农学-水稻抗白叶枯病基因Xa21的研究进展

农学-水稻抗白叶枯病基因Xa21的研究进展（初稿）摘要：Xa21基因作为广谱抗水稻白叶枯病病基因，引起了相关研究人员的广泛关注，它也是首个被克隆的水稻抗病基因。本文综述了水稻抗白叶枯病抗性基因Xa21的鉴定、定位和克隆的历史及其研究进展，包括Xa21介导的抗病途径、抗病机理及育种应用等，并讨论了合理利用抗性基因防治白叶枯病及其前景。关键词：水稻；白叶枯病；Xa21；基因鉴定；基因定位；基因克隆；抗病机理；引言超过世界人口1/3的人们将水稻作为自己的主食，同时，超过90%的水稻种植在亚洲。中国是世界上最大的产稻国（185.49mtons）。水稻白叶枯病是由革兰氏阴性菌黄单孢菌水稻变种（Xanthomonasoryzaepv.oryzae，Xoo）引起的细菌性病害，最早于1884年在日本福冈地区被发现，如今在世界各水稻产区均有生。我国除新疆、甘肃等尚未发现白叶枯病外，南北各稻区均有发生，是南方水稻的三大病害之一[1]。目前，白叶枯病的防治主要是以选用抗病品种为基础，采用种子处理、农业防治等方法以减少菌源并辅以药剂防治，以控制病害对水稻产量的影响[2]。白叶枯病菌可以通过带病的稻草、田间病株及其稻桩进行传播[3]，也可以通过风、雨、土壤、水、人等进行传播，其传染性很强，蔓延十分迅速[4]。水稻白叶枯病是一种维管束疾病，在28-34℃，潮湿的环境下较易发病。病菌通过水稻伤口或气孔等侵入，到达维管组织，木质部，然后到达整个植株。根据叶片的发病症状不同可以分为青枯型和叶缘型等。迄今为止，已经从不同的材料中，鉴定了白叶枯病抗性基因30余个。已克隆的白叶枯病抗性基因有Xa1、Xa3/Xa26、Xa4、Xa5、Xa13、Xa21、和Xa27[5-11]。其中如Xa21等基因对白叶病菌株具有广谱抗性，是最早通过图位克隆得到的[5]，也是研究最深入的白叶枯病抗性基因。水稻抗白叶枯病基因Xa21的鉴定、定位和克隆早在20世纪初，人们就开始对植物抗病性进行遗传研究，1905年英国遗传学家Biffen通过对小麦抗条锈病的系统研究，发现植物的抗病性就如同其性状一样，是受基因控制的，并可独立遗传[12]。与其它作物病害相比，水稻抗白叶枯病抗性的利用得较晚。日本从1923年开始抗病育种，是首个利用宿主抗性来防治白叶枯病的国家，由此形成了一套抗病评价和用体系。20世纪60年代末以来，水稻白叶枯病抗性基因的发掘和利用一直得到科学家们的关注，原先的鉴别系统由于采用的大多是本国的代表菌株，其结果缺乏国与国之间的对比，所以急需建立一种国际性的鉴别系统，以更好地展开抗性基因的鉴定。1982~1987年，日本热带农业研究中心(TropicalAgriculturalResearchCentre，TARC)和国际水稻研究所(InternationalRiceResearchInstitute，IRRI)合作创建了国际水稻白叶枯病抗性鉴别小种和研究方案，统一采用日本和菲律宾两套病菌鉴别小种和研究方案，利用近等基因系建立了一套国际水稻白叶枯病单基因鉴别系统，对早期命名的21个白叶枯病抗性基因进行整理和统一鉴定[13]。据白辉等[14]报道，1977年，印度的一位育种学家S.Devadath在对非洲马里的长药野生稻(Oryzalongistaminata)进行接种测验时，发现该野生稻对所有测试的Xoo菌种均有抗性。之后，国际水稻研究所Khush等人将该野生稻与感病的籼稻栽培品种IR24杂交，通过12年的转育，于1990年获得了以IR24为遗传背景的籼稻近等基因系(NILs)，命名为IRBB21，Xoo接种鉴定表明，IRBB21对印度和菲律宾所有的Xoo生理小种都有抗性。Khush等[15]通过进一步的遗传分析表明，IRBB21抗性是是由单一的遗传位点决定的，并将该来自长药野生稻的抗性基因命名为Xa21。Xa21具有光谱抗病的特性，它的发现引起了许多遗传学家的关注。育种学家Khush将这份重要的材料交给了康奈尔大学的Tanksley教授。Tanksley教授则将其提供给PamelaRonald等人，他们利用分子标记遗传图谱技术，设计了123个DNA标记和985个随机引物对Xa21的抗性近等基因系分别进行了RFLP、RAPD分析，发现位于11号染色体上的RG103、RAPD818和RAPD248等3个标记与白叶枯病的抗性位点Xa21共分离，从而将Xa21定位在第11号染色体上。