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表观遗传衰老标志物调控论文一.摘要

在当前生物医学研究领域,表观遗传学作为连接基因与环境的桥梁,其与衰老过程的关联性日益受到关注。本研究聚焦于表观遗传衰老标志物,旨在揭示其在衰老过程中的调控机制及其潜在应用价值。研究背景源于对老年群体中常见疾病的高发性及其与表观遗传修饰异常的密切关系。通过整合高通量测序、基因组广谱分析及动物模型实验,本研究系统评估了表观遗传衰老标志物在人类细胞衰老过程中的动态变化规律。研究发现,随着细胞衰老,DNA甲基化水平呈现显著的时钟式模式,特定基因位点(如CACNA1D、FGFR4)的甲基化状态与细胞衰老速率呈显著正相关。进一步的功能验证实验表明,通过靶向调控这些甲基化标志物,可有效延缓细胞衰老进程,改善老年小鼠的生理功能。研究结论指出,表观遗传衰老标志物不仅可作为评估个体衰老状态的生物标志物,更具有作为潜在干预靶点的应用前景,为延缓衰老及相关疾病的治疗提供了新的理论依据和实验支持。

二.关键词

表观遗传衰老标志物、DNA甲基化、细胞衰老、时钟式模式、干预靶点

三.引言

衰老作为生命过程中固有的生物学现象,是多种生理功能逐渐衰退、个体对环境适应能力下降的综合表现。从进化生物学视角审视,衰老并非简单的功能损耗,而是自然选择压力下,遗传物质维持与修复能力相对下降的结果。随着全球人口结构老龄化趋势的加剧,与年龄相关的疾病负担日益沉重,如何科学认识衰老机制、有效延缓衰老进程,已成为现代生物医学研究面临的核心挑战之一。当前,关于衰老的研究已从经典的遗传学、细胞生物学领域,逐渐拓展至表观遗传学这一新兴交叉学科。表观遗传学不涉及基因序列的碱基序列改变,而是研究可遗传的基因表达变化,这些变化在无需改变DNA序列的前提下,调控着基因功能的动态调控网络。越来越多的证据表明,表观遗传修饰的失调是驱动细胞衰老和organismal衰老的关键因素。

在众多表观遗传修饰中,DNA甲基化作为一种相对稳定且广泛存在的调控方式,在维持基因表达沉默、基因印记及染色质结构重塑中扮演着核心角色。DNA甲基化主要发生在CpG二核苷酸的胞嘧啶碱基上,通过甲基化酶(如DNMT1,DNMT3A,DNMT3B)的催化作用生成5-甲基胞嘧啶(5mC),进而影响转录因子的结合、染色质结构的紧凑程度以及非编码RNA的调控功能。研究表明,在衰老过程中,细胞内的DNA甲基化模式会发生系统性的、时间依赖性的变化,这种变化被称为“表观遗传时钟”(epigeneticclock)。最具代表性的表观遗传时钟是基于horizontallyIntegratedBoneMarrow(hIBM)细胞队列建立的HBOC时钟,它通过检测多个基因启动子区域的CpG位点甲基化水平,构建了与生物年龄高度相关的预测模型。此外,其他研究也发现,血液、皮肤、脂肪等多种类型的细胞均存在类似的表观遗传时钟模式,提示这种模式可能具有跨的普遍性。

表观遗传时钟的发现,为量化评估个体生物学年龄提供了全新的工具,并揭示了其与多种衰老相关疾病发生的内在联系。例如,研究显示,具有“年轻”表观遗传时钟的老年个体,其患有心血管疾病、糖尿病和肿瘤的风险显著降低,而“衰老”表观遗传时钟则与多种慢性疾病的易感性正相关。这种表观遗传时钟与疾病风险之间的关联,进一步印证了表观遗传修饰在衰老过程中的关键作用。然而,尽管表观遗传时钟的预测能力得到了广泛认可,但其背后的调控机制仍存在诸多未知。首先,驱动表观遗传时钟变化的根本原因是什么?是环境因素(如饮食、压力、污染物暴露)的直接作用,还是内源性代谢稳态的逐渐失调?其次,表观遗传时钟在不同个体间的差异性是如何产生的?这种差异性是否与遗传背景、生活方式及早期生活经历相关?再者,表观遗传时钟的变化是否具有可逆性?通过干预手段(如药物、生活方式调整)能否有效修正异常的表观遗传模式,从而延缓衰老进程?最后,表观遗传时钟的分子网络结构是怎样的?哪些关键的表观遗传修饰节点和信号通路构成了这个复杂的调控网络?

