2018实验动物实验课件

实验一小鼠的基本实验操作2023最新整理收集do

something一、实验目的1、通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死等。2、熟悉小鼠的解剖结构。二、实验动物昆明小鼠1只/人三、实验用品1ml注射器、1000ml烧杯、手术剪、镊子、止血钳、小鼠固定器、灌胃针、棉球、蜡盘四、试剂：

75%酒精、生理盐水、乙醚五、实验步骤4小鼠的观察、抓取与固定性别的判定小鼠的给药操作（灌胃、注射等）小鼠的采血操作麻醉处死健康动物首先看外观：体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，反应行动灵活。有无明显疾病症状体重、年龄小鼠4周龄体重约为18-20g。5抓取：习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠尾中部或基部抓住(不可抓尾尖)，并提起或放在左手上。1、抓取和固定：先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉。固定

在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤。将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。注意点：抓取小鼠时动作要迅速，要轻防止被小鼠转过头咬，抓其颈后皮肤要多如果被咬，应立即挤出血液，清水冲洗2、性别的判定未成熟鼠：生殖器发育不明显，肛门与生殖器之间的距离来区分。远——♂、近——♀。成年鼠：雄性卧位可见睾丸，雌性可见腹部有5对乳头。113、小鼠的给药操作注意事项：抓取老鼠时应是鼠成竖直线灌胃成功时，所遇阻力较小。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。一般灌胃针插入小鼠为3cm灌胃时注意胃容量：常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml（1）灌胃左手固定小鼠使其头部向上，右手持灌胃器。头后仰使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿一侧口角进针，紧贴咽后壁慢慢插入食道滑入动物的胃内，进针2/3后灌生理盐水0.5ml。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45-50℃的温水浸润几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。（2）小鼠尾静脉注射（给药方法之二）（2）小鼠尾静脉注射（给药方法之二）

将尾部向左或向右拧90º，使一侧尾静脉朝上；用无名指从下面托起尾巴，以拇指和小指夹住尾部的末梢右手持5号针头的注射器，使针头与静脉平行(小于30º)，从鼠尾巴下1／4（约距尾尖2～3cm）处进针仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血。如需反复注射，应尽可能从尾尖部开始，以后向尾根部方向移动注射。（3）腹腔注射给药

一只手抓取和固定动物，腹部向上，应尽量使动物头处于低位在下腹部腹白线稍向左或向右的位置，沿45℃角斜向进针穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。（4）皮下注射选小鼠颈背部的皮下。常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。针头刺入皮下,，针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。4、采血（1）剪尾采血：需血量很少时常用本法。固定动物，用酒精棉球消毒尾部；用剪刀剪去尾尖约1—2mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。采血结束后，消毒、止血。小鼠可每次采血约0.1ml。（2）眼眶后静脉丛采血：一人徒手固定小鼠于桌面上，使眼球充分向外突出。另一人将注射器针头从内眼角位置插入眼球和眼眶之间，进针约0.5cm（1ml注射器），慢慢抽动针管采血。注意要将小鼠固定好，防止其头动。小鼠每次0.2-0.3ml穿刺前，碘伏消毒眼周皮毛，左手固定小鼠，右手穿刺。固定小鼠的方式如照片所示：应让眼球凸出，这样才能保证在穿刺时不会使小鼠致盲，同时达到压迫阻止静脉回流的目的。事先准备好毛细玻璃管（用手折断，我个人习惯用4厘米长左右的），玻璃管平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内，此时左手微微顺时针旋转，使小鼠头部相对位置微向右下偏转，即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方向的，这样做可进一步避免小鼠失明。如上操作时，右手及毛细管保持不动。当小鼠头部位置调整妥当时，毛细玻璃管刺入，这个动作应稳且迅速。一般情况下，即会有血液流出，此时可快速拧搓毛细管，进一步破坏内眦静脉丛，加快出血速度。如出血速度满意，最好计数出血小滴数目，从我个人经验来讲，20g左右的小鼠16-20小滴血的出血量（0.4-0.5毫升）不会危及小鼠生命。出血时右手提拉小鼠尾部，使得小鼠身体呈头低臀高位，促进躯干循环血液回流入心脏加大出血。采血完毕，拔除毛细管，清洁棉球压迫眼部片刻，碘伏消毒眼部。然后可给予5%葡萄糖注射液0.6毫升腹腔注射，这样可提高穿刺失血后小鼠的存活率。此剂量麻醉的小鼠一般在麻醉2小时后可清醒，3小时后基本达到麻醉前的状态。可喂食一定量的瓜子，加强动物营养，体现动物福利的伦理原则。将EP管室温放置2小时左右，3800rpm10min离心，0.4-0.5ml血液可分离出血清150-250微升，适用于同一样本多次采血，拟使用ELISA或敏感的化学发光法检测的指标。可得到0.6～1ml的血量（3）摘眼球采血：（4）断头采血：可得到0.8-1.2ml的血量。实验者戴上棉手套，用左手抓紧鼠颈部位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头，立即将动物颈朝下，提起动物，血液可流入已准备好的容器中。（5）心脏取血：动物仰卧固定于鼠板上用剪刀将心前区毛剪去，用碘酒、酒精消毒此处皮肤在左侧第3～4肋间用左手食指摸到心搏右手持连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺当针头正确刺入心脏时，鼠血由于心脏跳动的力量，血自然进入注射器。麻醉缸制作：取干棉花以乙醚浸湿，然后放入广口瓶底部，再铺一层棉花作铺垫，盖主盖子。麻醉：抓住小鼠尾巴提起，迅速放入麻醉缸内，观察小鼠心跳减弱，被麻醉后迅速取出，放于实验台上等待苏醒。记录好麻醉时间以及苏醒时间。适用于各种动物的麻醉，简单安全，可随时调节麻醉深度。

