实验动物学繁殖技术操作规程

实验动物学繁殖技术操作规程一、概述

实验动物学繁殖技术操作规程是保障实验动物繁殖质量、提高繁殖效率、确保实验动物遗传稳定性的重要技术规范。本规程旨在指导实验动物繁殖过程中的各项操作，包括准备阶段、执行阶段和后续管理，以确保实验结果的准确性和可重复性。规程内容涵盖设备准备、动物选择、配种管理、妊娠监测、后代处理等关键环节，适用于各类实验动物（如小鼠、大鼠、兔子等）的繁殖研究。

二、操作准备

（一）设备与环境准备

1.确认繁殖设备（如饲养笼、配种笼、妊娠笼）清洁、消毒合格，并符合实验动物饲养标准。

2.检查环境温度（18–24℃）、湿度（40–60%）和光照周期（12小时明暗交替），确保符合动物生长需求。

3.准备必要的辅助工具，包括记录表格、称重设备、麻醉药品（如异氟烷）、输精管等。

（二）动物选择与健康检查

1.选择成年健康实验动物，雌性体重不低于体型的标准范围（如小鼠250–300g，大鼠350–400g）。

2.检查动物外观（毛发光滑、无脱毛、无皮肤病）、行为（活跃、无异常动作）和生理指标（心率、呼吸正常）。

3.进行检疫隔离，确保动物无传染性疾病（如沙门氏菌、支原体感染）。

（三）配种前准备

1.雌性动物需进行发情鉴定，常用方法包括观察阴部红肿程度、行为活跃度（如接受爬跨）或阴道涂片检查（出现核固缩细胞）。

2.雄性动物需评估性成熟度，通常以睾丸完全下降、精液质量合格为标准。

3.记录动物基本信息（编号、品种、出生日期、遗传背景），建立繁殖档案。

三、繁殖操作流程

（一）自然繁殖

1.将发情雌雄动物按1:1比例放入配种笼，确保雄性优先交配。

2.配种后次日检查阴部是否留有精液痕迹，确认受孕。

3.受孕雌性移至妊娠笼，记录配种日期，避免干扰。

（二）人工授精

1.**精液采集与处理**：

(1)用消毒棉球刺激雄性动物阴囊，引导射精。

(2)收集精液，立即置于37℃恒温条件下，混匀后置于显微镜下评估精子活力（≥80%前向运动）。

(3)按需稀释精液（如加入等量稀释液），避免过度稀释影响受孕率。

2.**授精操作**：

(1)用输精管将精液缓慢注入雌性阴道深处（约1–2cm）。

(2)授精后轻抚雌性腹部，防止精液外溢。

(3)记录授精时间与剂量。

（三）妊娠监测

1.配种后第1–2天检查雌性是否受孕（自然繁殖可通过精液痕迹判断，人工授精需结合妊娠试验）。

2.受孕后每日监测雌性体重变化（如妊娠期小鼠体重增加约10–15%）。

3.妊娠期避免剧烈抓取或惊吓，减少流产风险。

四、后代管理与记录

（一）产仔处理

1.产仔前1天更换产仔笼，铺好消毒垫料（如木屑或无尘纸）。

2.产后检查幼仔数量、存活情况，记录初生体重（如小鼠3–5g）。

3.母鼠产后需补充营养（如增加蛋白质饲料），观察哺乳行为。

（二）数据记录与档案更新

1.每日记录繁殖日志，包括配种成功率、产仔数、死胎率、畸形率等关键指标。

2.对后代进行编号、标记（如耳号），建立个体档案。

3.定期汇总数据，分析繁殖效率，优化操作流程。

（三）动物处置

1.仔鼠断奶后按实验需求分组或继续饲养，不合格个体（如畸形、生长迟缓）需及时隔离或安乐死。

2.更换笼具、垫料等用品时需严格消毒，防止交叉感染。

五、注意事项

1.操作全程需佩戴消毒手套，避免人为污染。

2.实验动物应激反应可能影响繁殖结果，需轻柔处理。

3.定期核对动物编号与记录，防止混淆。

4.设备使用后需及时清洁，金属器械需灭菌处理。

一、概述

实验动物学繁殖技术操作规程是保障实验动物繁殖质量、提高繁殖效率、确保实验动物遗传稳定性的重要技术规范。本规程旨在指导实验动物繁殖过程中的各项操作，包括准备阶段、执行阶段和后续管理，以确保实验结果的准确性和可重复性。规程内容涵盖设备准备、动物选择、配种管理、妊娠监测、后代处理等关键环节，适用于各类实验动物（如小鼠、大鼠、兔子等）的繁殖研究。