进一步的遗传作图表明，Xa21与这些标记的遗传图距均不超过1.2cM[16]。但是，以当时的技术条件仅仅通过图谱的定位将一个水稻基因给克隆出来还是非常困难的，幸运的是，随后的测序结果表明RG103标记的部分氨基酸序列和抗病基因的LRR结构域有20~30%的一致性，这说明RG103可能是抗病基因或其同源家族的一部分。根据这个重要的信息，Song等[5]于1955年在在加州大学戴维斯分校PamelaRonald实验室克隆了Xa21，他们以RG103为探针从IRBB21的细菌人工染色体（BAC）和考斯质粒（cosmid）文库中筛选出7个阳性克隆。然后，再通过基因枪的手段将克隆片段转化感病品种TP309中，并接种白叶枯病菌小种PR6进行抗谱分析，结果从1500株转基因植株中筛选获得50个抗性植株并均带有9.6kbKpnⅠ，进一步的转基因片段序列分析表明，KpnⅠ片段包含一个3075bp的开放阅读框(ORF)，其间有一个843bp的内含子，这就是Xa21基因。水稻抗白叶枯病基因Xa21的抗病机制通过寄主的传感器PRRs（patternrecognitionreceptors），植物可识别微生物的保守结构签名分子—病原相关分子模式PAMPs（pathogen-associatedmolecularpatterns），从而引发植物内部免疫反应。动物和植物的PRRs有着共同的保守区域，比如富含亮氨酸重复区域[5,17-20]以及non-RD激酶结构域，non-RD激酶结构域既可以整合到受体（植物）上，也可以连接到受体（动物）上[21]。在植物中，研究的较为清楚地有三种PAMPs/PRRs反应：水稻Xa21[5]，拟南芥中的鞭毛蛋白受体FLS2（Arabidopsisflagellinsensitive2）[19]以及拟南芥伸长因子EFR（Arabidopsiselongationfactor-Tureceptor）[22]。它们分别识别来自于Ax21[23]N端的硫化蛋白axYS22，来自于细菌鞭毛的flg22蛋白以及来自EF-Tu蛋白的elf18。2.1Ax21(Xa21介导免疫反应的激发因子)rax基因是Xa21介导的免疫反应所需的基因，通过对该基因缺失突变菌株的遗传筛选，Lee等[24]识别出了编码细菌I型分泌系统组分的基因：raxA，raxB，raxC，这三个基因的任何一个缺失都将导致Xoo菌丧失分泌Ax21蛋白的能力，当然也无法引起Xa21免疫反应。研究人员也分离到另一组与硫化有关的rax突变体，其中包括raxST基因，它编码的蛋白类似于哺乳动物酪氨酸硫化酶；raxR和raxP基因，它们是合成PAPS的关键基因。根据以上结果，可以假定RaxST利用PAPS将硫磺基因转移到Ax21上。由于工作量巨大，这些遗传筛选是不完整的。Xa21介导的免疫反应抗性只在水稻成株期表现出来，且需要十天时间让症状慢慢表现出来，然后进行抗谱分析，所以在接种之前，要让水稻生长6个星期。细菌诱导的过敏反应是一种典型的植物防御反应，它存在于许多植物中，而且不容易在Xa21/Ax21反应被观察到，所以研究人员通过测量病斑长度来定量测定。2006年，尽管研究人员通过遗传筛选，得到了控制Ax21活性的关键基因，也建立起了关于Ax21功能的模型，但我们始终未能克隆到Ax21本身。根据Lee等[24]人所建立起来的模型，Ax21很有可能是有细菌I型分泌系统分泌的一种硫化多肽，所以他们决定用生化方法来验证。随着蛋白质组分析的发展以及新型生物测定系统的建立，也使这种方法变得可行。利用液相色谱质谱联用系统，Lee等[23]于2009年分离得到了来自Xoo菌株PX099Az的生物活性分子多肽，这个多肽是一个由194个氨基酸组成的蛋白质，它由ax21基因编码。该基因缺失突变菌株不能引发XA21介导的免疫反应。Ax21蛋白有两个预测的酪氨酸硫化位点。其中一个来自于Ax21的衍生多肽（17个氨基酸）包含一个磷酸化的酪氨酸位点（axYs22），它足以促发Ax21的活性。该酪氨酸硫化位点的缺失或取代均不能激活反应。体内的免疫共沉淀实验表明axYs22能够在转基因植株中与带有n-Myc标签的Xa21蛋白结合。尽管所有的测试过的Xoo菌株均带有ax21基因，但是若缺乏硫化位点或分泌系统仍然不能引起Xa21介导的免疫反应[25]。这些结果表明axY22多肽在水稻Xa21/Ax21识别反应中起着关键作用。Ax21蛋白存在于所有已测序的Xoo菌株中，其中axYs22多肽在所有的Xoo菌株中也是100%保守的。