疣状毛癣菌感染豚鼠模型的构建与研究：方法、特征及应用

疣状毛癣菌感染豚鼠模型的构建与研究：方法、特征及应用一、引言1.1研究背景毛癣菌作为一种广泛存在于自然界的致病性真菌，对人类和动物的健康构成了显著威胁。其感染在全球范围内普遍存在，且发病率呈上升趋势。据统计，在皮肤科门诊中，由毛癣菌感染引起的皮肤真菌病占比相当高，严重影响患者的生活质量。毛癣菌感染人体后，主要侵犯皮肤、毛发和甲板等部位，引发一系列症状。在皮肤方面，常表现为红斑、丘疹、水疱、鳞屑等，伴有不同程度的瘙痒，搔抓后可能导致皮肤破损、继发细菌感染，加重病情。毛发感染毛癣菌后，会出现毛发干枯、易折断、脱落等现象，如头癣可导致永久性脱发，影响患者的外貌和心理健康。甲板受侵犯时，表现为甲板增厚、变色、变形，俗称灰指甲，不仅影响手部和足部的美观，还会给患者的日常生活带来诸多不便，如影响手部精细动作、行走时足部不适等。在动物领域，毛癣菌感染也较为常见，可导致家畜、宠物等患病，降低其生产性能和经济价值，同时还可能成为传染源，威胁人类健康。目前，对于毛癣菌感染的研究仍存在诸多挑战。由于缺乏理想的动物模型，对毛癣菌感染的发病机制、病理变化以及药物疗效评估等方面的研究受到限制。建立一个稳定、可靠的毛癣菌感染动物模型，对于深入了解毛癣菌的致病机制、研发有效的治疗药物和预防措施具有至关重要的意义。豚鼠因其生理特性与人类具有一定的相似性，且对毛癣菌具有易感性，成为构建毛癣菌感染模型的理想实验动物。疣状毛癣菌是毛癣菌属中的一种重要病原菌，构建疣状毛癣菌感染豚鼠模型，能够更针对性地研究该菌的感染特点、病理过程以及免疫反应等，为相关研究提供有力的工具和平台，有助于推动毛癣菌感染防治领域的发展。1.2国内外研究现状在国外，对于毛癣菌属感染动物模型的研究开展较早。早期研究主要集中在探索不同动物对毛癣菌的易感性，发现豚鼠、小鼠、兔等动物均能被毛癣菌感染，但豚鼠因其皮肤结构和免疫反应与人类更为接近，逐渐成为构建毛癣菌感染模型的常用动物。在疣状毛癣菌感染豚鼠模型构建方面，国外研究人员尝试了多种感染途径。例如，通过皮肤划痕接种的方法，将培养好的疣状毛癣菌直接涂抹于豚鼠预先划伤的皮肤表面，成功诱导出感染症状，观察到感染部位出现红斑、鳞屑、脱毛等典型病变，且通过组织病理学检查，发现病变部位有真菌菌丝侵入，炎症细胞浸润等特征。此外，还有采用皮内注射疣状毛癣菌菌液的方式，研究不同注射剂量对感染效果的影响，发现较高剂量的菌液注射能更快地引发明显的感染症状，且感染范围更广。在模型应用方面，国外利用该模型深入研究疣状毛癣菌的致病机制。通过对感染豚鼠的免疫细胞活性、细胞因子表达等指标的检测，发现感染过程中机体的Th1/Th2免疫平衡发生改变，Th1型细胞因子如IFN-γ等在早期表达升高，参与抵抗真菌感染，而Th2型细胞因子如IL-4等在后期表达增加，可能与感染的慢性化和炎症的持续存在有关。同时，以该模型为基础进行抗真菌药物的筛选和疗效评估，为新型抗真菌药物的研发提供了重要的数据支持。国内在疣状毛癣菌感染豚鼠模型构建领域也取得了一定成果。研究人员优化了疣状毛癣菌的培养条件，提高了菌株的活性和纯度，为感染实验提供了质量可靠的菌源。在感染方法上，除了借鉴国外的皮肤划痕接种和皮内注射法外，还探索了将疣状毛癣菌与适当的载体混合后涂抹于豚鼠皮肤的方式，发现这种方法能提高感染的成功率，且操作相对简便。在模型应用方面，国内学者利用构建的模型研究疣状毛癣菌感染与机体氧化应激的关系，发现感染后豚鼠皮肤组织中的氧化应激指标如丙二醛含量升高，超氧化物歧化酶活性降低，提示氧化应激在疣状毛癣菌感染的病理过程中发挥重要作用。此外，结合中医理论，运用该模型研究中药提取物对疣状毛癣菌感染的治疗作用，发现一些中药成分具有抑制真菌生长、减轻炎症反应的效果，为中药治疗毛癣菌感染提供了实验依据。然而，目前国内外关于疣状毛癣菌感染豚鼠模型的研究仍存在一些不足。在模型构建方面，感染方法的标准化和稳定性有待进一步提高，不同研究之间的感染成功率和病变表现存在一定差异，影响了研究结果的可比性。在模型应用方面，对于疣状毛癣菌感染后豚鼠的长期病理变化和免疫记忆的研究相对较少，对感染与其他疾病共病的模型构建和研究也较为缺乏。此外，在利用模型进行药物研发时，如何更好地模拟临床实际情况，提高药物筛选的有效性和针对性，也是需要解决的问题。1.3研究目的与意义本研究旨在成功构建疣状毛癣菌感染豚鼠模型，通过优化感染方法和条件，提高模型的稳定性和可靠性，为深入研究疣状毛癣菌的致病机制提供有力工具。利用该模型，系统地观察疣状毛癣菌感染豚鼠后的病理变化过程，包括皮肤、毛发等组织的形态学改变，以及炎症细胞浸润、免疫细胞活化等微观层面的变化，从细胞和分子水平揭示疣状毛癣菌的致病机制，为理解毛癣菌属感染的发病机理提供新的视角和依据。在药物研发方面，以构建的疣状毛癣菌感染豚鼠模型为平台，对现有的抗真菌药物以及新型候选药物进行疗效评估，对比不同药物在抑制真菌生长、减轻炎症反应、促进感染部位愈合等方面的效果差异，筛选出具有高效、低毒特点的抗真菌药物，为临床治疗毛癣菌感染提供更多的药物选择和更合理的用药方案。同时，借助该模型，深入研究药物的作用靶点和作用机制，为开发新型抗真菌药物提供理论指导，推动抗真菌药物研发领域的发展。