二、操作准备

（一）设备与环境准备

1.确认繁殖设备（如饲养笼、配种笼、妊娠笼）清洁、消毒合格，并符合实验动物饲养标准。

(1)饲养笼材质需为易清洁、耐腐蚀的塑料或不锈钢，底部设有漏粪板，确保排泄物及时排出。

(2)配种笼需设有隔离栏或隔板，防止雌雄动物在非配种时段接触，同时便于观察交配行为。妊娠笼需空间宽敞，便于母鼠活动，并设有产仔箱（建议使用带盖产仔箱，底部铺有无菌垫料）。

(3)所有笼具需定期消毒，常用消毒剂为70%乙醇溶液或稀释后的次氯酸钠溶液（浓度范围：0.1–0.5%），消毒后需自然风干或烘干。

2.检查环境温度（18–24℃）、湿度（40–60%）和光照周期（12小时明暗交替），确保符合动物生长需求。

(1)温度波动范围应控制在±2℃，避免极端温度影响动物繁殖性能。

(2)湿度过高易滋生霉菌，过低则导致粉尘飞扬，均需及时调节。

(3)光照需模拟自然昼夜节律，避免强光直射笼具，影响动物休息。

3.准备必要的辅助工具，包括记录表格、称重设备、麻醉药品（如异氟烷）、输精管、显微镜、采精假阴道、消毒棉球等。

(1)记录表格需包含动物编号、品种、性别、年龄、体重、配种日期、妊娠期、产仔数等字段。

(2)称重设备应精确到0.1g，定期校准以确保数据准确。

(3)麻醉药品需储存于低温干燥环境，使用前需检查有效期，并按说明书稀释。

（二）动物选择与健康检查

1.选择成年健康实验动物，雌性体重不低于体型的标准范围（如小鼠250–300g，大鼠350–400g）。

(1)体重过轻的动物可能受孕率低，需优先选择体重大于均值2个标准差的个体。

(2)雌性动物需无发情周期紊乱史，雄性动物需精液品质优良（如精子活力≥85%）。

2.检查动物外观（毛发光滑、无脱毛、无皮肤病）、行为（活跃、无异常动作）和生理指标（心率、呼吸正常）。

(1)外观检查需重点观察眼睛、耳朵、鼻子是否健康，有无分泌物。

(2)行为异常（如刻板动作、攻击性过强）可能暗示健康问题，需剔除。

3.进行检疫隔离，确保动物无传染性疾病（如沙门氏菌、支原体感染）。

(1)所有新引进动物需隔离观察至少2周，期间每日监测体温、精神状态。

(2)必要时需采集血液样本检测常见病原体，阴性后方可混群。

（三）配种前准备

1.雌性动物需进行发情鉴定，常用方法包括观察阴部红肿程度、行为活跃度（如接受爬跨）或阴道涂片检查（出现核固缩细胞）。

(1)阴部红肿呈粉红色为最佳配种时机，此时阴道上皮细胞以角化细胞为主。

(2)行为鉴定需观察雌性是否主动接近雄性、发出呜叫等。

2.雄性动物需评估性成熟度，通常以睾丸完全下降、精液质量合格为标准。

(1)睾丸未下降的雄性需延迟配种，或采取手术辅助（如阴囊缝合）。

(2)精液检查需评估精子浓度（≥10^9/mL）、活力（≥80%前向运动）和形态（正常形态率≥95%）。

3.记录动物基本信息（编号、品种、出生日期、遗传背景），建立繁殖档案。

(1)档案需包含所有繁殖相关数据，如近3代繁殖记录、遗传缺陷信息等。

(2)使用条形码标签或RFID芯片进行个体识别，防止信息混淆。

三、繁殖操作流程

（一）自然繁殖

1.将发情雌雄动物按1:1比例放入配种笼，确保雄性优先交配。

(1)配种前需清洁笼具，避免残留食物或气味干扰交配行为。

(2)每日检查配种笼，观察有无交配痕迹（如雄性在雌性后躯尿垫处撒尿）。