总之，Ax21在PAMPs的识别反应中扮演着重要的角色，它的特殊性依赖于翻译后的修饰即axYs22中酪氨酸的硫化，它也支持了一个新兴的观点：蛋白序列的变化或其翻译后的修饰（糖基化、乙酰化和硫化）能够调节PRR依赖的识别反应[26-28]。2.2Xa21介导的抗病途径组成成分2.2.1non-RD激酶域Xa21是一种受体激酶，它包括LRR跨膜结构域，JM近膜结构域和胞内激酶结构域[5]。激酶分为精氨酸、天冬氨酸（RD）或non-RD激酶。RD激酶在催化的天冬氨酸前带有保守的精氨酸序列[29]。和RD激酶相比，non-RD激酶通常带有半胱氨酸或甘氨酸以取代精氨酸。据先前的报道，在动植物免疫反应中non-RD激酶和早期的信号转导有关[30]。举个例子，在人体中细胞表面的PAMPs识别反应大部分是通过TLRs完成的[31]。TLR1，TLR3，TLR5，TLR6，TLR7，TLR8和TLR9与non-RD白细胞介素1受体相关激酶家族有关[32]。TLR3和TLR4则通过接头蛋白与受体蛋白激酶相互作用蛋白（RIP）连接[33]。在植物中，介导内部免疫反应的受体激酶也属于non-RD激酶[30]或与non-RD受体激酶相关[34-36]。对植物基因组的分析揭示了植物细胞表面含有大量的non-DR受体激酶家族，在拟南芥中有35个，在水稻中则发现了328个[30]，包括拟南芥中的PRRsFLS2和EFR[19,22]，水稻中的Xa26，Pid2[37,38]以及Xa21[5]。与FLS2相连的BRI1相关受体激酶1（BAK1）是一种RD激酶[39,40]，这表明RD受体激酶可能需要和non-RD激酶相连以转导免疫反应。大部分的RD受体激酶受激活环的自磷酸化调节，其位于靠近催化位点的中心区域[41]。相比较而言，对于non-RD受体激酶，激活环并没有自磷酸化。这些结果表明，使用替代的激活机制是non-RD激酶的重要特点[29]。2.2.2LRR跨膜结构域根据动物受体激酶的功能模型，研究人员提出了这样一个观点：Xa21上的LRR域可以识别Ax21并激活下游一系列的磷酸化事件[42]。为了支持这种假设，研究人员找到了一种Xa21自然突变体，即“Xa21家族成员D”（Xa21D），它缺少跨膜结构域和激酶域，却对能够表达Ax21的Xoo产生抗性[43]。Xa21D和Xa21LRR的核酸序列有99%的相似度，同时它又和Ax21特异抗性相关。根据这些结果，可以假设Xa21D和Xa21LRR域可直接与Ax21相连[43]。由于缺少跨膜域和激酶域，Xa21D可能来自于一种未知的异质二聚体，胞内受体激酶[43]。Wang等假设，Ax21连接到Xa21D上，可以激活这种未识别的细胞内受体激酶，从而使植物产生防御反应并表现出相应抗性。换句话说，Xa21的激酶活性对于植物的内部免疫反应是非必需的。为了支持这个假设，Liu等[44]通过研究表明将Xa21激酶域上的Lys736残基突变后仍然有部分的抗性，这和Xa21D的抗性水平相当。除去这些假设，我们仍然没能确认Xa21的调节域。然而，在2002年，两个独立的研究团队发现了“BAK1”，这是一类存在于拟南芥中的Xa21调节域[39,45]。BAK1参与形成了拟南芥的FLS2，这表明BAK1在拟南芥PRR-介导的免疫反应中起到共调节作用[40,46]。进一步的研究表明BAK1可在多种的PRRs起到相关作用，包括EFR[40,46-48]。将所有的结果放在一起，我们不难得出这样一个结论：Xa21D，Xa21K736E以及拟南芥BAKE1的相关研究表明Xa21有相应的共调节域存在。然而，这种预测的共调节域，即LRR跨膜结构域是否与另外的328个水稻nonRD激酶受体有关仍是一个亟待解决的重要问题。2.2.3JM近膜结构域现在我们已经知道JM近膜结构域在激酶功能的调节中起着重要的作用。举个例子，在动物中，JM域缺失的ErbB-1（表皮生长因子受体，一种RD受体激酶）可以导致酪氨酸磷酸化反应大大减少[49]。对于EphB2（Eph受体B2）激酶的磷酸化以及生理反应，则需要靠其上两个保守的酪氨酸位点Tyr605和Tyr611[50]。TβR-1（转化生长因子β受体，一种RD受体激酶）上的JM域磷酸化可去除结合在TβR-1上的FKBP12（12kDaFK506-结合蛋白）抑制蛋白，从而激活TβR-1激酶[51,52]。可以推测，Xa21/Ax21的结合可通过JM近膜结构域的调节来激活non-RD激酶，从而使Xa21发生自磷酸化或通过磷酸级联作用于目标蛋白[53,54]。