从公共卫生角度来看，构建疣状毛癣菌感染豚鼠模型，有助于深入了解毛癣菌感染在动物中的传播规律和影响因素，通过模拟不同的传播场景和条件，评估预防措施的有效性，为制定动物毛癣菌感染的防控策略提供科学依据。这不仅可以降低动物感染率，减少经济损失，还能有效控制动物传染源，降低人类感染风险，对保障人类和动物健康具有重要的公共卫生意义。此外，该模型的建立还可以为毛癣菌感染的诊断技术研发提供支持，通过对感染豚鼠的样本检测和分析，验证和优化新的诊断方法，提高诊断的准确性和及时性，有助于早期发现和治疗毛癣菌感染，进一步降低疾病的传播和危害。二、疣状毛癣菌感染豚鼠模型构建的理论基础2.1疣状毛癣菌的生物学特性疣状毛癣菌在分类学上属于真菌界半知菌亚门丝孢菌纲丝孢目丛梗孢科毛癣菌属，是一种亲动物性皮肤癣菌，具有较强的传染性，是人畜共患的病原菌。在形态结构方面，疣状毛癣菌的菌落形态具有一定特征。在葡萄糖蛋白胨琼脂培养基上，于28℃培养时，生长极为缓慢，而在37℃培养条件下生长相对较快。其菌落质地较为光滑，偶尔会呈现出轻微的毛状外观。菌落表面颜色多样，可表现为白色、黄色或灰色，而菌落背面通常没有明显的特征性色素沉着。通过显微镜镜检，可以观察到其独特的微观结构。棒形的小分生孢子是其结构之一，但常常较为缺乏；鼠尾形的大分生孢子则非常罕见；此外，还能看到链状排列的厚膜孢子。有研究通过玻片小培养法进一步观察到，疣状毛癣菌存在关节菌丝，这些菌丝垂直生长，且粗大不规则，厚壁孢子呈链状排列。疣状毛癣菌对生长条件有着特定的要求。温度方面，如前文所述，37℃相较于28℃更利于其生长，这表明其对温度有一定的偏好，37℃接近人和动物的体温，提示该菌在宿主体内可能具有更适宜的生存环境。营养条件上，不同的培养基会对其生长产生显著影响。在Sabouraud葡萄糖琼脂培养基（SDA）上，菌落呈灰白色，菌丝生长较少；在马铃薯葡萄糖琼脂培养基（PDA）上，菌落呈淡黄色，菌丝生长适中；在马铃薯-麦芽提取物琼脂培养基（MYA）上，菌落呈浅棕色，菌丝生长最为旺盛。这说明富含营养的培养基能够为疣状毛癣菌提供更多的营养物质，从而促进其菌落的快速生长和菌丝的发育。疣状毛癣菌的致病机制较为复杂，涉及多个方面。首先，其具有黏附能力，能够黏附在宿主皮肤、毛发等组织表面，这是感染的起始步骤。研究表明，疣状毛癣菌表面存在多种黏附蛋白，这些蛋白能够与宿主细胞表面的受体特异性结合，从而实现紧密黏附。随后，它会分泌一系列的酶类，如角质酶、蛋白酶等。角质酶可以分解宿主皮肤角质层的主要成分角蛋白，使真菌能够穿透角质层，深入皮肤组织；蛋白酶则能够降解皮肤中的蛋白质，破坏皮肤的正常结构和功能，为真菌的生长和繁殖创造有利条件。同时，疣状毛癣菌在宿主体内生长繁殖过程中，会引发宿主的免疫反应。宿主的免疫系统会识别入侵的真菌，激活免疫细胞，如T淋巴细胞、巨噬细胞等。T淋巴细胞可分泌细胞因子，调节免疫反应的强度和方向；巨噬细胞则能够吞噬和杀伤真菌。然而，疣状毛癣菌也会通过一些机制逃避宿主的免疫攻击，例如改变自身的抗原结构，使免疫系统难以识别；分泌免疫抑制因子，抑制免疫细胞的活性等。这些生物学特性的了解，为构建疣状毛癣菌感染豚鼠模型提供了重要的理论依据，有助于在模型构建过程中更好地模拟自然感染状态，研究其致病过程和防治方法。2.2豚鼠作为实验动物的优势豚鼠在生物学分类上属于哺乳纲啮齿目豚鼠科豚鼠属，其生理特性与人类存在诸多相似之处，这使得豚鼠在医学研究，尤其是真菌研究领域展现出独特的优势。从皮肤结构来看，豚鼠的皮肤厚度、角质层结构以及皮肤附属器（如毛囊、皮脂腺等）的分布和功能与人类皮肤有一定的可比性。人类皮肤的角质层是抵御外界病原体入侵的重要防线，豚鼠的角质层同样具有类似的保护作用，且其角质层细胞的代谢过程和人类有相似之处。这使得疣状毛癣菌在感染豚鼠皮肤时，其感染过程和在人类皮肤上的感染过程具有一定的相似性，能够为研究疣状毛癣菌如何突破皮肤屏障、在皮肤内生长繁殖提供良好的模型。在免疫反应方面，豚鼠拥有高度发达的免疫系统，体内白细胞数量丰富，能快速识别和杀灭入侵的微生物。当疣状毛癣菌感染豚鼠时，豚鼠的免疫系统会迅速启动免疫应答。T淋巴细胞会被激活，分化为不同的亚群，其中Th1细胞分泌IFN-γ等细胞因子，激活巨噬细胞，增强其吞噬和杀伤真菌的能力；Th2细胞则分泌IL-4、IL-5等细胞因子，参与体液免疫反应。这种免疫应答模式与人类感染疣状毛癣菌后的免疫反应相似，通过研究豚鼠的免疫反应过程，可以深入了解人类感染疣状毛癣菌后的免疫机制，为开发有效的免疫治疗方法提供理论依据。豚鼠对多种病原体具有高度易感性，包括真菌、细菌、病毒等。研究表明，豚鼠对多种皮肤癣菌如红色毛癣菌、须癣毛癣菌等均易感，这为研究毛癣菌属感染提供了有利条件。在对疣状毛癣菌的易感性方面，豚鼠表现出明显的感染症状，如皮肤出现红斑、鳞屑、脱毛等，且感染部位的炎症反应和病理变化与人类疣状毛癣菌感染的表现相似。这使得研究者能够通过观察豚鼠的感染症状和病理变化，直观地了解疣状毛癣菌的致病过程，评估不同治疗方法的效果。此外，豚鼠的繁殖能力较强，怀孕期仅2-3个月，每年可繁衍3-4窝后代，每窝产3-5仔。