大豆和小麦根系对PAHs的吸持与生物有效性探究

大豆和小麦根系对PAHs的吸持与生物有效性探究一、引言1.1研究背景多环芳烃（PolycyclicAromaticHydrocarbons，PAHs）是一类广泛存在于环境中的有机污染物，由两个或两个以上苯环以稠环形式相连而成。PAHs主要来源于煤炭、石油、天然气等化石燃料的不完全燃烧，以及木材、烟草的燃烧过程。在工业活动中，如炼焦、炼油、化工生产等，也会产生大量的PAHs排放到环境中。汽车尾气、垃圾焚烧等也是PAHs的重要来源。由于PAHs具有疏水性和低挥发性，一旦进入土壤环境，它们很难被自然降解，从而在土壤中不断积累，造成长期的污染问题。PAHs对生态系统和人体健康都具有严重的危害。在生态系统方面，PAHs会对土壤微生物群落结构和功能产生负面影响，抑制土壤中有益微生物的生长和繁殖，进而影响土壤的肥力和生态功能。研究表明，PAHs污染会导致土壤中硝化细菌、氨化细菌等微生物数量减少，影响土壤氮循环过程。PAHs还会通过食物链的传递和生物富集作用，对植物、动物和水生生物造成毒害。一些植物在PAHs污染的土壤中生长时，会出现生长受阻、根系发育不良、叶片发黄等症状，严重影响农作物的产量和质量。在水生生态系统中，PAHs会对鱼类、贝类等水生生物的生存和繁殖产生威胁，导致水生生物的畸形、死亡和种群数量下降。PAHs对人体健康的危害更为严重，许多PAHs具有致癌、致畸和致突变性。其中，苯并[a]芘（Benzo[a]pyrene，BaP）是一种强致癌物质，被国际癌症研究机构（IARC）列为第一类人类致癌物。长期暴露于含有PAHs的环境中，人体会通过呼吸、饮食和皮肤接触等途径摄入PAHs，增加患肺癌、胃癌、皮肤癌等多种癌症的风险。PAHs还可能对人体的免疫系统、神经系统和生殖系统产生损害，影响人体的正常生理功能。例如，PAHs会干扰人体内分泌系统，导致激素失衡，影响生殖健康和发育。大豆和小麦作为重要的粮食作物，在全球范围内广泛种植。它们的生长与土壤环境密切相关，而根系作为植物与土壤直接接触的器官，在吸收养分、水分以及抵御污染物侵害等方面起着关键作用。研究大豆和小麦根系对PAHs的吸持作用及其生物有效性，具有重要的现实意义。一方面，了解大豆和小麦根系对PAHs的吸持特性，有助于深入认识PAHs在土壤-植物系统中的迁移转化规律，为评估PAHs污染土壤的生态风险提供科学依据。通过研究根系对PAHs的吸持动力学和热力学过程，可以揭示PAHs在根系表面的吸附和解吸机制，以及温度、pH值等环境因素对吸持过程的影响，从而预测PAHs在土壤中的迁移趋势和对植物的潜在危害。另一方面，明确大豆和小麦根系吸持PAHs的生物有效性，对于保障农产品质量安全和人类健康至关重要。如果根系吸持的PAHs能够被植物吸收并转运到地上部分，就可能通过食物链进入人体，对人体健康构成威胁。因此，研究根系吸持PAHs的生物有效性，有助于制定合理的农业生产措施和污染土壤修复策略，降低农产品中PAHs的含量，保障食品安全。1.2研究目的与意义本研究旨在深入探究大豆和小麦根系对PAHs的吸持作用及其生物有效性，具体研究目的如下：明确根系对PAHs的吸持特性：研究大豆和小麦根系在不同环境条件下（如温度、pH值、离子强度等）对PAHs的吸持动力学和热力学过程，确定吸持速率、吸持容量、吸持亲和力等参数，揭示根系对PAHs的吸持机制。分析根系吸持PAHs的影响因素：探讨根系的生理特性（如根系活力、根系表面积、根系分泌物等）、土壤性质（如土壤质地、土壤有机质含量、土壤微生物群落等）以及PAHs的化学结构和浓度等因素对根系吸持PAHs的影响，为预测PAHs在土壤-植物系统中的迁移转化提供依据。评估根系吸持PAHs的生物有效性：通过测定根系吸持PAHs后在植物体内的转运、分配以及对植物生长发育和生理功能的影响，评估根系吸持PAHs的生物有效性，明确其对农产品质量安全和人类健康的潜在风险。为污染土壤修复提供理论支持：基于研究结果，提出利用大豆和小麦根系修复PAHs污染土壤的可行性策略和技术方案，为实际污染土壤的修复提供理论指导和技术支持。本研究具有重要的理论意义和实践意义：在理论方面，深入研究大豆和小麦根系对PAHs的吸持作用及其生物有效性，有助于揭示PAHs在土壤-植物系统中的迁移转化规律，丰富和完善污染物环境行为学理论。通过探究根系与PAHs之间的相互作用机制，可以从微观层面深入理解植物对有机污染物的响应和适应机制，为进一步研究植物修复技术提供理论基础。