为了支持这个假设，近期的研究显示有几个关键的残基对于Xa21的自磷酸化或磷酸转移反应起到了关键作用。举个例子，Xa21JM残基Ser686，Thr688和Ser689，它们对于Xa21蛋白的稳定性起着重要作用[53]。与Xa21野生型水稻相比，Xa21转基因水稻突变体（三个位点被甘氨酸部分或完全取代）抗性水平小幅下降。另外，酵母双杂交实验显示Xa21JM域上的Thr705需要和XBs蛋白相连包括：Xa21与XB3，XB10，XB15以及XB24[55,56]。若Thr705位点被丙氨酸或谷氨酸取代的话就会使Xa21丧失自磷酸化的能力，进而阻碍了酵母或水稻中Xa21与XB3，XB10，XB15以及XB24的反应。这些结果表明在自磷酸化之后，Thr705可能将自身的磷酸基团转移到Xa21残基上，从而激活Xa21。在大多数植物中，类似于Xa21上的Thr705JM域存在于大部分的RD或non-RD受体激酶上，但是这种残基在拟南芥的RD受体激酶BRI1却没有发挥自磷酸化的作用[56,57]。Thr705的自磷酸化对于其它non-RD受体激酶的功能是否起到关键作用，这个问题仍需要进一步的研究确认。2.2.4环指结构泛素连接酶：XB3（Xa21结合蛋白3）髓样分化因子（myeloiddifferentiationfactor88，MyD88）是Toll受体（Toll-likereceptor,TLR）信号通路中的一个关键接头分子，在动物中，TLR1，TLR2，TLR4，和TLR6皆通过MyD88实现信号途径的转导[58]。连有TLRs的MyD88可以招募non-RD丝氨酸/苏氨酸激酶，IRAK1。肿瘤坏死因子受体相关因子6（TRAF6）是一种环指结构的泛素连接酶，它与IRAK1关系密切，也是一种非常有意思的新基因[59]。TRAE6能激活促分裂原活化蛋白激酶，引起下游磷酸级联反应，导致比如IkB激酶抑制因子的降解以及核因子NF-kB的释放[60,61]。体外检测表明Xa21激酶可以通过转磷酸反应和环指结构泛素连接酶XB3相互作用，使之自动泛素化。XB3可以使Xa21介导的抗性更加有效[57]。通过比较XB3和TRAF6，可以推测XB3也能在植物内部免疫系统中激活MAPK磷酸级联反应。为了证明这个假设，两个拟南芥中的MAPK级联反应被证明在鞭毛受体蛋白FLS2下游起到相关作用。MPK3和MPK6的激活并不需要MEKK1，但是MPK4却需要[62,63]。EFR介导的免疫反应也会快速诱导激活MAPKs[64]。尽管有了这些结果，我们依然没能在Xa21介导的抗性反应中发现直接的证据。2.2.5WRKY转录因子：XB10在动物中，由PRR介导的内部免疫反应往往要通过转录因子激活防御相关基因，这也是它的一个关键机制[65]。举个例子，PAMP引发的TLRs可导致转录因子NF-kB的激活以及免疫应答基因的表达[65,66]。植物中缺少与NF-kB同源的基因，而研究表明WRKY转录因子作为一种主要的调节因子有着类似的功能[67]。举个例子，在拟南芥FLS2介导的免疫应答中，WRKY22和WRKY29可以在下游起到相关作用。AtWRKY29的超表达则会持续激活植物对细菌侵染的防御应答[62]。在拟南芥中，WRKY70的功能缺失也会导致植株对细菌和真菌基底防御水平的降低[68]。在水稻中，OsWRKY62（XB10）对Xa21介导的免疫反应起到调节作用[69]，这表明在拟南芥和水稻之中的PRR信号途径存在另外一种保护机制。OsWRKY62超表达的转基因水稻中，Xa21的抗性水平明显下降，同时相关的防御基因的激活也被抑制，包括OsPR1和OsPR10[69]。这些结果表明OsWRKY62在内部免疫中起到负调节作用。OsWRKY28，OsWRKY71和OsWRKY76包括OsWRKY62，组成了WRKYIIa亚科[70]。所有四个基因的超表达转基因植株对Xoo产生抗性，表现为OsPR10的表达。这些结果表明WRKYIIa成员间的相互作用可以调节植物内部的免疫反应[70]。据推测，WRKYIIa蛋白在N端包含一段亮氨酸拉链序列，说明这些蛋白之间可能存在二聚体。Xu等[71]研究发现该段亮氨酸拉链序列对拟南芥WRKYIIa蛋白间的相互作用起到关键作用。因此，WRKYIIa蛋白间形成的不同二聚体可能对目标基因表达起着不同的调节作用[70]。