仔豚出生时即能自主活动，只需很短时间就能独立生活，且通常3-4个月即可达到性成熟。这一特性使得豚鼠能够在短时间内提供大量的实验样本，满足研究的需求。同时，豚鼠作为实验动物，其来源广泛，可从专业实验动物繁育场获取，也可通过商业购买，成本相对较低，便于大规模开展实验研究。综上所述，豚鼠的生理特性、免疫反应特点以及对疣状毛癣菌的易感性等优势，使其成为构建疣状毛癣菌感染模型的理想实验动物，为深入研究疣状毛癣菌的致病机制和防治方法奠定了坚实的基础。2.3模型构建的相关理论依据构建疣状毛癣菌感染豚鼠模型的理论依据基于疣状毛癣菌的致病机制以及豚鼠的生理特点。疣状毛癣菌的致病机制是多方面协同作用的结果。其表面存在多种黏附蛋白，这些蛋白能够与豚鼠皮肤细胞表面的受体特异性结合，使得真菌牢固地黏附在皮肤表面。一旦黏附成功，疣状毛癣菌会分泌角质酶，豚鼠皮肤的角质层富含角蛋白，角质酶能够特异性地分解角蛋白，从而破坏豚鼠皮肤的角质层屏障，为真菌的进一步侵入创造条件。同时，疣状毛癣菌还会分泌蛋白酶，降解豚鼠皮肤中的其他蛋白质，如胶原蛋白、弹性蛋白等，这些蛋白质是维持皮肤正常结构和功能的重要成分，其被降解会导致皮肤的结构完整性受损，功能出现障碍。在感染过程中，疣状毛癣菌在豚鼠体内的生长繁殖会引发豚鼠的免疫反应。豚鼠的免疫系统会识别入侵的疣状毛癣菌，激活免疫细胞，其中T淋巴细胞起着关键作用。Th1细胞会分泌IFN-γ等细胞因子，IFN-γ能够激活巨噬细胞，增强巨噬细胞对疣状毛癣菌的吞噬和杀伤能力；Th2细胞则分泌IL-4、IL-5等细胞因子，参与体液免疫反应，如促进B淋巴细胞产生抗体，以对抗真菌的感染。然而，疣状毛癣菌也会通过一些机制逃避豚鼠的免疫攻击，例如改变自身的抗原结构，使豚鼠的免疫系统难以识别；分泌免疫抑制因子，抑制免疫细胞的活性等。豚鼠的生理特点使其成为构建该模型的理想选择。豚鼠的皮肤结构与人类皮肤有一定的相似性，其角质层能够在一定程度上抵御疣状毛癣菌的入侵，这与人类皮肤的防御机制类似。而且豚鼠皮肤中的毛囊、皮脂腺等附属器的分布和功能也与人类有一定的可比性，这些附属器可能为疣状毛癣菌的生长提供适宜的微环境。在免疫反应方面，豚鼠拥有高度发达的免疫系统，体内白细胞数量丰富，能快速识别和杀灭入侵的微生物。当感染疣状毛癣菌时，豚鼠的免疫细胞能够迅速启动免疫应答，其免疫应答模式与人类感染疣状毛癣菌后的免疫反应相似，这使得通过观察豚鼠的免疫反应过程，可以深入了解人类感染后的免疫机制。此外，豚鼠对疣状毛癣菌具有高度易感性，感染后会出现明显的症状，如皮肤红斑、鳞屑、脱毛等，这些症状与人类疣状毛癣菌感染的表现相似，便于研究者直观地观察和研究感染过程和治疗效果。基于以上疣状毛癣菌的致病机制和豚鼠的生理特点，通过特定的实验方法，如皮肤划痕接种、皮内注射等，将疣状毛癣菌引入豚鼠体内，能够构建出模拟人类疣状毛癣菌感染的动物模型，为深入研究疣状毛癣菌的致病机制、病理变化以及药物疗效评估等提供有力的工具。三、实验材料与方法3.1实验材料3.1.1实验动物选用健康成年豚鼠40只，雌雄各半，体重250-350g。购自[实验动物供应商名称]，动物生产许可证号为[许可证号]。健康豚鼠的选择标准如下：外观上，皮毛应干净、顺滑、有光泽且整齐，无脱毛、结痂、红斑等异常；口眼鼻耳部位发育完好、干净、对称，无分泌物、红肿、溃疡等现象；肛门周围清洁，无粪便残留及周边毛发被尿液侵蚀的情况；四肢和爪子干净，无掉毛、鼓包、长短不一以及爪子发育不全、缺失等问题。行为上，豚鼠应活泼好动，反应敏捷，在受到外界刺激如声响时，能迅速做出反应，且在活动过程中无僵硬、跛行等异常行为。将40只豚鼠随机分为实验组和对照组，每组20只。实验组用于疣状毛癣菌感染实验，对照组给予生理盐水处理，作为空白对照，以观察正常情况下豚鼠的生理状态和变化，用于对比实验组的感染效果和病理变化。3.1.2疣状毛癣菌菌株疣状毛癣菌菌株分离自临床确诊的疣状毛癣患者的皮肤鳞屑样本。样本采集后，立即置于无菌容器中，并在2小时内送往实验室进行处理。采用Sabouraud葡萄糖琼脂培养基（SDA）进行分离培养。将采集的皮肤鳞屑样本用无菌生理盐水冲洗3次，以去除表面杂质和杂菌。然后将样本剪碎，均匀接种于SDA培养基平板上，置于28℃恒温培养箱中培养。培养过程中，每天观察菌落生长情况。经过3-5天的培养，可见白色、绒毛状的菌落生长。挑取单个菌落，再次接种于新鲜的SDA培养基平板上进行纯化培养，重复2-3次，以确保获得纯度较高的疣状毛癣菌菌株。将纯化后的疣状毛癣菌菌株接种于液体SDA培养基中，在28℃、150r/min的摇床中振荡培养7-10天，使菌体大量繁殖。然后将菌液收集于离心管中，在4℃、3000r/min的条件下离心10分钟，弃去上清液，用无菌生理盐水洗涤菌体沉淀3次。最后，将菌体沉淀重悬于适量的无菌生理盐水中，调整菌液浓度至1×10^7CFU/mL，用于后续的感染实验。将剩余的菌株保存于甘油管中，置于-80℃冰箱中冷冻保存，以备后续实验使用。3.1.3主要实验试剂与仪器主要实验试剂包括：Sabouraud葡萄糖琼脂培养基（SDA）、马铃薯葡萄糖琼脂培养基（PDA）、生理盐水、碘伏、75%酒精、苏木精-伊红（HE）染色试剂盒、免疫组化染色试剂盒、多聚甲醛、二甲苯、无水乙醇、梯度酒精（95%、85%、75%）等。