在静态组织样本中难以实现，为理解免疫检查点抑制剂的机制提供了新视角。1.3髓系细胞在免疫抑制中的作用巨噬细胞和MDSCs是TME中主要的免疫抑制性髓系细胞，类器官模型可用于研究其极化机制和功能。例如，胰腺癌类器官分泌的CSF-1可诱导外周血单核细胞分化为M2型巨噬细胞，后者通过分泌IL-10抑制T细胞增殖；而靶向CSF-1R的小分子抑制剂可阻断这一过程，恢复T细胞活性。这一结果与临床前动物模型一致，但类器官周期更短（1-2周vs2-3个月），更适合药物筛选。112间质微环境：揭秘“CAF的双刃剑”作用2间质微环境：揭秘“CAF的双刃剑”作用CAFs是TME中最活跃的间质细胞，其异质性和可塑性使其成为抗肿瘤治疗的重要靶点。类器官模型为解析CAF的功能提供了理想工具：2.1CAF亚型的鉴定与功能差异通过单细胞测序结合类器官共培养，研究者已鉴定出多种CAF亚型，如“肌成纤维细胞样CAFs”（myCAFs，表达α-SMA、FAP）、“炎症性CAFs”（iCAFs，表达IL-6、LIF）和“抗原呈递CAFs”（apCAFs，表达MHC-II）。在胰腺癌类器官中，myCAFs主要通过分泌HGF促进类器官增殖，而iCAFs则通过IL-6/STAT3通路诱导肿瘤干细胞扩增，提示针对不同CAF亚型的靶向策略可能需要差异化设计。2.2CAF与肿瘤细胞的“代谢串扰”CAFs可通过代谢重编程支持肿瘤生长，这一过程在类器官中可被清晰模拟。例如，乳腺癌CAFs可通过糖酵解产生大量乳酸，外泌体包裹的乳酸被肿瘤细胞摄取后，通过氧化磷酸化（OXPHOS）产生ATP，促进肿瘤细胞增殖；而抑制乳酸转运体MCT4可切断这一代谢串扰，显著抑制类器官生长。这种“Warburg效应的逆向传递”在传统2D培养中难以观察到，凸显了类器官在代谢微环境研究中的优势。2.3CAF介导的药物屏障与耐药CAFs分泌的ECM成分（如胶原蛋白、透明质酸）可形成“物理屏障”，阻碍药物渗透。通过将肝癌类器官与CAFs共培养，我们发现共培养类器官中索拉非尼的浓度仅为单纯类器官的40%-50%，且ECM交联酶LOX的高表达与耐药显著相关；而使用透明质酸酶降解ECM后，药物渗透率提升2倍，提示ECM重塑可能是克服CAF介导耐药的关键。123血管微环境：模拟“血管新生”与“药物递送”3血管微环境：模拟“血管新生”与“药物递送”肿瘤血管是肿瘤生长和转移的“生命线”，也是药物递送的主要通道。类器官模型可用于研究血管新生机制和药物递送效率：3.1类器官血管拟态的形成在特定条件下（如VEGF、FGF2刺激），肿瘤类器官可自发形成“血管拟态”（vasculogenicmimicry），即肿瘤细胞通过自身排列形成管道样结构，模拟血管功能。例如，胶质母细胞瘤类器官中，缺氧诱导的HIF-1α可上调VEGF表达，促进血管拟态形成，这种结构与肿瘤侵袭和预后不良相关。通过共聚焦显微镜观察类器官的血管拟态，可快速筛选抗血管生成药物（如贝伐珠单抗）的疗效。3.2内皮细胞-类器官互作与血管生成将人脐静脉内皮细胞（HUVECs）与肿瘤类器官共培养，可模拟“血管新生”过程：HUVECs在类器官分泌的VEGF、Angiopoietin-2作用下，迁移至类周围并形成管状结构，最终与类器官整合为“血管化类器官”。这种模型可用于评估抗血管生成药物的机制——如阿帕替尼可通过抑制VEGFR2phosphorylation，阻断HUVECs与类器官的连接，抑制血管网络形成。3.3药物递送效率的微环境依赖类器官的血管化程度直接影响药物递送效率。我们在胰腺癌类器官中发现，未血管化的类器官中吉西他滨的渗透深度仅约50μm，而血管化类器官中因血管形成，药物可均匀分布至整个类器官；但过度血管化（如模拟肿瘤边缘区域）也会因血流加速导致药物清除加快，提示“血管normalization”可能是优化药物递送的关键策略。134代谢微环境：揭示“代谢重编程”的时空动态4代谢微环境：揭示“代谢重编程”的时空动态肿瘤细胞的代谢重编程不仅是自身生存的需要，还会通过代谢物改变塑造TME的免疫抑制特性。类器官模型为研究代谢微环境提供了“时空动态”视角：4.1缺氧微环境的模拟与代谢响应通过在培养箱中控制氧浓度（1%O2模拟肿瘤缺氧），类器官可重现缺氧诱导的代谢变化：糖酵解关键酶HK2、LDHA表达上调，乳酸分泌增加，同时TCA循环被“断裂”，柠檬酸被转运至胞质合成脂肪酸。在肾癌类器官中，缺氧诱导的HIF-2α可上调GLUT1表达，增加葡萄糖摄取，这一过程与肿瘤增殖和耐药显著相关。4.2代谢物介导的免疫抑制乳酸、腺苷等代谢物是TME中关键的免疫抑制分子。在类器官-免疫细胞共培养中，我们观察到：当类器官乳酸浓度超过10mmol/L时，CD8+T细胞的IFN-γ分泌能力下降60%，而Treg细胞比例增加2倍；腺苷脱氨酶抑制剂（如喷他脒）可阻断腺苷-A2AR信号，恢复T细胞活性。这种“代谢-免疫”互作的直接证据，为代谢调节剂联合免疫治疗提供了理论基础。4.3肿瘤与基质细胞的代谢竞争类器官模型可用于研究肿瘤细胞与基质细胞对代谢底物的竞争。例如，在卵巢癌类器官与CAFs共培养体系中，CAFs通过氧化磷酸化消耗大量葡萄糖，导致类周围葡萄糖浓度降低，迫使肿瘤细胞转向谷氨酰胺代谢；而抑制谷氨酰胺酶（如CB-839）可特异性杀伤肿瘤细胞，提示“代谢靶点”的选择需考虑微环境的代谢竞争格局。5类器官模型在肿瘤微环境与肿瘤互作研究中的突破：从“机制”到“临床”的桥梁类器官模型不仅能解析TME各组分的功能，更能模拟肿瘤与TME的“系统性互作”，为理解肿瘤转移、耐药和个体化治疗提供全新视角。近年来，类器官在以下领域取得了突破性进展。4.3肿瘤与基质细胞的代谢竞争5.1转移微环境：模拟“器官特异性转移”的“土壤-种子”学说肿瘤转移是癌症死亡的主要原因，其本质是肿瘤细胞（种子）在远端器官（土壤）定植的过程。传统模型难以模拟转移的“器官特异性”（如乳腺癌易转移至骨、脑、肺），而类器官模型为解析这一过程提供了新工具：1.1器官特异性微环境的构建通过将肿瘤类器官与不同远端器官的类器官（如骨类器官、脑类器官）共培养，可模拟“转移前微环境”。例如，将乳腺癌类器官与小鼠骨类器官共培养，观察到乳腺癌细胞通过分泌PTHrP激活破骨细胞，促进骨基质释放T