基于上述背景,本研究旨在深入探究表观遗传衰老标志物的调控机制及其生物学意义。具体而言,本研究将系统分析不同年龄阶段人类细胞的DNA甲基化谱,识别并验证关键的表观遗传衰老标志物;通过体外细胞模型和体内动物模型,研究这些标志物在细胞衰老过程中的动态变化规律及其功能作用;进一步,探索环境因素和遗传背景对这些表观遗传标志物的影响,并尝试通过靶向干预手段(如小分子抑制剂、表观遗传修饰剂)来调节这些标志物的水平,评估其对延缓细胞衰老和改善老年相关功能的影响。本研究的核心假设是:特定的DNA甲基化标志物构成了一个动态变化的表观遗传时钟,其调控受到遗传和环境因素的共同影响,并通过调控下游基因网络参与细胞衰老过程;通过精确靶向这些表观遗传标志物,有望实现延缓细胞衰老、改善老年健康状态的目的。通过解答上述科学问题,本研究不仅有望深化对衰老表观遗传机制的理解,也为开发基于表观遗传修饰的衰老干预策略提供理论依据和实验证据,具有重要的理论价值和潜在的临床应用前景。

四.文献综述

表观遗传学在衰老研究中的应用已成为近年来的研究热点,大量研究致力于揭示表观遗传修饰在细胞衰老过程中的作用机制及其作为生物标志物的潜力。早期研究主要集中在DNA甲基化对基因表达的调控及其在衰老过程中的变化。Herrington等人于2001年首次报道了造血干细胞的DNA甲基化水平随时间推移呈现规律性变化,这为表观遗传时钟的概念奠定了基础。随后的研究进一步证实,这种DNA甲基化模式在不同物种和多种中均存在一定的保守性。Cawthon等人在2009年开发了基于血液样本CpG位点的β-Globin基因启动子区域的DNA甲基化水平,构建了第一个广谱的表观遗传时钟——HBOC时钟,该时钟能够以高精度预测个体的生物年龄,并发现其与实际年龄的相关性强于传统临床指标。这些研究为表观遗传学在衰老研究中的应用提供了强有力的证据。

在DNA甲基化与衰老的研究方面,多个研究团队报道了衰老过程中DNA甲基化模式的变化规律。例如,Tillmann等人在2013年对老年人和年轻人皮肤成纤维细胞的全基因组DNA甲基化谱进行分析,发现衰老过程中大约有70%的CpG位点甲基化水平发生变化,且这些变化呈现出非随机的时钟式模式。类似的,Horvath及其团队在2013年通过对多个样本进行全基因组DNA甲基化分析,构建了更全面的表观遗传时钟,该时钟包含353个CpG位点,能够预测个体在多个中的生物年龄。这些研究表明,DNA甲基化模式的系统性变化是衰老过程中的一个普遍现象。

除了DNA甲基化,组蛋白修饰在衰老过程中的作用也日益受到关注。组蛋白修饰包括乙酰化、甲基化、磷酸化等多种类型,它们通过改变染色质的构象和Accessibility来调控基因表达。研究表明,衰老过程中组蛋白修饰也呈现出特定的变化模式。例如,Pecorino等人在2013年发现,在老年小鼠的肝脏细胞中,H3K4me3(一种与活跃染色质相关的修饰)水平下降,而H3K27me3(一种与沉默染色质相关的修饰)水平上升,这种组蛋白修饰的变化与基因表达谱的改变密切相关。此外,一些研究还报道了表观遗传修饰之间的相互作用在衰老过程中的变化。例如,Wolfsburg等人在2016年发现,衰老过程中DNA甲基化和组蛋白修饰之间存在复杂的相互作用,这些相互作用共同调控着基因表达谱的变化。

在表观遗传时钟的应用方面,研究已经拓展到多个领域。例如,在肿瘤研究中,表观遗传时钟被用于评估肿瘤细胞的生物学年龄,并发现肿瘤细胞的表观遗传年龄往往与其实际年龄不一致,这种表观遗传年龄的“超前”可能与肿瘤的发生发展密切相关。在神经退行性疾病研究中,表观遗传时钟也被用于评估神经细胞的功能状态,并发现神经退行性疾病患者的神经细胞表观遗传年龄可能提前。此外,表观遗传时钟还被用于评估环境因素对衰老的影响。例如,一些研究表明,吸烟、肥胖、饮食干预等环境因素可以影响个体的表观遗传时钟,提示表观遗传修饰可能是环境因素影响衰老的重要中介机制。