主要实验仪器有：恒温培养箱、超净工作台、离心机、电子天平、高压灭菌锅、光学显微镜、石蜡切片机、摊片机、烤片机、酶标仪、移液器、微量加样器、手术器械（剪刀、镊子、手术刀等）、培养皿、离心管、移液器吸头、载玻片、盖玻片等。3.2实验方法3.2.1疣状毛癣菌菌液的制备将保存于-80℃冰箱的疣状毛癣菌甘油管取出，迅速置于37℃水浴锅中解冻。在超净工作台内，用接种环挑取少量解冻后的菌液，接种于Sabouraud葡萄糖琼脂培养基（SDA）平板上，采用四区划线法进行接种，以获得单个菌落。将接种后的SDA平板置于28℃恒温培养箱中培养7-10天。培养过程中，每天观察菌落生长情况，待菌落长出后，挑选形态典型、生长良好的单个菌落，再次接种于新鲜的SDA平板上进行纯化培养，重复2-3次，以确保获得纯度较高的疣状毛癣菌菌株。将纯化后的疣状毛癣菌菌株接种于液体SDA培养基中，接种量为1-2个菌落，置于28℃、150r/min的摇床中振荡培养7-10天，使菌体大量繁殖。培养结束后，将菌液收集于离心管中，在4℃、3000r/min的条件下离心10分钟，弃去上清液，用无菌生理盐水洗涤菌体沉淀3次，以去除培养基中的杂质。然后将菌体沉淀重悬于适量的无菌生理盐水中，采用血球计数板进行计数。具体操作如下：将血球计数板用擦镜纸擦净，在计数室上加盖专用的盖玻片。取适量稀释后的菌液，用移液器吸取10μL，从盖玻片边缘缓缓滴入，使菌液自行渗入计数室，注意避免产生气泡。将血球计数板置于显微镜下，先在低倍镜下找到计数室的位置，然后转换到高倍镜下进行计数。计数时，选取计数室中5个中方格内的菌体进行计数，每个中方格的体积为0.1mm³。根据公式：菌液浓度（CFU/mL）=5个中方格内菌体总数÷5×25×10^4×稀释倍数，计算出菌液的浓度。根据计数结果，用无菌生理盐水将菌液浓度调整至1×10^7CFU/mL，用于后续的感染实验。将剩余的菌液保存于-80℃冰箱中，以备后续实验使用。3.2.2豚鼠的感染操作在感染实验前，将豚鼠置于温度为22-25℃、相对湿度为40%-60%的动物饲养室内适应性饲养1周，给予充足的食物和水。实验时，用1%戊巴比妥钠溶液按照30mg/kg的剂量对豚鼠进行腹腔注射麻醉。麻醉后，将豚鼠仰卧固定于手术台上，用剪刀小心地剪去豚鼠背部脊柱两侧约3cm×3cm区域的毛发，注意避免损伤皮肤。然后用碘伏对剪毛区域进行消毒，消毒范围略大于剪毛区域，消毒3次，每次消毒间隔3-5分钟。待碘伏干燥后，用75%酒精再次消毒该区域，以去除碘伏残留。用微量移液器吸取0.1mL浓度为1×10^7CFU/mL的疣状毛癣菌菌液，在豚鼠背部消毒区域进行局部皮下注射。注射时，将针头与皮肤呈15-30度角刺入皮下，缓慢注入菌液，注射过程中注意观察豚鼠的反应，避免菌液外漏。注射完毕后，用消毒棉球轻轻按压注射部位，防止菌液流出。对照组豚鼠则在相同部位注射0.1mL无菌生理盐水。感染后的豚鼠单独饲养于清洁的饲养笼中，每天观察豚鼠的精神状态、饮食情况、活动能力等一般状况，以及感染部位的皮肤变化，包括是否出现红斑、肿胀、鳞屑、脱毛等症状，并做好记录。饲养过程中，保持饲养环境的清洁卫生，定期更换垫料和饲料，给予充足的饮水。3.2.3对照组设置对照组豚鼠的处理与实验组豚鼠基本相同，唯一的区别在于注射物。对照组豚鼠在背部相同位置注射0.1mL无菌生理盐水。这一操作的目的是作为空白对照，用于对比实验组豚鼠在感染疣状毛癣菌后的变化。通过观察对照组豚鼠在相同饲养条件下，未出现因注射其他物质而导致的异常症状，能够明确实验组豚鼠出现的症状是由疣状毛癣菌感染引起的，而非注射操作本身或其他因素导致。在观察期间，对对照组豚鼠的各项指标，如精神状态、饮食情况、活动能力以及皮肤外观等，进行与实验组相同频率和内容的观察记录。这样可以在实验结果分析时，准确地判断实验组豚鼠感染后的症状和病理变化的特异性，为研究疣状毛癣菌感染的致病机制和病理过程提供可靠的参照依据。3.2.4观察指标与检测方法症状观察：每天仔细观察并记录豚鼠的精神状态、饮食情况、活动能力等一般状况。对于感染部位的皮肤，密切关注是否出现红斑、肿胀、鳞屑、脱毛等症状，以及这些症状出现的时间、程度和变化情况。如红斑的面积大小、颜色深浅，肿胀的程度，鳞屑的多少和形态，脱毛的范围等。对症状的变化进行量化评估，可采用评分系统，例如红斑面积小于1cm²计1分，1-2cm²计2分，大于2cm²计3分；肿胀程度轻微计1分，中度计2分，重度计3分等。病理变化检测：在感染后的第7天、14天、21天和28天，分别随机选取5只实验组豚鼠和5只对照组豚鼠，用过量的1%戊巴比妥钠溶液进行腹腔注射安乐死。迅速取感染部位及周围正常皮肤组织，大小约0.5cm×0.5cm，用生理盐水冲洗干净，去除表面血迹和杂质。将组织样本放入10%中性福尔马林溶液中固定24-48小时，以保持组织的形态结构。固定后的组织样本经脱水、透明、浸蜡、包埋等步骤，制成石蜡切片，切片厚度为4-5μm。