实验动物学操作手册

实验动物学操作手册###一、实验动物学操作手册概述

实验动物学是研究实验动物的选择、饲养、管理和使用的一门科学，广泛应用于生物医学、药学、毒理学等领域。本手册旨在为科研人员提供标准化的操作指南，确保实验动物的健康、福利，并保证实验结果的准确性和可靠性。手册内容涵盖实验动物的选择、环境控制、日常管理、操作规范及废弃物处理等方面。

###二、实验动物的选择与采购

####（一）实验动物品种与品系的选择

1.根据实验目的选择合适的动物品种，如小鼠、大鼠、豚鼠、兔子等。

2.考虑遗传背景，如近交系、远交系或重组系。

3.参考动物来源，优先选择认证机构提供的健康动物。

####（二）采购流程

1.向供应商索取动物健康证明和遗传背景资料。

2.核对动物年龄、体重等指标是否符合实验要求。

3.确认运输方式，避免动物应激。

###三、实验动物环境控制

####（一）设施要求

1.实验动物房应保持恒温（20±2℃）、恒湿（50±20%）。

2.空气洁净度达到10,000级或更高，防止交叉感染。

3.光照周期控制在12小时明暗交替，避免干扰动物生理节律。

####（二）环境监测

1.定期检测空气微生物、温度、湿度等指标。

2.记录环境数据，确保符合动物福利标准。

3.及时更换垫料，保持笼具清洁。

###四、实验动物的日常管理

####（一）饲养管理

1.按照动物需求提供标准饲料和水，避免霉变或污染。

2.定期检查动物健康状况，如体重、行为、毛发等。

3.发现异常及时隔离并报告。

####（二）健康监测

1.每周进行一次外观检查，记录动物活动情况。

2.定期抽样进行病原检测，如细菌、病毒等。

3.建立动物档案，追踪个体健康变化。

###五、实验操作规范

####（一）操作前准备

1.消毒双手和操作区域，避免污染。

2.准备所需器械，如麻醉剂、注射器等。

3.核对动物信息，确保实验对象正确。

####（二）常用操作步骤

1.**麻醉操作**：

(1)根据动物体重选择麻醉剂量。

(2)缓慢注射麻醉剂，观察动物反应。

(3)术后保持动物温暖，直至恢复。

2.**采血操作**：

(1)选择合适的采血部位，如尾静脉或心脏采血。

(2)使用无菌工具，避免反复穿刺。

(3)采集后立即处理样本，防止凝固。

####（三）操作后处理

1.清理操作区域，消毒废弃物。

2.记录实验数据，包括动物反应和样本信息。

3.对麻醉未完全恢复的动物进行观察。

###六、废弃物处理

####（一）生物废弃物

1.将感染性废弃物放入专用高压灭菌袋。

2.经高压灭菌处理后，按医疗废物规定处理。

3.避免废弃物泄漏，防止环境污染。

####（二）笼具与垫料

1.分类收集笼具和垫料，不可重复使用的直接焚烧。

2.可重复使用的笼具进行清洗消毒。

3.按照环保要求处理废弃物。

###七、动物福利与伦理

####（一）减少动物痛苦

1.优先采用非侵入性实验方法。

2.麻醉和镇痛剂的使用应符合标准剂量。

3.实验结束后进行人道安乐死。

####（二）伦理审查

1.实验方案需通过机构伦理委员会审查。

2.确保实验目的与动物使用比例合理。

3.定期评估实验必要性，避免过度使用。

###八、附录

####（一）常用器械清单

1.注射器（1mL、5mL、10mL）

2.麻醉剂（戊巴比妥、异氟烷）

3.无菌采血管（EDTA、肝素）

4.高压灭菌锅

5.环氧乙烷消毒柜

####（二）记录表格模板

|实验日期|动物编号|品系|体重（g）|环境温度（℃）|操作类型|备注|

|----------|----------|------|-----------|---------------|----------|------|

|2023-10-27|A01|C57BL/6|25|21|采血|尾静脉|无异常|

本手册内容为通用操作规范，具体实验需根据实际情况调整。

###一、实验动物学操作手册概述

实验动物学是研究实验动物的选择、饲养、管理和使用的一门科学，广泛应用于生物医学、药学、毒理学等领域。本手册旨在为科研人员提供标准化的操作指南，确保实验动物的健康、福利，并保证实验结果的准确性和可靠性。手册内容涵盖实验动物的选择、环境控制、日常管理、操作规范及废弃物处理等方面。