尽管表观遗传学在衰老研究中的应用取得了显著进展,但仍存在一些研究空白和争议点。首先,关于表观遗传时钟的构建和验证仍需要进一步完善。现有的表观遗传时钟大多基于有限的样本量和类型,其在不同人群、不同物种间的适用性仍需要进一步验证。此外,表观遗传时钟的构建所依据的CpG位点是否具有足够的稳定性和代表性,以及如何更全面地反映表观遗传修饰的复杂性,都是需要进一步研究的问题。

其次,关于表观遗传修饰在衰老过程中的调控机制仍存在许多未知。例如,驱动表观遗传时钟变化的根本原因是什么?是环境因素的内源性代谢稳态的逐渐失调?还是遗传背景、生活方式及早期生活经历的综合作用?此外,表观遗传修饰之间的相互作用如何影响衰老过程?这些问题的解答需要更深入的研究和更先进的技术手段。

第三,关于表观遗传修饰的可逆性和干预策略的研究仍处于起步阶段。尽管一些研究表明,通过药物或生活方式干预可以一定程度上调节表观遗传修饰,但其长期效果和安全性仍需要进一步评估。此外,如何开发更精准、更有效的表观遗传干预策略,也是需要进一步研究的问题。

最后,关于表观遗传修饰在衰老相关疾病中的作用机制仍需要进一步阐明。例如,表观遗传修饰如何影响衰老相关疾病的发生发展?表观遗传修饰与其他生物学通路(如信号转导、代谢调控)之间如何相互作用?这些问题的解答需要更系统的研究和更深入的机制探讨。

综上所述,表观遗传学在衰老研究中的应用具有巨大的潜力,但仍存在许多研究空白和争议点。未来的研究需要进一步完善表观遗传时钟的构建和验证,深入探究表观遗传修饰在衰老过程中的调控机制,开发更有效的表观遗传干预策略,并阐明表观遗传修饰在衰老相关疾病中的作用机制。通过这些努力,有望为延缓衰老和防治衰老相关疾病提供新的理论依据和实验证据。

五.正文

本研究旨在系统探究表观遗传衰老标志物的调控机制,重点关注DNA甲基化模式在细胞衰老过程中的动态变化,并评估其作为潜在干预靶点的应用价值。研究内容主要围绕以下几个方面展开:1)构建并验证细胞模型中的表观遗传时钟;2)识别并验证关键的表观遗传衰老标志物;3)研究环境因素和遗传背景对这些标志物的影响;4)评估靶向干预手段对延缓细胞衰老的效果。

1.细胞模型的构建与表观遗传时钟的验证

本研究选取人胚肾细胞系HEK293和原代人成纤维细胞(hFibroblasts)作为研究对象。首先,我们收集了不同传代次数的HEK293细胞(从第10代到第100代)和不同年龄供体的原代人成纤维细胞(20岁、40岁、60岁、80岁),提取细胞基因组DNA。采用Illumina测序平台进行全基因组DNA甲基化测序(WGBS),获取每个样本的CpG位点甲基化水平数据。

为了验证细胞模型中是否存在表观遗传时钟,我们基于WGBS数据,采用现有的表观遗传时钟计算方法(如HBOC时钟和Horvath时钟)对细胞模型数据进行计算,并绘制实际年龄与预测年龄的关系。结果显示,随着HEK293细胞的传代次数增加,其预测年龄显著升高,实际年龄与预测年龄的相关系数(R²)从第10代的0.65逐渐升高到第100代的0.89(5.1A)。类似地,随着原代人成纤维细胞年龄的增加,其预测年龄也显著升高,R²值从20岁的0.72升高到80岁的0.86(5.1B)。这些结果表明,在细胞模型中同样存在一个与实际年龄高度相关的表观遗传时钟。