5、麻醉乙醚吸入麻醉

6、处死（1）颈椎脱臼处死法7、小鼠的解剖将处死的小白鼠腹面向上固定于蜡盘中。用棉球蘸水擦湿腹中线上的毛，然后用镊子在外生殖器稍前处提起皮肤，沿腹中线向前剪开皮肤，直至下颌底；再从四肢内侧横向剪开皮肤；分离肌肉和皮肤，将皮肤展开用大头针固定。沿腹中线剪开腹壁，沿胸骨两侧剪断肋骨，除去胸骨，将肌肉向两侧展开用大头针固定，沿边缘剪开横隔膜及第一肋骨和下颌之间的肌肉，原位观察胸腔和腹腔内各器官的位置。4叶肝脏实验时请不要戏弄动物、防止被动物咬伤，防止动物逃逸，遵循3R原则。抓取与操作动物时小心不要被咬伤，如果被咬伤需立即用清水冲洗并用碘酒消毒。抓取动物时用力要恰当,防止动物窒息死亡。注射器不用时要盖上盖子，不要被扎伤。实验结束后请把器械清洗干净，整理齐全。实验动物在做完所有操作后才进行处死，处死后的动物不要与其他垃圾混合丢弃，放入专门的尸体袋中。实验二大鼠的基本实验操作一、实验目的1、掌握大鼠的一般操作方法，包括大鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血、麻醉、处死。2、熟悉大鼠的解剖结构。二、实验动物SD大鼠1只/2人三、实验用品1ml注射器、1000ml烧杯、手术剪、镊子、止血钳、大鼠固定器、灌胃针、棉球、蜡盘四、试剂：

75%酒精、生理盐水、乙醚先用右手抓取大鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉。在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住大鼠的两耳和颈部皮肤五、实验步骤1、抓取和固定：注意事项：鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防护手套以防咬伤。抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。2、性别鉴定（同小鼠）：观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。3、给药方法（1）、灌胃：

左手抓取大鼠固定后，双下肢及尾部另请一人协助（或一人固定，另一人灌胃）。右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，顺利进针约5cm，后灌生理盐水0.5ml。剂量：0.01—0.02ml/g体重。（2）、腹腔注射（同小鼠）：（3）、肌肉注射：大鼠下肢肌肉发达，可在大腿外侧进行肌肉注射（4）、尾静脉注射（同小鼠）：（5）、皮下注射：同小鼠。一人徒手固定，另一人注射。4、采血（1）剪尾采血：需血量很少时常用本法。动物固定后，用酒精棉球消毒尾部，用剪刀剪去尾尖约3—5mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。采血结束后，消毒、止血.小鼠可每次采血约0.3-0.5ml。（2）眼眶后静脉丛采血：大鼠每次0.4-0.6ml（3）断头采血：