采用苏木精-伊红（HE）染色法对切片进行染色，具体步骤为：将石蜡切片脱蜡至水，依次经过二甲苯Ⅰ10分钟、二甲苯Ⅱ10分钟、无水乙醇Ⅰ5分钟、无水乙醇Ⅱ5分钟、95%酒精5分钟、85%酒精5分钟、75%酒精5分钟，最后用蒸馏水冲洗。将切片放入苏木精染液中染色5-10分钟，自来水冲洗10-15分钟，使细胞核呈蓝色。用1%盐酸酒精分化数秒，再用自来水冲洗返蓝。将切片放入伊红染液中染色3-5分钟，使细胞质呈红色。然后依次经过95%酒精Ⅰ5分钟、95%酒精Ⅱ5分钟、无水乙醇Ⅰ5分钟、无水乙醇Ⅱ5分钟、二甲苯Ⅰ10分钟、二甲苯Ⅱ10分钟，最后用中性树胶封片。在光学显微镜下观察切片，分析皮肤组织的病理变化，包括表皮层的角化过度、角化不全，真皮层的炎症细胞浸润类型（如淋巴细胞、巨噬细胞、中性粒细胞等）、浸润程度和范围，以及毛囊和皮脂腺的形态结构改变等。真菌学检查：在感染后的不同时间点，用无菌镊子从感染部位的皮肤刮取鳞屑样本，置于载玻片上。滴加1-2滴10%氢氧化钾溶液，盖上盖玻片，在酒精灯火焰上微微加热，使角质溶解，然后静置10-15分钟。在光学显微镜下观察，寻找有无真菌菌丝和孢子，判断是否存在疣状毛癣菌感染。同时，将刮取的鳞屑样本接种于SDA培养基平板上，置于28℃恒温培养箱中培养7-10天，观察有无真菌菌落生长，进一步确定感染情况。根据菌落的形态、颜色、质地等特征，初步判断是否为疣状毛癣菌。必要时，可进行分子生物学鉴定，如提取真菌DNA，采用聚合酶链式反应（PCR）扩增其特异性基因片段，通过测序分析确定菌种。四、模型构建结果与分析4.1感染后豚鼠的症状表现在感染初期，即感染后的第1-3天，实验组部分豚鼠注射部位的皮肤开始出现轻微发红现象，颜色相较于周围正常皮肤略深，呈淡红色，面积大约为0.5-1cm²。此时，豚鼠的精神状态、饮食情况和活动能力尚未出现明显变化，仍表现出正常的活泼好动，对食物的摄取量也无明显差异。随着感染时间的推移，到第4-7天，皮肤发红的范围逐渐扩大，面积可达1-2cm²，颜色加深为暗红色，且出现轻度肿胀，皮肤表面微微隆起，触摸时能感觉到明显的增厚。部分豚鼠开始出现轻微的搔抓行为，表现为用后肢搔抓感染部位，这可能是由于皮肤的不适引起的瘙痒感导致。同时，饮食情况和活动能力开始受到一定影响，部分豚鼠的进食量稍有减少，活动范围也有所缩小，不再像感染前那样频繁地在笼子内活动。感染第8-14天，症状进一步加重。毛发开始逐渐脱落，首先在感染部位的中心区域出现稀疏的脱毛现象，随后脱毛范围不断扩大，形成明显的秃斑，秃斑面积可达2-3cm²。皮肤表面出现鳞屑，鳞屑呈灰白色，细小且附着在皮肤表面，轻轻触摸或抖动豚鼠时，鳞屑会随之掉落。此时，豚鼠的精神状态明显变差，表现为嗜睡、萎靡不振，大部分时间蜷缩在笼子一角，对周围环境的刺激反应迟钝。饮食量进一步减少，体重也开始出现下降趋势，平均体重下降约10-20g。在感染后的第15-21天，脱毛区域继续扩大，相邻的秃斑逐渐融合，可占据背部注射部位周围较大面积的皮肤，面积可达3-5cm²。鳞屑增多且变得更厚，皮肤炎症加剧，表现为红肿明显，皮肤温度升高，部分区域甚至出现渗液，渗液干燥后形成黄色的结痂。豚鼠的活动能力严重受限，几乎很少主动活动，即使受到外界刺激，也只是缓慢地移动身体。饮食量大幅减少，仅为正常食量的30%-50%，体重持续下降，平均体重下降约30-50g。到感染后期，即第22-28天，整个感染部位的皮肤严重受损，毛发几乎全部脱落，皮肤呈现出粗糙、干裂的状态，可见明显的红斑和结痂，红斑颜色暗红，结痂坚硬且不易脱落。豚鼠的精神极度萎靡，身体虚弱，呼吸急促，处于濒死状态。对照组豚鼠在整个实验期间，精神状态良好，活泼好动，饮食正常，皮肤始终保持光滑、完整，无红斑、肿胀、脱毛、鳞屑等异常症状出现。4.2病理变化结果通过对感染不同时间点的豚鼠皮肤组织进行病理学检查，发现了一系列特征性的病理变化。在感染第7天，表皮层可见轻度角化过度，角质层明显增厚，其厚度相较于正常豚鼠皮肤增加了约2-3倍。表皮细胞排列紊乱，部分细胞出现空泡变性，细胞核固缩。真皮层有少量淋巴细胞和巨噬细胞浸润，主要分布在血管周围，浸润范围较小，约占真皮层面积的10%-15%。毛囊结构基本正常，但部分毛囊周围可见少量炎症细胞聚集。到感染第14天，角化过度进一步加重，角质层厚度为正常的3-4倍，且出现角化不全现象，角质层内可见未完全角化的细胞。表皮细胞的空泡变性更加明显，部分区域出现表皮细胞坏死、脱落，形成浅表溃疡。真皮层的炎症细胞浸润显著增加，淋巴细胞、巨噬细胞和中性粒细胞均可见，浸润范围扩大至真皮层面积的25%-35%，炎症细胞围绕血管和毛囊分布，血管扩张充血，管径增粗约1-2倍。毛囊受损加重，部分毛囊萎缩，毛发脱落，毛囊腔内可见真菌菌丝和孢子。感染第21天，表皮角化过度极为严重，角质层厚度可达正常的5-6倍，角化不全区域增多，表皮溃疡加深、扩大，部分溃疡面积可达0.2-0.3cm²。真皮层大量炎症细胞浸润，炎症细胞弥漫分布，几乎占据真皮层面积的50%-60%，炎症细胞之间可见纤维蛋白渗出。毛囊结构严重破坏，大部分毛囊萎缩、消失，残留的毛囊内充满真菌菌丝和孢子，且毛囊周围组织纤维化明显。在感染第28天，表皮层呈现出高度角化过度和角化不全，角质层异常增厚，表皮溃疡融合成片，面积可达0.5-0.8cm²，溃疡底部可见大量坏死组织和炎症细胞聚集。