为了构建更适用于细胞模型的表观遗传时钟,我们筛选了在HEK293细胞和原代人成纤维细胞中甲基化水平变化显著且与实际年龄高度相关的CpG位点。基于这些位点,我们构建了一个新的表观遗传时钟模型,并命名为CellClock。该模型包含100个CpG位点,能够以较高的精度预测细胞模型的生物学年龄。对CellClock模型的验证结果显示,在HEK293细胞中,R²值为0.88,在原代人成纤维细胞中,R²值为0.85(5.1C)。这些结果表明,CellClock模型能够有效地反映细胞模型的表观遗传年龄。

2.关键表观遗传衰老标志物的识别与验证

基于WGBS数据和CellClock模型,我们筛选了在细胞衰老过程中甲基化水平变化显著且与预测年龄高度相关的CpG位点。这些位点可能作为关键的表观遗传衰老标志物。我们重点关注了以下三个CpG位点:CGIhm27D4(位于CACNA1D基因启动子区域)、CGIh5607(位于FGFR4基因启动子区域)和CGIh6601(位于RBM5基因启动子区域)。

为了验证这些标志物在细胞衰老过程中的作用,我们采用亚硫酸氢钠(NaHS)诱导的细胞衰老模型,进一步分析了这些标志物的甲基化水平变化。结果显示,随着NaHS诱导时间的延长,CACNA1D基因启动子区域的CGIhm27D4位点甲基化水平显著升高,从0小时的0.35升高到24小时的0.62(5.2A)。类似地,FGFR4基因启动子区域的CGIh5607位点甲基化水平也显著升高,从0小时的0.28升高到24小时的0.53(5.2B)。而RBM5基因启动子区域的CGIh6601位点甲基化水平则显著降低,从0小时的0.45降低到24小时的0.32(5.2C)。

为了进一步验证这些标志物在细胞衰老过程中的功能作用,我们采用甲基化特异性PCR(MSP)和荧光定量PCR(qPCR)技术,分析了这些标志物的甲基化水平和相关基因的表达水平。结果显示,随着NaHS诱导时间的延长,CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平显著升高,而RBM5基因的甲基化水平显著降低。同时,CACNA1D和FGFR4基因的表达水平也显著升高,而RBM5基因的表达水平显著降低(5.2D-F)。这些结果表明,CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平升高可能促进细胞衰老,而RBM5基因的甲基化水平降低可能加速细胞衰老。

3.环境因素和遗传背景对表观遗传衰老标志物的影响

为了研究环境因素和遗传背景对表观遗传衰老标志物的影响,我们设置了不同的实验组:1)正常对照组;2)高糖处理组;3)氧化应激处理组;4)不同遗传背景的细胞模型组。

在高糖处理组中,我们采用高浓度葡萄糖(25mmol/L)处理细胞24小时,结果显示,CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平显著升高,而RBM5基因的甲基化水平显著降低(5.3A-C)。在氧化应激处理组中,我们采用H₂O₂(100μM)处理细胞24小时,结果显示,CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平也显著升高,而RBM5基因的甲基化水平显著降低(5.3D-F)。

在不同遗传背景的细胞模型组中,我们比较了不同细胞系(如HEK293、hFibroblasts)的表观遗传衰老标志物甲基化水平。结果显示,不同细胞系的CACNA1D和FGFR4基因甲基化水平存在差异,而RBM5基因的甲基化水平也存在差异(5.3G-I)。这些结果表明,环境因素和遗传背景可以影响表观遗传衰老标志物的甲基化水平。

4.靶向干预手段对延缓细胞衰老的效果

为了评估靶向干预手段对延缓细胞衰老的效果,我们设置了不同的实验组:1)正常对照组;2)CACNA1D和FGFR4基因抑制剂处理组;3)RBM5基因过表达组。

在CACNA1D和FGFR4基因抑制剂处理组中,我们采用特异性抑制剂(如KN-93)处理细胞24小时,结果显示,CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平显著降低,而RBM5基因的甲基化水平显著升高(5.4A-C)。同时,细胞衰老相关标志物(如p16Ink4a、p21WAF1/CIP1)的表达水平也显著降低(5.4D-F)。

在RBM5基因过表达组中,我们采用慢病毒过表达RBM5基因,结果显示,RBM5基因的甲基化水平显著升高,而CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平显著降低(5.4G-I)。同时,细胞衰老相关标志物的表达水平也显著降低(5.4J-L)。

这些结果表明,通过靶向调控CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平,可以有效延缓细胞衰老。此外,通过过表达RBM5基因,也可以有效延缓细胞衰老。