###二、实验动物的选择与采购

####（一）实验动物品种与品系的选择

1.根据实验目的选择合适的动物品种，如小鼠、大鼠、豚鼠、兔子等。

-**小鼠**：常用于遗传学、药理学研究，分为近交系（遗传背景纯合）、远交系（遗传背景杂合）和突变系（特定基因缺陷或过表达）。

-**大鼠**：体型较大，适合需要较大样本量的研究，如毒理学、心血管研究。

-**豚鼠**：对某些抗原反应性强，常用于免疫学和皮肤致敏实验。

-**兔子**：皮肤致敏实验常用，也可用于眼毒性测试。

2.考虑遗传背景，如近交系、远交系或重组系。

-**近交系**：如C57BL/6（小鼠），遗传高度纯合，结果重复性好。

-**远交系**：如ICR大鼠，通过多代随机交配获得，遗传多样性高。

-**重组系**：通过基因工程技术构建，具有特定基因缺失或过表达。

3.参考动物来源，优先选择认证机构提供的健康动物。

-美国协会forAnimalHealthAssurance（AAHA）或欧洲动物健康认证（EUPhar/EUReg）认证的供应商。

-获取动物健康监测报告，包括血清学检测（如病毒抗体）、微生物检测（如沙门氏菌、支原体）。

####（二）采购流程

1.向供应商索取动物健康证明和遗传背景资料。

-健康证明需包含检测项目、检测方法和结果。

-遗传背景资料需明确品系、近交系数或遗传图谱。

2.核对动物年龄、体重等指标是否符合实验要求。

-小鼠通常6-8周龄，体重20-25g。

-大鼠8-10周龄，体重250-300g。

3.确认运输方式，避免动物应激。

-使用符合AAALAC（AssociationforAssuranceforAnimalHealth&Care）标准的运输箱，确保通风、保温。

-运输时间尽量缩短，超过4小时需中途休息。

###三、实验动物环境控制

####（一）设施要求

1.实验动物房应保持恒温（20±2℃）、恒湿（50±20%）。

-使用精密空调系统（HVAC），定期校准温度传感器。

-湿度控制通过新风加湿或除湿系统实现。

2.空气洁净度达到10,000级或更高，防止交叉感染。

-使用层流架或IVC（IndividuallyVentilatedCage）系统，确保每只动物独立通风。

-定期检测空气尘埃粒子数和微生物数（如沉降菌、空气菌）。

3.光照周期控制在12小时明暗交替，避免干扰动物生理节律。

-使用无紫外线荧光灯，光照强度均匀，避免阴影。

-光照程序通过定时器自动控制，避免人工干预。

####（二）环境监测

1.定期检测空气微生物、温度、湿度等指标。

-温湿度记录仪每季度校准一次，数据存档至少3年。

-空气微生物检测每月一次，使用撞击式采样器（如RackTopsampler）采集样本。

2.记录环境数据，确保符合动物福利标准。

-建立环境监测日志，包括日期、检测项目、结果和责任人。

-异常数据需立即调查原因并整改。

3.及时更换垫料，保持笼具清洁。

-纸质垫料建议每1-2天更换一次，木屑垫料不超过一周。

-更换时使用消毒湿巾擦拭笼具底部，防止病原体残留。

###四、实验动物的日常管理

####（一）饲养管理

1.按照动物需求提供标准饲料和水，避免霉变或污染。

-使用符合AAFCO（Association-ofAnimalFeedControlOfficials）标准的全价饲料。

-饮用水需经过滤或纯化，使用不锈钢饮水器，每周清洗消毒。

2.定期检查动物健康状况，如体重、行为、毛发等。

-每周称重一次，记录体重变化趋势。

-观察动物行为，如活跃度、进食量、呼吸频率。

-检查毛发是否顺滑，有无脱毛、皮屑。

3.发现异常及时隔离并报告。

-异常包括腹泻、呼吸困难、跛行等。

-隔离动物使用专用笼具，并标记“隔离”字样。

-及时联系兽医进行诊断和治疗。

####（二）健康监测

1.每周进行一次外观检查，记录动物活动情况。

-使用标准化观察表，包括呼吸、粪便、行为等指标。

-记录异常行为，如过度舔毛、蜷缩不动。

2.定期抽样进行病原检测，如细菌、病毒等。

-每季度对存栏动物进行抽样，检测沙门氏菌、支原体等。

-使用PCR或血清学方法检测病毒抗体。