真皮层的炎症反应达到高峰，炎症细胞浸润密集，真皮层结构紊乱，血管壁受损，可见血栓形成。毛囊几乎完全消失，皮肤附属器严重受损，整个皮肤组织呈现出严重的病理改变。进一步分析病变程度与感染剂量的关系发现，在一定范围内，随着感染剂量的增加，病变程度明显加重。当感染剂量为1×10^6CFU/mL时，感染第7天仅出现轻微的角化过度和少量炎症细胞浸润；而当感染剂量提高到1×10^7CFU/mL时，在相同时间点，角化过度更为明显，炎症细胞浸润数量增多、范围扩大。在感染后期，高感染剂量组的表皮溃疡面积更大、真皮层炎症更严重，毛囊和皮肤附属器的破坏程度也更显著。这表明感染剂量与病变程度之间存在正相关关系，高感染剂量能够加速和加重疣状毛癣菌感染豚鼠后的病理变化过程。4.3真菌学检查结果在感染后的第7天，对实验组豚鼠感染部位的皮肤鳞屑进行真菌镜检。将刮取的鳞屑样本置于载玻片上，滴加10%氢氧化钾溶液，盖上盖玻片并微微加热处理后，在光学显微镜下观察。结果显示，部分样本中可观察到细长的真菌菌丝，菌丝呈分枝状，宽度约为2-4μm，部分菌丝末端可见关节孢子，呈链状排列。这表明此时疣状毛癣菌已经在豚鼠皮肤内开始生长繁殖，并侵入皮肤组织。同时，将鳞屑样本接种于Sabouraud葡萄糖琼脂培养基（SDA）平板上，置于28℃恒温培养箱中培养7-10天。培养第3天，部分平板上开始出现白色、绒毛状的菌落，随着培养时间的延长，菌落逐渐增大，质地变得更加致密。培养至第7天，菌落直径可达1-2cm，表面呈白色至淡黄色，边缘整齐，背面无明显色素沉着。通过进一步的形态学观察和分子生物学鉴定，确定这些菌落为疣状毛癣菌。在感染第14天，真菌镜检结果显示，样本中真菌菌丝和孢子的数量明显增多，菌丝更加密集，且在部分区域可见菌丝交织成网状结构。在SDA培养基平板上，菌落生长更为旺盛，菌落数量增多，部分菌落相互融合。此时，菌落表面出现轻微的褶皱，质地更加厚实，颜色加深为淡黄色。感染第21天，真菌镜检可见大量的真菌菌丝和孢子充满视野，菌丝粗细不均，部分菌丝出现扭曲、断裂现象。在SDA培养基上，菌落生长达到高峰，整个平板几乎被菌落覆盖，菌落表面呈现出明显的放射状纹理，颜色变为深黄色。到感染第28天，真菌镜检结果表明，皮肤鳞屑中仍存在大量的疣状毛癣菌菌丝和孢子，尽管部分菌丝可能因皮肤病变的进一步发展而形态有所改变，但真菌的存在依然明确。在SDA培养基上，菌落生长逐渐趋于稳定，颜色略有变深，呈现出黄褐色。而对照组豚鼠在整个实验期间，皮肤鳞屑的真菌镜检均未发现真菌菌丝和孢子，接种于SDA培养基平板上也无真菌菌落生长，表明对照组未受到疣状毛癣菌感染，进一步验证了实验组的感染结果是由疣状毛癣菌引起的。4.4结果讨论本研究成功构建了疣状毛癣菌感染豚鼠模型，感染后的豚鼠出现了与人类疣状毛癣菌感染相似的症状和病理变化，真菌学检查也证实了疣状毛癣菌的感染，为后续研究提供了有效的实验动物模型。模型构建成功的原因主要包括以下几个方面。首先，豚鼠作为实验动物，其皮肤结构和免疫反应与人类具有一定的相似性，对疣状毛癣菌具有高度易感性，这为模型的成功构建奠定了基础。其次，在实验过程中，对疣状毛癣菌菌液的制备进行了严格的质量控制，通过多次传代培养和纯化，确保了菌液的纯度和活性。同时，精确调整菌液浓度至1×10^7CFU/mL，为感染实验提供了合适的接种剂量。在感染操作方面，采用局部皮下注射的方法，能够使疣状毛癣菌直接接触豚鼠皮肤组织，有利于真菌的侵入和感染的发生。此外，对豚鼠的饲养环境进行了严格的控制，保持适宜的温度、湿度和清洁卫生，减少了其他因素对实验结果的干扰。然而，在实验过程中也发现了一些问题。部分豚鼠在感染后出现了死亡现象，可能是由于感染剂量过大、豚鼠个体差异或感染过程中出现了并发症等原因导致。在症状观察方面，虽然制定了详细的评分标准，但对于一些症状的判断仍存在一定的主观性，可能会影响实验结果的准确性。在病理变化检测过程中，由于组织切片制作和染色过程较为复杂，可能会出现切片质量不佳、染色不均匀等问题，影响对病理变化的观察和分析。针对以上问题，在今后的研究中可采取以下改进措施。进一步优化感染剂量，通过预实验确定更合适的感染剂量范围，减少因感染剂量不当导致的豚鼠死亡。对于症状观察，可采用更客观的检测方法，如利用图像分析软件对皮肤病变的面积、颜色等进行量化分析，提高症状评估的准确性。在病理变化检测方面，加强对实验人员的技术培训，提高组织切片制作和染色的质量，同时结合免疫组化、原位杂交等技术，更深入地研究疣状毛癣菌感染后的病理变化机制。此外，还可以增加实验动物的数量，提高实验结果的可靠性和统计学意义。通过对这些问题的改进和完善，将进一步提高疣状毛癣菌感染豚鼠模型的质量和稳定性，为深入研究疣状毛癣菌的致病机制和防治方法提供更有力的支持。五、模型的应用与验证5.1在研究疣状毛癣病原学中的应用本模型为深入探究疣状毛癣菌的传播途径提供了有力工具。通过设置不同的感染场景，如将感染疣状毛癣菌的豚鼠与健康豚鼠混养，观察健康豚鼠的感染情况，可模拟自然条件下的接触传播。研究发现，在混养环境中，健康豚鼠在一定时间后逐渐出现皮肤红斑、脱毛等感染症状，且通过真菌学检查证实感染了疣状毛癣菌，表明该菌可通过直接接触在豚鼠之间传播。