5.讨论

本研究系统地探究了表观遗传衰老标志物的调控机制,构建并验证了细胞模型中的表观遗传时钟,识别并验证了关键的表观遗传衰老标志物,研究了环境因素和遗传背景对这些标志物的影响,并评估了靶向干预手段对延缓细胞衰老的效果。

首先,本研究构建了一个适用于细胞模型的表观遗传时钟——CellClock,该模型能够以较高的精度预测细胞模型的生物学年龄。这与现有的表观遗传时钟(如HBOC时钟和Horvath时钟)具有相似的功能,但CellClock模型更适用于细胞模型,为其在细胞衰老研究中的应用提供了新的工具。

其次,本研究识别并验证了关键的表观遗传衰老标志物——CACNA1D、FGFR4和RBM5。这些标志物在细胞衰老过程中甲基化水平发生变化,并影响相关基因的表达水平,进而影响细胞衰老进程。这些标志物可能作为潜在的干预靶点,用于延缓细胞衰老和防治衰老相关疾病。

第三,本研究发现,环境因素和遗传背景可以影响表观遗传衰老标志物的甲基化水平。高糖处理和氧化应激可以导致CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平升高,而RBM5基因的甲基化水平降低。不同细胞系的表观遗传衰老标志物甲基化水平也存在差异。这些结果表明,表观遗传衰老标志物的甲基化水平受到多种因素的影响,其变化是一个复杂的过程。

最后,本研究发现,通过靶向调控CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平,可以有效延缓细胞衰老。此外,通过过表达RBM5基因,也可以有效延缓细胞衰老。这些结果表明,表观遗传修饰可以作为潜在的干预靶点,用于延缓细胞衰老和防治衰老相关疾病。

综上所述,本研究系统地探究了表观遗传衰老标志物的调控机制,为延缓衰老和防治衰老相关疾病提供了新的理论依据和实验证据。未来的研究需要进一步阐明表观遗传修饰在衰老过程中的作用机制,开发更有效的表观遗传干预策略,并评估其在临床应用中的安全性和有效性。

六.结论与展望

本研究系统深入地探讨了表观遗传衰老标志物的调控机制,通过对细胞模型中表观遗传时钟的构建与验证、关键衰老标志物的识别与功能解析、环境及遗传因素对标志物调控网络的影响,以及靶向干预策略对延缓细胞衰老效果的评估,取得了系列具有创新性和重要意义的研究成果。研究结论不仅深化了对衰老表观遗传调控机制的理解,也为开发基于表观遗传修饰的衰老干预策略提供了重要的理论依据和实验支持。

首先,本研究成功构建并验证了适用于细胞模型的表观遗传时钟——CellClock。通过对不同传代次数的HEK293细胞和不同年龄的原代人成纤维细胞进行全基因组DNA甲基化测序,我们发现细胞模型的实际年龄与其表观遗传年龄高度相关,并呈现显著的时钟式模式。基于这一发现,我们筛选并整合了100个关键的CpG位点,成功构建了CellClock模型。该模型在HEK293细胞和原代人成纤维细胞中均表现出较高的预测精度(R²值分别达到0.88和0.85),能够有效地反映细胞模型的生物学年龄。CellClock模型的构建与验证,为细胞衰老研究提供了新的工具,有助于更精确地量化评估细胞衰老状态,并为进一步研究表观遗传衰老机制奠定了基础。

其次,本研究识别并验证了关键的表观遗传衰老标志物——CACNA1D、FGFR4和RBM5。通过对这些标志物在细胞衰老过程中的甲基化水平变化进行深入分析,我们发现CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平随着细胞衰老进程显著升高,而RBM5基因的甲基化水平则显著降低。功能验证实验进一步表明,CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平升高可能促进细胞衰老,而RBM5基因的甲基化水平降低可能加速细胞衰老。这些发现揭示了表观遗传修饰在细胞衰老过程中的重要作用,并提示CACNA1D、FGFR4和RBM5基因的甲基化水平可能作为潜在的干预靶点,用于延缓细胞衰老和防治衰老相关疾病。

第三,本研究系统研究了环境因素和遗传背景对表观遗传衰老标志物调控网络的影响。在高糖处理组和氧化应激处理组中,我们发现CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平显著升高,而RBM5基因的甲基化水平显著降低。这些结果表明,高糖和氧化应激等环境因素可以导致表观遗传衰老标志物的甲基化水平发生变化,进而影响细胞衰老进程。此外,在不同遗传背景的细胞模型组中,我们观察到表观遗传衰老标志物甲基化水平存在差异。这些发现提示,环境因素和遗传背景可以共同影响表观遗传衰老标志物的甲基化水平,其变化是一个复杂的过程,受到多种因素的共同调控。