2.配种后次日检查阴部是否留有精液痕迹，确认受孕。

(1)精液痕迹呈云雾状，若2–3天未消失则视为受孕。

(2)可结合阴道涂片检查（出现排列成行的精子和角化细胞）。

3.受孕雌性移至妊娠笼，记录配种日期，避免干扰。

(1)妊娠笼需铺足量消毒垫料，防止压伤幼仔。

(2)每日提供新鲜清洁饮水，避免潮湿环境。

（二）人工授精

1.**精液采集与处理**：

(1)用消毒假阴道（套有湿润消毒棉）包裹雄性鼠尾，刺激其射精。

(2)收集精液后立即置于37℃恒温培养皿中，观察液化时间（正常为5–10分钟）。

(3)按需稀释精液（如加入等量稀释液），避免过度稀释影响受孕率。

2.**授精操作**：

(1)用输精管将精液缓慢注入雌性阴道深处（约1–2cm）。

(2)授精后轻抚雌性腹部，防止精液外溢。

(3)记录授精时间与剂量。

（三）妊娠监测

1.配种后第1–2天检查雌性是否受孕（自然繁殖可通过精液痕迹判断，人工授精需结合妊娠试验）。

(1)妊娠试验可用早孕试纸检测尿液中人绒毛膜促性腺激素（hCG），或取血液样本ELISA检测。

2.受孕后每日监测雌性体重变化（如妊娠期小鼠体重增加约10–15%）。

(1)体重增长异常可能暗示营养不良或疾病，需及时调整饲料或就医。

3.妊娠期避免剧烈抓取或惊吓，减少流产风险。

(1)操作需轻柔，避免压迫腹部。妊娠期母鼠可适当增加钙质补充。

四、后代管理与记录

（一）产仔处理

1.产仔前1天更换产仔笼，铺好消毒垫料（如木屑或无尘纸）。

(1)垫料需厚度均匀（5–10cm），避免母鼠压伤幼仔。

(2)产仔箱高度需低于妊娠笼地面，防止幼仔逃出。

2.产后检查幼仔数量、存活情况，记录初生体重（如小鼠3–5g）。

(1)初生体重低于均值2个标准差的幼仔需重点观察。

(2)每日统计死胎数、木乃伊胎数，计算产仔率（活胎数/总产仔数×100%）。

3.母鼠产后需补充营养（如增加蛋白质饲料），观察哺乳行为。

(1)母鼠产仔后需提供丰富蛋白质的食物（如��浆肝粉），避免因饥饿弃仔。

(2)观察母鼠是否舔舐幼仔、将乳头导向幼仔，异常行为需及时干预。

（二）数据记录与档案更新

1.每日记录繁殖日志，包括配种成功率、产仔数、死胎率、畸形率等关键指标。

(1)畸形率统计需记录具体畸形类型（如脊柱弯曲、肢体缺失）。

2.对后代进行编号、标记（如耳号），建立个体档案。

(1)耳号需用专用打号钳，标记清晰且不影响动物健康。

3.定期汇总数据，分析繁殖效率，优化操作流程。

(1)建立Excel数据库，按月统计各项指标，绘制趋势图。

（三）动物处置

1.仔鼠断奶后按实验需求分组或继续饲养，不合格个体（如畸形、生长迟缓）需及时隔离或安乐死。

(1)断奶标准为幼仔可自行进食（如小鼠21天），但早繁实验可适当缩短。

2.更换笼具、垫料等用品时需严格消毒，防止交叉感染。

(1)消毒顺序为：清洗→干燥→消毒→晾干。

五、注意事项

1.操作全程需佩戴消毒手套，避免人为污染。

(1)每次接触动物前后需更换手套，消毒液需定期更换。

2.实验动物应激反应可能影响繁殖结果，需轻柔处理。

(1)操作台需铺设软垫，避免金属器械碰撞。

3.定期核对动物编号与记录，防止混淆。

(1)使用双人核对制度，关键数据需签字确认。

4.设备使用后需及时清洁，金属器械需灭菌处理。

(1)高温灭菌（如121℃灭菌30分钟）适用于金