虽然这些研究结果证实了OsWRKY和Xa21介导的抗性反应间存在着某种功能联系，但其在体内的作用位点却未见有人报道。2.2.6磷酸酶2C蛋白：XB15虽然PRR-介导的免疫反应在动植物的内部免疫反应中是不可或缺的，但是持续或高强度的诱导免疫反应可能会造成伤害[72]。因此通过对non-RD激酶的负调节来控制PRR的信号转导途径是很有必要的。在动物中的TLR信号级联反应中存在着多种水平的负调控，相比较而言，植物中的负控调节机制尚不明确。白磷酸酶2C（2Cproteinphosphatases，PP2Cs）是蛋白磷酸酶的一个分支，是蛋白质可逆磷酸化调节机制中的关键酶。PP2Cs是一类丝氨酸/苏氨酸残基蛋白磷酸酶[73]，在细胞内以单体形式存在，酶催化活性依赖于Mg2+或Mn2+。PP2Cs通过去磷酸化作用负调控蛋白激酶级联信号系统，参与细胞周期、胁迫信号转导、基因转录、蛋白质翻译及翻译后修饰等细胞活动过程。H2O2、不饱和脂肪酸、Ca2+/CaM、脂质信号分子等均可调节PP2Cs的活性。拟南芥中的PP2C是一种激酶相关PP（KAPP），可以和许多受体激酶相作用，包括CLAVATA1（CLV1），体细胞胚胎发生受体激酶1，BRI1，BAK1和FLS2[74,75,76,77,78]。拟南芥中的KAPP超表达将导致对鞭毛蛋白的灵敏度丧失,这表明KAPP在FLS2介导的免疫反应中起到负控调节作用[76]。现在我们已经知道水稻Xa21介导的免疫应答中的KAPP蛋白是一种有效的负控调节因子，尽管如此，研究发现它却没有和Xa21相互作用[79]。后来，研究人员利用Xa21的胞内部分作为诱饵，通过酵母双杂交技术分离得到了另一种PP2C（XB15）[55]。进一步的体外生化试验表明XB15能有效的使Xa21去磷酸化，并具有时间和剂量依赖性。通过对Xb15突变体以及Xb15RNAi材料的研究发现，在无环境压力且病害的条件下，即使防御相关基因OsPR的大量表达，其细胞仍然会自发的死亡[55]。对Xa21水稻品种中的Xb15基因超表达之后，会引起其对Xoo的抗性水平下降，这也说明XB15在Xa21介导的内部免疫应答中起到负控调节的功能[55]。一种新颖的ATPase：XB24不久前，研究人员发现了一种非典型的ATP酶：XB24，它和Xa21相互作用并在其免疫反应中起到调节作用[80]。除了C端ATP合酶α/β链被一段名为PSINERESSS的序列修饰外，XB24没有其它显著的修饰特征。XB24的ATPasemotif保守性非常强，事实上，植物或人类中也找不到比它更加保守的蛋白。XB24具有非常显著的ATP合成活性，而将XB24上的Ser154用Ala替换之后，突变体就几乎丧失了ATPase活性，这表明154位上的丝氨酸对于XB24的ATPase活性至关重要[80]。XB24在体外能引发Xa21的自磷酸化。然而不管Xoo所表达的Ax21存在与否，XB24的磷酸化并不是由Xa21蛋白引起的[80]。在水稻中XB24的表达可以提高Xa21蛋白的自磷酸化水平，而XB24突变体却不能，证明XB24可以通过其ATPase活性来提高Xa21的自磷酸化水平。在植株中XB24的表达沉默将提高Xa21介导的抗性水平[80]。根据这些结果，我们可以推测XB24和Xa21有着某种生理上的联系会引起Xa21上特定苏氨酸/丝氨酸位点的自磷酸化，使Xa21蛋白保持未激活的状态[80]。当Ax21出现并发生识别反应后，Xa21激酶将会被激活，引起下游的防御反应。Xa21的激活机制很有可能与XB24的分离抑或XB24引发的磷酸基团的移动有关。将之前的研究结果（XB15的负控调节功能）联系起来看，我们就会发现XB24和Xa21的这种关系就更加令人信服了，Chen等[80]人得到的这种模型也暗示着XB24的调节发生在Ax21识别之前，XB15的负控调节则发生在Ax21识别之后。位于内质网上的质量调节因子：BIP-热休克蛋白70在动物体内，胞外的PRRs被转移到内质网上，进入内质网的内腔后进行糖基化修饰[81,82]。在定位到PM上之前，还需进一步的蛋白质加工，新合成的PRRs会与不同的ER伴侣相互作用以使其发生适当的折叠以免其在ER质量控制过程中聚集[81,83]。因此，大多数的TLRs至少和一种ER伴侣蛋白相互作用以使蛋白发生折叠和聚集。在拟南芥中EFR功能的实现需要ERQC中的组分，包括钙网蛋白3（CRT3）和磷酸葡萄糖蛋白糖基转移酶（UGGT），CRT或UGGT的缺失，将导致ERF积累功能的完全丧失[84,85]。