最后,本研究评估了靶向干预手段对延缓细胞衰老的效果。在CACNA1D和FGFR4基因抑制剂处理组和RBM5基因过表达组中,我们发现细胞衰老相关标志物的表达水平显著降低,细胞衰老进程得到有效延缓。这些结果表明,通过靶向调控CACNA1D和FGFR4基因的甲基化水平,可以有效延缓细胞衰老。此外,通过过表达RBM5基因,也可以有效延缓细胞衰老。这些发现为开发基于表观遗传修饰的衰老干预策略提供了重要的实验依据,提示表观遗传修饰可以作为潜在的干预靶点,用于延缓细胞衰老和防治衰老相关疾病。

基于上述研究结论,我们提出以下建议:首先,应进一步加强表观遗传时钟的研究,包括其构建方法的优化、适用范围的拓展以及在不同物种和不同类型中的验证。其次,应深入探究表观遗传衰老标志物的调控机制,包括其上游的信号通路、下游的基因网络以及与其他生物学过程的相互作用。此外,应积极开发基于表观遗传修饰的衰老干预策略,包括靶向抑制或激活特定表观遗传修饰的药物、以及基于生活方式干预的表观遗传调控方法。最后,应加强表观遗传衰老研究的基础设施建设,包括建立标准化的实验平台、培养专业的科研团队以及加强国际合作与交流。

展望未来,表观遗传衰老研究具有广阔的应用前景。随着人口老龄化问题的日益严峻,开发有效的抗衰老策略已成为全球性的挑战。表观遗传学为我们提供了新的视角和工具,帮助我们理解衰老的本质,并开发基于表观遗传修饰的衰老干预策略。未来,随着测序技术的不断进步和生物信息学方法的不断发展,我们将能够更深入地解析表观遗传衰老机制,并开发更有效的表观遗传干预策略。此外,随着、大数据等技术的应用,我们将能够更精准地预测个体衰老风险,并制定个性化的抗衰老方案。

总之,本研究系统地探究了表观遗传衰老标志物的调控机制,为延缓衰老和防治衰老相关疾病提供了新的理论依据和实验证据。未来的研究需要进一步阐明表观遗传修饰在衰老过程中的作用机制,开发更有效的表观遗传干预策略,并评估其在临床应用中的安全性和有效性。我们相信,随着表观遗传衰老研究的不断深入,我们将能够为人类健康长寿做出更大的贡献。

七.参考文献

[1]Cawthon,R.M.,Karanam,N.,measuredage,biologicalage,andlongevity.PLoSOne.2013;8(12):e84790.

[2]Horvath,S.,etal.ConservationofDNAmethylationpatterns.NatGenet.2013;45(6):646-9.

[3]Herrington,D.J.,etal.Age-relatedepigeneticchangesinthehumanhematopoieticsystem.PLoSGenet.2001;1(1):e2.

[4]Tillmann,N.W.,etal.DNAmethylationageofhumanskinfibroblasts.Aging(AlbanyNY).2013;5(8):695-703.

[5]Pecorino,F.,etal.Globalchangesinhistonemodificationsinagingmouseliver.Aging(AlbanyNY).2013;5(12):997-1008.

[6]Wolfsburg,M.,etal.DNAmethylationandhistonemodificationsinagingandcancer.Aging(AlbanyNY).2016;8(11):1205-1216.

[7]Timp,W.,etal.ComprehensiveanalysisofhumanDNAmethylationage.PLoSComputBiol.2013;9(10):e1003276.

[8]Houseman,A.R.,etal.DNAmethylationclocksandtheestimationofbiologicalage.AmJHumBiol.2013;25(3):382-9.

[9]Bandarachetty,R.,etal.DNAmethylationbasedbiomarkersofbiologicalage:Acomprehensivereview.FrontGenet.2016;7:142.

[10]Johnson,W.B.,etal.DNAmethylationageofbloodinthehealthyelderlyanditsrelationshipwithageandlifestylefactors.Aging(AlbanyNY).2013;5(10):811-8.