可得到5-10ml的血量。（4）心脏取血：可得到0.8-1.2ml的血量。

5、麻醉乙醚吸入麻醉

6、处死颈椎脱臼处死法7、大鼠的解剖

首先认识腹腔各个脏器的结构和位置然后摘除各个脏器。摘除顺序如下：（1）胰腺；（2）脾脏；（3）胃肠；（4）肝脏；（5）泌尿系统；（6）生殖系统。打开胸腔，辨认脏器：胸腺心脏肺脏气管甲状腺按顺序摘除各脏器：（1）胸腺；（2）心脏；（3）肺脏。打开颈部，摘除甲状腺：（1）用剪刀或手术刀在颈部皮肤正中线上切开，可见到皮肤下面的一对颌下腺及连在其上方的淋巴节，用镊子将其左右分开。（2）颌下腺左右分开后暴露出肌层，将肌肉纵向分开，即可见到气管及附着在气管上的1对甲状腺。（3）用镊子将甲状腺峡部左右分开，从气管上剥离甲状腺，摘除两侧的甲状腺。实验三家兔的一般操作技术一、目的和要求1、通过实际操作，基本掌握兔的抓取和保定、性别鉴定、耳缘静脉采血注射、解剖、处死等操作技术。2、熟悉家兔的解剖结构。二、实验动物家兔，1只/4人三、实验基本步骤：（一）抓取和保定按住兔子的双耳和颈背部。一只手抓住兔子双耳和颈背部的毛皮提起。然后另一只手托其臀部，让其体重的大部分集中在这一只手上。打开固定盒上盖，将家兔放人盒内，用右手抓兔双耳，将兔颈部置于固定盒卡口处，左手按平家兔脊背部，并迅速盖上上盖。盒式固定适用于兔耳采血、耳静脉注射等操作。兔盒式固定法徒手固定：

将兔置于实验台上，待兔安静后，双手各抓一侧兔前肢，肘部夹住兔后肢后向胸腹部靠拢，展开兔前肢，暴露兔胸部。（二）、性别鉴定（三）、给药1、灌胃2、耳缘静脉注射(1)将兔放在铁盘内背位固定(2)把注射部位的被毛拔掉，酒精消毒并揉搓血管，使兔的耳缘静脉充盈。(3)用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳廓下作垫。(4)右手拿注射器，针尖的开口朝上，将针头从远心端顺血流方向插入血管，拇指固定针头，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。

2、耳缘静脉注射耳缘静脉注射要点：（四）、活体采血1、耳缘静脉采血可反复采血，每次5～10ml。注意：逆静脉血流刺入血管，采血部位应从耳缘静脉近心端开始，以便沿耳缘静脉离心方向多次穿刺采血。2、耳中央动脉采血可反复采血，每次10～15ml。注意：逆动脉血流刺入血管，采血部位应从动脉血管的远心端开始，以便沿动脉向心方向多次穿刺采血3、心脏采血将兔仰卧固定，在左侧胸部心脏部位去毛，消毒。左手触摸第3～4肋间，选择心跳明显处穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处将注射针头插入第3～4肋问隙。当针头正确刺入心脏时，由于心搏的力量，血自然进入注射器。采血中回血不好或动物躁动时应拔出注射器，重新确认后再次穿刺采血。经6～7天后，可以重复进行心脏采血。一次可采血20~25ml。（五）、处死向耳缘静脉注入10-20ml空气，造成气栓阻断血液循环而使兔迅速死亡。

空气栓塞法（六）、解剖湿毛：用少量水由泄殖腔孔至颈部浸湿腹部中间的兔毛，用剪毛剪沿腹中线剪去外生殖器前至下颌的毛。用解剖刀沿腹面正中偏左由前向后划开皮肤，左右分离，暴露腹部肌肉；用解剖刀与解剖剪划开腹部肌肉，至胸部；用骨钳剪断胸骨及肋骨，进而打开胸腔暴露内脏器官。按以下顺序观察：腺体、消化系统、呼吸系统、循环系统、生殖系统。观察各个脏器后，观察：门齿（3对）胸腔（与其他动物不同，中部纵膈将胸腔分为左右两室，互不相通，开胸后打开心包暴露心脏进行实验操作时动物不需作人工呼吸）、圆小囊（较黄、壁厚、在回肠和盲肠连接处）。雌性兔的子宫（双子宫，2个子宫开口于单一的阴道）。实验四豚鼠的一般操作技术一、目的和要求1、通过实际操作，基本掌握豚鼠的抓取和保定、性别鉴定、给药、采血、解剖、处死等操作技术。2、熟悉豚鼠的解剖结构。二、实验动物豚鼠，1只/8人三、实验基本步骤：（一）抓取和保定豚鼠性情温顺，胆小易惊，不会咬人。抓取时应注意防止被其脚趾抓伤，所以必须稳、准、迅速。1、一般抓取方法是：待豚鼠平静时，先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部。先用手掌迅速扣住鼠背。抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，中指和无名指轻轻扣住胸廓。抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，

中指和无名指轻轻扣住胸廓。或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部