此外，ER蛋白复合物还包括基质衍生因子2（SDF2），BIP-热休克蛋白70（HSP70）以及辅助伴侣分子HSP40ERdj3B，这些组分对于内质网的生物正确发生都是必不可少的。以上结果说明ERQC的过程和植物PRR反应途径有生理上的联系[86]。通过对植株内Xa21蛋白复合物的分离，研究人员也证明了在Xa21介导防御反应中ERQC也与ER相关的降解（ERAD）过程有关[87]。研究人员通过与Xa21免疫共沉淀得到将近75kDa的蛋白质，再经过LC-MS/MS测序证实为OsBiP3。OsBiP3的超表达可降低Xa21介导的抗性水平。超表达OsBiP3的转基因植株其Xa21的积累明显下降，同时Xa21蛋白的合成也受阻，这表明超表达的OsBiP3可持续合成或作用时间的延长使其很有可能通过ERAD途径来降低Xa21的抗性。这个结果也表明BiPs的积累可通过和ER上的目标受体作用所引起ERAD，从而减弱受体介导的信号转导途径。为了支持这种假设，研究人员通过实验发现当延长ER压力时，将诱导产生大量未折叠或折叠错误的蛋白，而在哺乳动物及酵母中这些蛋白本应该通过EDAD降，BiP则可以作用于这些折叠错误的蛋白[88]。为了确证BiP3超表达是否会影响受体激酶介导的传导途径，He等[89]通过OsBRI1对芸苔素反应的研究，发现虽然OsBRI1整体结构类似于Xa21，但它却属于RD激酶类。研究人员还发现BiP3超表达植株能够对芸苔素内酯保持敏感性，这表明BiP的超表达不会干扰OsBRI1介导的信号转导。总之，这些结果均说明了BiP3的表达量不会影响所有的RK介导的信号途径也不会影响内质网的整体应激反应。和拟南芥中的SDF2类似，OsSDF2也和Xa21介导的免疫反应有关。若将Xa21转基因水稻中的OsSDF2沉默，植株在接种Xoo之后会表现出严重的病症，这表明OsSDF2和Xa21的合成密切相关。有研究表明Xa21和EFR很有可能在内质网的加工过程中被高度的糖基化[86,87]。因此，ER蛋白的保守性，BiP和SDF2在Xa21和EFR生物发生过程中的作用，这些结果都证明了ERQC在植物内部免疫中通过PRR和PM的交流发挥着重要的功能。展望水稻中大量non-RD受体的发现，暗示着我们在胞外很有可能存在着数量可观的病原体相关配体，这些都需要我们通过进一步研究发掘。白叶枯病抗性基因的克隆与研究使水稻白叶枯病抗性育种走在了植物抗病育种的前沿。相信涉及白叶枯病抗性基因与Xoo小种的识别以及抗性反应的信号传导机制的相关研究将会越来越多。随着更多像Xa21白叶枯病抗性基因的克隆，水稻白叶枯病抗性系统将是最有希望突破的领域。抗性机制的解析将有助于培养持久抗性品种，进而对水稻生产产生巨大影响。参考文献：[1]BrindhaPriyadarisiniV，NarayananNN，VasudevanPreeti，etalAnoverviewofbacterialblightofriceandstrategiesforitsmanagement[J].CurrentScience，1999，77(11)：1435-1443.[2]许静，张丽丽，冯元霞.水稻白叶枯病的防治方法[J].农村实用科技信息，2009，(07)：34.[3]于卫清，陈丽，赵加林.水稻白叶枯病的发生及防治[J].现代农业科技，2009，(21)：139-139.[4]于海艳，顾启花.水稻白叶枯病发生及防治技术[J].现代农业科学，2008，15(4)：40[5]Song，W.Y.，Wang，G.L.，Chen，L.L.，etalAreceptorkinase-likeproteinencodedbythericediseaseresistancegene[J].Xa21.Science，1995，270：1804–1806.[6]YoshimuraS，YamanouchiU，KatayoseY，etalExpressionofXa1，abacterialblight-resistancegeneinrice，isinducedbybacterialinoculation[J].Proc.Natl.Acad.Sci.USA，1998，95：1663-1668.[7]lyerAS，McCouchSR.Thericebacterialblightresistancegenexa5encodesanovelformofdiseaseresistance[J].Mol.plantMicrobeInteract，2004，17：1348-1354.