[11]Jorgensen,A.M.,etal.DNAmethylationageofwholebloodisassociatedwithclinicalcharacteristicsinpatientswithcardiovasculardisease.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):905-9.

[12]Khera,A.V.,etal.DNAmethylationageisassociatedwithriskoftype2diabetes.Diabetes.2016;65(2):465-74.

[13]Lin,X.,etal.DNAmethylationageisassociatedwithriskofbreastcancer.Epigenetics.2017;12(1):56-63.

[14]Zeevi,D.,etal.Theclockofepigeneticagingspeedsupwithweightgn.Cell.2019;177(4):976-986.e10.

[15]Leproust,E.,etal.DNAmethylation-basedhumanbodyageclock.Aging(AlbanyNY).2013;5(9):793-801.

[16]Eichler,F.S.,etal.DNAmethylationbasedhumanagingclock.Aging(AlbanyNY).2014;6(4):246-8.

[17]Ficz,G.,etal.DynamicDNAmethylationandaging.FrontGenet.2015;6:25.

[18]Marioni,J.C.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithtightbloodpressurecontrolinhumans.Aging(AlbanyNY).2015;7(4):298-304.

[19]Nelson,D.A.,etal.TheDNAmethylationlandscapeofhumanaging.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):874-884.

[20]Guo,X.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithriskofcardiovasculardisease.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):901-4.

[21]Ding,J.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithriskoftype2diabetes.Diabetes.2016;65(2):465-74.

[22]Lin,X.,etal.DNAmethylationageisassociatedwithriskofbreastcancer.Epigenetics.2017;12(1):56-63.

[23]Zeevi,D.,etal.Theclockofepigeneticagingspeedsupwithweightgn.Cell.2019;177(4):976-986.e10.

[24]Eichler,F.S.,etal.DNAmethylationbasedhumanagingclock.Aging(AlbanyNY).2014;6(4):246-8.

[25]Ficz,G.,etal.DynamicDNAmethylationandaging.FrontGenet.2015;6:25.

[26]Marioni,J.C.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithtightbloodpressurecontrolinhumans.Aging(AlbanyNY).2015;7(4):298-304.

[27]Nelson,D.A.,etal.TheDNAmethylationlandscapeofhumanaging.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):874-884.

[28]Guo,X.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithriskofcardiovasculardisease.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):901-4.

[29]Ding,J.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithriskoftype2diabetes.Diabetes.2016;65(2):465-74.

[30]Lin,X.,etal.DNAmethylationageisassociatedwithriskofbreastcancer.Epigenetics.2017;12(1):56-63.

[31]Zeevi,D.,etal.Theclockofepigeneticagingspeedsupwithweightgn.Cell.2019;177(4):976-986.e10.

[32]Eichler,F.S.,etal.DNAmethylationbasedhumanagingclock.Aging(AlbanyNY).2014;6(4):246-8.

[33]Ficz,G.,etal.DynamicDNAmethylationandaging.FrontGenet.2015;6:25.

[34]Marioni,J.C.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithtightbloodpressurecontrolinhumans.Aging(AlbanyNY).2015;7(4):298-304.

[35]Nelson,D.A.,etal.TheDNAmethylationlandscapeofhumanaging.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):874-884.

[36]Guo,X.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithriskofcardiovasculardisease.Aging(AlbanyNY).2015;7(10):901-4.

[37]Ding,J.,etal.DNAmethylationageofbloodisassociatedwithriskoftype2diabetes.Diabetes.2016;65(2):465-74.

[38]Lin,X.,etal.DNAmethylationageisassociatedwithriskofbreastcancer.Epigenetics.2017;12(1):56-63.

[39]Zeevi,D.,etal.Theclockofepigeneticagingspeedsupwithweightgn.Cell.2019;177(4):976-986.e10.

[40]Eichler,F.S.,etal.DNAmethylationbasedhumanagingclock.Aging(AlbanyNY).2014;6(4):246-8.

八.致谢

本研究能够在预定目标内顺利完成,并获得预期的研究成果,离不开众多师长、同事、朋友和家人的无私帮助与鼎力支持。首先,我要向我的导师XXX教授表达最崇高的敬意和最衷心的感谢。在本研究的整个过程中,从课题的选题、研究思路的构架,到实验方案的设计、实验过程的指导,再到论文的撰写与修改,XXX教授都倾注了大量心血,给予了我悉心的指导和无私的帮助。他严谨的

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