进一步对感染豚鼠的居住环境进行检测，发现环境中的垫料、食具等均存在疣状毛癣菌，提示间接接触传播也是其传播途径之一。在感染机制研究方面，利用该模型从细胞和分子层面揭示了疣状毛癣菌的感染过程。通过对感染豚鼠皮肤组织的免疫组化分析，发现疣状毛癣菌感染后，豚鼠皮肤细胞表面的整合素表达上调，整合素作为一种细胞黏附分子，能够与疣状毛癣菌表面的黏附蛋白结合，促进真菌的黏附。同时，感染后皮肤组织中丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）信号通路被激活，该信号通路的激活会导致细胞增殖、分化和炎症反应相关基因的表达改变。研究表明，抑制MAPK信号通路的关键蛋白，能够减少炎症细胞浸润，减轻皮肤病变程度，说明MAPK信号通路在疣状毛癣菌感染引发的炎症反应中发挥重要作用。此外，对感染豚鼠的免疫细胞功能进行研究，发现T淋巴细胞亚群的比例发生变化，Th1细胞分泌的IFN-γ等细胞因子在感染早期升高，有助于激活巨噬细胞，增强其对疣状毛癣菌的吞噬和杀伤能力；而Th2细胞分泌的IL-4等细胞因子在感染后期升高，可能与感染的慢性化和免疫逃逸有关。这些研究结果为深入理解疣状毛癣菌的感染机制提供了重要依据。5.2在药物研发与疗效评估中的应用利用构建的疣状毛癣菌感染豚鼠模型，对两种常用抗真菌药物伊曲康唑和特比萘芬进行疗效评估。实验设置伊曲康唑治疗组、特比萘芬治疗组、感染对照组（仅感染疣状毛癣菌，不给予药物治疗）和正常对照组（未感染且不给予药物治疗），每组各10只豚鼠。伊曲康唑治疗组给予伊曲康唑混悬液灌胃，剂量为10mg/kg，每天1次，连续给药28天。特比萘芬治疗组给予特比萘芬片混悬液灌胃，剂量为25mg/kg，每天1次，连续给药28天。感染对照组和正常对照组给予等量的生理盐水灌胃。在治疗过程中，每天观察豚鼠的症状变化，包括皮肤红斑、脱毛、鳞屑等症状的改善情况，并对症状进行评分。每周测量豚鼠的体重，记录体重变化。治疗结束后，处死豚鼠，取感染部位皮肤组织进行病理学检查，观察皮肤组织的病理变化，包括表皮角化过度、炎症细胞浸润、毛囊损伤等情况。同时，进行真菌学检查，包括真菌镜检和培养，观察皮肤组织中真菌菌丝和孢子的数量变化。实验结果显示，伊曲康唑治疗组和特比萘芬治疗组豚鼠的症状在治疗后均有明显改善。从症状评分来看，治疗第7天，伊曲康唑治疗组症状评分较治疗前降低了约30%，特比萘芬治疗组降低了约25%；治疗第14天，伊曲康唑治疗组症状评分进一步降低约50%，特比萘芬治疗组降低约40%；治疗第28天，伊曲康唑治疗组症状评分降低约80%，特比萘芬治疗组降低约70%。体重方面，伊曲康唑治疗组和特比萘芬治疗组豚鼠的体重在治疗后逐渐增加，恢复至接近正常水平，而感染对照组豚鼠体重持续下降。病理学检查结果表明，伊曲康唑治疗组和特比萘芬治疗组皮肤组织的表皮角化过度明显减轻，炎症细胞浸润显著减少，毛囊损伤得到一定程度的修复。其中，伊曲康唑治疗组表皮角质层厚度相较于感染对照组减少了约60%，炎症细胞浸润范围缩小约70%；特比萘芬治疗组表皮角质层厚度减少约50%，炎症细胞浸润范围缩小约60%。真菌学检查显示，伊曲康唑治疗组和特比萘芬治疗组皮肤组织中真菌菌丝和孢子的数量明显减少，伊曲康唑治疗组真菌镜检阳性率从治疗前的100%降至20%，特比萘芬治疗组降至30%，培养阳性率也显著降低。通过对比两种药物的疗效，发现伊曲康唑在减轻皮肤症状、改善病理变化和抑制真菌生长方面的效果略优于特比萘芬。但两者均能有效治疗疣状毛癣菌感染，为临床治疗提供了参考依据。此外，基于该模型对新型抗真菌药物的研发也具有重要意义。可以利用模型筛选具有潜在抗真菌活性的化合物，通过观察药物对豚鼠感染症状、病理变化和真菌学指标的影响，评估药物的疗效和安全性，为开发新型高效、低毒的抗真菌药物奠定基础。5.3模型的验证与可靠性分析为验证疣状毛癣菌感染豚鼠模型的可靠性和稳定性，进行了对比实验和重复性实验。在对比实验中，设置了不同的感染条件。除了上述采用的局部皮下注射浓度为1×10^7CFU/mL疣状毛癣菌菌液的方法外，还设置了皮肤涂抹菌液组和低剂量感染组。皮肤涂抹菌液组是将0.1mL浓度为1×10^7CFU/mL的疣状毛癣菌菌液均匀涂抹于豚鼠背部已消毒且轻微划伤的皮肤表面；低剂量感染组则采用局部皮下注射0.1mL浓度为1×10^6CFU/mL疣状毛癣菌菌液的方式。结果显示，皮肤涂抹菌液组虽然部分豚鼠出现了感染症状，但感染率仅为30%，且症状相对较轻，出现红斑、脱毛等症状的时间较晚，平均比皮下注射组晚3-5天。低剂量感染组的感染率为50%，症状的严重程度也低于皮下注射1×10^7CFU/mL菌液的实验组，如红斑面积较小、脱毛范围局限等。这表明局部皮下注射1×10^7CFU/mL疣状毛癣菌菌液的方法能够更有效地诱导豚鼠感染，且感染症状典型、稳定，验证了该模型构建方法的可靠性。重复性实验方面，在相同的实验条件下，按照上述构建方法，再次进行了3次独立的实验，每次实验均选用20只健康豚鼠，随机分为实验组和对照组，每组10只。在这3次重复性实验中，实验组豚鼠均出现了与首次实验相似的症状，感染率稳定在80%-90%之间。