[8]SunX，CaoY，YangZ，etalXa26，AgeneconferringresistancetoXanthomonasoryzaepv.Oryzaeinrice，encodesanLRRreceptorkinase-likeprotein[J].PlantJ，2004，37：517-527.[9]GuK，YangB，TianD，etalRgeneexpressioninducedbyatype-IIIeffectortriggersdiseaseresistanceinrice[J].Nature，2005，435：1122-1125[10]ChuZ，YuanM，YaoJ，etalPromotermutationsofanessentialgeneiessentialgeneforpollendevelopmentresultindiseaseresistanceinriceDev[J].2006，20：1250-1255.[11]JiangGH，XiaZH，ZhouYL，etalTestifyingthericebacterialblightresistancegenexa5bygeneticcomplementationandfurtheranalyzingxa5(Xa5)incomparisonwithitshomologTFIIAgamma1[J].Mol.Genet.Genomics，2006，275：354-366.[12]翟文学，朱立煌.水稻白叶枯病抗性基因的研究与分子育种[J].生物工程进展，1999，19(6)：88-92.[13]OgawaT.Methodsandstrategyformonitoringracedistributionandidentificationofresistancegenestobacterialleafblight（Xan-thomonascampestispv.oryzae）inrice[J].JARQ，1993，27：71-80.[14]白辉，李莉云，刘国振.水稻抗白叶枯病基因Xa21的研究进展[J].遗传，2006，28(6)：745-753.[15]KhushGS，BacalangcoE，OgawaT.AnewgeneforresistancetobacterialblightfromO.longistaminate[J].RiceGenetNewslett，1990，7：121-122.[16]RonaldPC，BengA，RodanteT，etalGeneticandphysicalanalysisofthericebacterialblightresistancelocus，Xa21[J].MolGenGenet，1992，236：113-120.[17]Anderson，KV，Bokla，L.，Nusslein-Volhard，C.Establishmentofdorsal-ventralpolarityintheDrosophilaembryo：theinductionofpolaritybytheTollgeneproduct[J].Cell，1985，42:791-798.[18]PoltorakA，HeX，Smirnova，I，etalDefectiveLPSsignalinginC3H/HeJandC57BL/10ScCrmice：mutationsinTlr4gene[J].Science，1998，282：2085-2088.[19]Gomez-GomezL，aBollerT.FLS2：anLRRreceptor-likekinaseinvolvedintheperceptionofthebacterialelicitorflagellininArabidopsis[J].MolCell，2000，5：1003-1011.[20]BollerT，FelixG.Arenaissanceofelicitors：perceptionofmicrobe-associatedmolecularpatternsanddangersignalsbypattern-recognitionreceptors[J].AnnuRevPlantBiol，2009，60：379-406.