3.建立动物档案，追踪个体健康变化。

-每只动物配备唯一编号，记录出生日期、体重、健康状况等信息。

-档案电子化存储，方便查询和统计。

###五、实验操作规范

####（一）操作前准备

1.消毒双手和操作区域，避免污染。

-使用70%酒精擦拭双手和前臂，穿戴无菌手套。

-操作台面使用消毒液（如聚维酮碘）擦拭。

2.准备所需器械，如麻醉剂、注射器等。

-麻醉剂需现配现用，按说明书稀释。

-注射器需灭菌，使用一次性针头。

3.核对动物信息，确保实验对象正确。

-检查动物编号、品系、体重是否符合实验要求。

-如有疑问，重新核对实验方案和动物档案。

####（二）常用操作步骤

1.**麻醉操作**：

(1)根据动物体重选择麻醉剂量。

-小鼠：戊巴比妥，按50-100mg/kg体重腹腔注射。

-大鼠：异氟烷，吸入浓度1-2%。

(2)缓慢注射麻醉剂，观察动物反应。

-注射速度不超过0.1mL/s，避免动物抽搐。

-观察动物角膜反射、呼吸频率，确认麻醉深度。

(3)术后保持动物温暖，直至恢复。

-使用保温垫，控制温度在30-35℃。

-定时检查呼吸，直至动物自主呼吸恢复。

2.**采血操作**：

(1)选择合适的采血部位，如尾静脉或心脏采血。

-尾静脉采血：需预先热敷尾部，使血管扩张。

-心脏采血：需解剖胸腔，需由经验丰富的操作员执行。

(2)使用无菌工具，避免反复穿刺。

-首次穿刺失败后，需休息30分钟再尝试。

-采血量不超过体重的5%，避免动物脱水。

(3)采集后立即处理样本，防止凝固。

-血液加入抗凝剂（如肝素），混匀后4℃离心。

-分离血浆或血清，-20℃保存。

####（三）操作后处理

1.清理操作区域，消毒废弃物。

-使用消毒液喷洒操作台面和地面。

-一次性器械直接丢弃，可重复器械高压灭菌。

2.记录实验数据，包括动物反应和样本信息。

-详细记录麻醉时间、采血量、动物恢复情况。

-标记样本管，包含编号、日期、处理方法。

3.对麻醉未完全恢复的动物进行观察。

-至少观察30分钟，确认动物无异常反应。

-如有异常，及时联系兽医。

###六、废弃物处理

####（一）生物废弃物

1.将感染性废弃物放入专用高压灭菌袋。

-袋子需双层包装，标记“感染性废物”字样。

-高压灭菌参数：121℃，15分钟，15psi。

2.经高压灭菌处理后，按医疗废物规定处理。

-委托有资质的机构进行焚烧处理。

-运输和处置过程需全程记录。

3.避免废弃物泄漏，防止环境污染。

-灭菌前检查袋子完整性，避免破损。

-处置过程中避免接触皮肤和眼睛。

####（二）笼具与垫料

1.分类收集笼具和垫料，不可重复使用的直接焚烧。

-废弃垫料直接投入感染性废物袋。

-笼具可重复使用，需先清洗再灭菌。

2.可重复使用的笼具进行清洗消毒。

-使用酶清洁剂浸泡1小时，高压灭菌。

-烘干后存放在清洁区域。

3.按照环保要求处理废弃物。

-废弃物需分类存放，避免混装。

-定期检查储存设施，防止渗漏。

###七、动物福利与伦理

####（一）减少动物痛苦

1.优先采用非侵入性实验方法。

-使用行为学评估替代生理指标测量。

-优先选择远交系动物，减少近交衰退带来的健康问题。

2.麻醉和镇痛剂的使用应符合标准剂量。

-使用前查阅药物说明书，根据体重计算剂量。

-对于术后疼痛，可使用非甾体抗炎药（NSAIDs）。

3.实验结束后进行人道安乐死。

-使用过量麻醉剂（如戊巴比妥），确保快速无痛。

-安乐死过程需由兽医执行，并记录操作细节。

####（二）伦理审查

1.实验方案需通过机构伦理委员会审查。

-方案需包含动物种类、数量、实验目的、替代方法等。

-审查通过后方可实施实验。

2.确保实验目的与动物使用比例合理。

-每项实验需有明确的科学问题，避免过度使用动物。

-使用最小必要数量，如通过统计方法确定。

3.定期评估实验必要性，避免过度使用。

-每年对存续实验进行伦理复审。

-如有替代方法，需优先采用。

###八、附录

####（一）常用器械清单

1.注射器（1mL、5mL、10mL）

2.麻醉剂（戊巴比妥、异氟烷）

3.无菌采血管（EDTA、肝素）

4.高