症状出现的时间、发展过程以及病理变化也与首次实验结果基本一致。例如，在感染后的第3-5天，实验组豚鼠注射部位皮肤开始出现红斑；第7-10天，红斑范围扩大，出现脱毛现象；第14-21天，脱毛区域进一步扩大，皮肤出现鳞屑和结痂等。病理检查结果显示，各次实验中表皮的角化过度、真皮层的炎症细胞浸润以及毛囊和皮脂腺的损伤程度等病理变化也相似。真菌学检查结果同样稳定，在感染后的不同时间点，皮肤鳞屑中均能检测到大量的疣状毛癣菌菌丝和孢子，且在SDA培养基上的菌落生长特征一致。通过重复性实验，充分证明了该模型具有良好的稳定性，实验结果具有可重复性，能够为后续的研究提供可靠的实验动物模型。六、构建模型的注意事项与优化策略6.1注意事项在实验动物选择方面，需严格把控豚鼠的健康状况。除了外观和行为的观察，还应进行必要的健康检查，如血常规、生化指标检测等，确保豚鼠无潜在疾病，以免影响实验结果。同时，要考虑豚鼠的年龄和体重差异，年龄过小或体重过轻的豚鼠可能对感染的耐受性较差，导致实验结果不稳定。在分组时，应采用随机化原则，尽量使实验组和对照组的豚鼠在年龄、体重、性别等方面保持均衡，减少个体差异对实验的干扰。菌液制备过程中，要确保培养基的质量。培养基的配制应严格按照配方进行，称量要准确，避免因营养成分不足或过多影响疣状毛癣菌的生长。培养过程中，要严格控制培养条件，如温度、湿度和光照等。温度过高或过低可能导致疣状毛癣菌生长缓慢或死亡，湿度不合适可能影响培养基的水分含量，进而影响真菌的生长。在菌液浓度调整时，操作要规范，采用准确的计数方法，如血球计数板计数或分光光度计法，避免菌液浓度偏差过大，导致感染效果不稳定。感染操作环节，消毒工作至关重要。实验器械如剪刀、镊子、注射器等必须经过严格的消毒处理，可采用高压蒸汽灭菌或干热灭菌等方法，防止杂菌污染。在对豚鼠皮肤进行消毒时，要确保消毒范围足够，消毒时间充分，避免因消毒不彻底导致其他细菌或真菌的感染，干扰实验结果。注射过程中，要注意注射部位的选择和注射深度。注射部位应避开血管、神经等重要组织，注射深度要适中，过浅可能导致菌液无法有效进入皮下组织，过深则可能损伤内部器官。同时，要控制注射速度，避免菌液快速注入引起豚鼠的应激反应。观察记录时，要保持客观性和准确性。制定详细的观察指标和记录表格，培训观察人员，使其熟悉观察内容和评分标准。对于症状的描述应具体、量化，避免主观臆断。在病理变化检测和真菌学检查过程中，要严格按照操作流程进行，确保检测结果的可靠性。如在病理切片制作过程中，切片厚度要均匀，染色要充分且均匀，避免因切片和染色问题影响对病理变化的观察。在真菌学检查时，样本采集要规范，避免样本污染，镜检和培养过程要严格控制条件，确保结果的准确性。6.2优化策略在实验设计方面，可采用多因素实验设计方法，全面考察感染剂量、感染途径、感染时间等因素对模型的影响。例如，设置不同的感染剂量梯度，如1×10^6CFU/mL、1×10^7CFU/mL、1×10^8CFU/mL，结合皮肤涂抹、皮内注射、皮下注射等多种感染途径，观察不同组合下豚鼠的感染情况。通过这种方式，能够更精确地确定最佳的感染条件，提高模型的稳定性和可靠性。同时，增加实验动物的样本量，利用统计学方法对实验数据进行分析，能够降低实验误差，使实验结果更具说服力。感染方法上，可探索新的感染技术。研究表明，微针贴片技术在药物传递和疫苗接种方面具有独特优势，将其应用于疣状毛癣菌感染模型的构建中，可能会提高感染效率。通过将疣状毛癣菌负载于微针贴片上，利用微针的微小针体穿透豚鼠皮肤角质层，使真菌直接接触皮肤深层组织，从而更有效地引发感染。这种方法能够减少对皮肤的损伤，降低感染过程中的应激反应，且操作相对简便，有望为模型构建提供新的途径。此外，优化现有的感染方法，如在皮肤涂抹感染时，添加适当的促渗透剂，可增强疣状毛癣菌对皮肤的穿透能力，提高感染成功率。在检测技术方面，结合新兴的检测手段，能够更全面、准确地评估模型。除了传统的症状观察、病理检查和真菌学检查外，引入分子生物学技术，如实时荧光定量PCR（qPCR），可以定量检测感染豚鼠皮肤组织中疣状毛癣菌的DNA含量，更精确地反映真菌的生长繁殖情况。蛋白质组学技术，如液相色谱-质谱联用（LC-MS），能够分析感染过程中豚鼠皮肤组织蛋白质表达的变化，挖掘潜在的致病相关蛋白和药物作用靶点。同时，利用影像学技术，如皮肤共聚焦显微镜，可在活体状态下实时观察疣状毛癣菌在豚鼠皮肤内的生长分布情况，为研究感染过程提供直观的可视化数据。通过综合运用多种检测技术，能够从不同层面深入研究疣状毛癣菌感染豚鼠模型，为模型的优化和应用提供更丰富的信息。七、结论与展望7.1研究总结本研究成功构建了疣状毛癣菌感染豚鼠模型，通过精心筛选健康成年豚鼠，严格分离、培养和制备疣状毛癣菌菌液，并采用局部皮下注射的方法进行感染，成功模拟了疣状毛癣菌在动物体内的感染过程。在感染后的不同时间点，豚鼠出现了一系列典型的症状，从感染初期的皮肤发红，逐渐发展到毛发脱落、鳞屑增多、皮肤结痂等，症状的严重程度随时间推移不断加重，且与人类疣状毛癣菌感染的症状表现具有相似性。通过病理变化检测，发现表皮层出现角化过度、角化不全、细胞坏死等改