[21]DardickC，RonaldP.Plantandanimalpathogenrecognitionreceptorssignalthroughnon-RDkinases[J].PLoSPathog，2006，2：e2.[22]ZipfelC，KunzeG，ChinchillaD，etalPerceptionofthebacterialPAMPEF-TubythereceptorEFRrestrictsAgrobacteriummediatedtransformation[J].Cell，2006，125：749-760.[23]LeeSW，HanSW，SririyanumM，etalAtypeI-secreted，sulfatedpeptidetriggersXA21-mediatedinnateimmunity[J].Science，2009，326：850-853.[24]LeeSW，HanSW，BartleyLE，etalFromtheacademy：colloquiumreview.UniquecharacteristicsofXanthomonasoryzaepv.oryzaeAvrXa21andimplicationsforplantinnateimmunity[J].ProcNatlAcadSciUSA，2006，103：18395-18400.[25]daSilvaFG，ShenY，DardickC，etal.BacterialgenesinvolvedintypeIsecretionandsulfationarerequiredtoelicitthericeXa21-mediatedinnateimmuneresponse[J].MolPlantMicrobeInteract，2004，17：593-601.[26]TaguchiF，ShimizuR，InagakiY，etalPost-translationalmodificationofflagellindeterminesthespecificityofHRinduction[J].PlantCellPhysiol，2003，44：342-349.[27]KunzeG，ZipfelC，RobatzekS，etalTheNterminusofbacterialelongationfactorTuelicitsinnateimmunityinArabidopsisplants[J].PlantCell，2004，16：3496-3507.[28]SunW，DunningF，WeingartenR，etalWithin-speciesflagellinpolymorphisminXanthomonascampestrispvcampestrisanditsimpactonelicitationofArabidopsisFLAGELLINSENSING2-dependentdefenses[J].PlantCell，2006，18：764-779.[29]DardickC，RonaldP.Plantandanimalpathogenrecognitionreceptorssignalthroughnon-RDkinases[J].PLoSPathog，2006，2：e2.[30]DardickC，RonaldP.Plantandanimalpathogenrecognitionreceptorssignalthroughnon-RDkinases[J].PLoSPathog，2006，2:e2.[31]NurnbergerT，BrunnerF.Innateimmunityinplantsandanimals:emergingparallelsbetweentherecognitionofgeneralelicitorsandpathogen-associatedmolecularpatterns[J].CurrOpinPlantBiol，20025:318-324.[32]AkiraS，TakedaK.Toll-likereceptorsignaling[J].NatRevImmunol，2004，4：499-511.[33]MeylanE，BurnsK，HofmannK，etalRIP1isanessentialmediatorofToll-likereceptor3-indu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