在实践方面，明确大豆和小麦根系对PAHs的吸持特性和生物有效性，对于评估PAHs污染土壤的生态风险和农产品质量安全具有重要意义。可以为制定合理的土壤污染防治措施和农产品质量安全标准提供科学依据，保障农业生产的可持续发展和人类健康。研究结果还可以为开发高效、环保的PAHs污染土壤修复技术提供技术支持，促进土壤污染修复产业的发展，对于改善生态环境质量具有重要的现实意义。1.3国内外研究现状在多环芳烃（PAHs）的研究领域，国内外学者已取得了丰硕的成果。在PAHs的来源与分布方面，研究表明PAHs广泛存在于大气、土壤、水体等环境介质中。其来源主要包括自然源和人为源，自然源如火山喷发、森林火灾等，人为源则主要是化石燃料的不完全燃烧，以及工业生产、交通运输等活动。例如，在城市地区，汽车尾气排放是大气中PAHs的重要来源之一，而在工业区域，炼焦、炼油等工厂的废气排放则会导致周边土壤和大气中PAHs含量显著增加。对不同环境介质中PAHs的分布特征研究发现，PAHs在土壤中的含量和组成受土壤类型、土地利用方式、污染源距离等因素影响。在农业土壤中，长期施用有机肥或靠近工业污染源的土壤，PAHs含量往往较高；在城市土壤中，交通繁忙区域的土壤PAHs污染程度相对较重。关于PAHs的环境行为，研究主要集中在其迁移、转化和降解过程。PAHs在土壤-植物系统中的迁移主要通过吸附-解吸、扩散等过程，其迁移能力受到PAHs的化学结构、土壤性质以及植物根系等因素的影响。在土壤中，PAHs会与土壤颗粒发生吸附作用，吸附能力与土壤有机质含量、黏土矿物含量等密切相关。土壤有机质含量越高，对PAHs的吸附能力越强，从而降低PAHs在土壤中的迁移性。而植物根系的存在可以改变土壤的物理和化学性质，进而影响PAHs的迁移。根系分泌物可以增加土壤中溶解性有机质的含量，这些有机质可能与PAHs发生络合作用，从而影响PAHs的吸附和解吸行为。PAHs在环境中的转化途径包括光降解、化学氧化和微生物降解等。光降解是PAHs在大气和水体中重要的转化方式之一，在紫外线的照射下，PAHs会发生光化学反应，生成低分子量的化合物。微生物降解是土壤中PAHs去除的主要途径，一些微生物能够利用PAHs作为碳源和能源，将其降解为无害的二氧化碳和水。然而，PAHs的微生物降解过程受到多种因素的限制，如微生物种类、PAHs的化学结构、土壤环境条件等。对于高分子量的PAHs，由于其结构复杂，微生物降解难度较大。在植物根系对PAHs的吸持作用研究方面，国内外学者也开展了大量工作。研究发现，植物根系对PAHs具有一定的吸持能力，不同植物根系对PAHs的吸持特性存在差异。一些研究表明，根系的生理特性，如根系表面积、根系活力、根系分泌物等，会影响根系对PAHs的吸持能力。根系表面积越大，能够提供更多的吸附位点，从而增加对PAHs的吸持量；根系活力越强，根系的代谢活动越旺盛，可能会影响根系对PAHs的主动吸收和转运过程；根系分泌物中含有多种有机物质，这些物质可能与PAHs发生相互作用，从而影响PAHs在根系表面的吸附和解吸。土壤性质对根系吸持PAHs也有重要影响，土壤质地、土壤有机质含量、土壤pH值等都会改变PAHs在土壤中的存在形态和迁移性，进而影响根系对PAHs的吸持。例如，在质地黏重的土壤中，PAHs更容易被土壤颗粒吸附，从而减少根系对PAHs的接触和吸持；而土壤有机质含量高的土壤，会增加PAHs的吸附量，降低其生物有效性，也会影响根系对PAHs的吸持。关于根系吸持PAHs的机制，目前认为主要包括物理吸附和化学吸附。物理吸附是基于范德华力、静电引力等作用力，使PAHs吸附在根系表面；化学吸附则涉及根系表面的官能团与PAHs之间的化学反应，形成化学键合，这种吸附作用相对更稳定。对于植物根系吸持PAHs的生物有效性研究，目前主要关注PAHs在植物体内的转运、分配以及对植物生长发育和生理功能的影响。研究发现，吸持在根系上的PAHs可以通过根系向地上部分转运，但其转运效率受到多种因素的制约。PAHs的化学结构是影响其转运的重要因素之一，低分子量的PAHs相对更容易被转运到地上部分，而高分子量的PAHs由于其疏水性较强，在植物体内的转运受到限制。植物的种类和品种差异也会导致PAHs转运能力的不同，一些植物具有较强的根系屏障作用，能够限制PAHs向地上部分的转运。PAHs进入植物体内后，会对植物的生长发育和生理功能产生影响。高浓度的PAHs会抑制植物的生长，导致根系发育不良、叶片发黄、光合作用下降等症状。PAHs还可能影响植物的抗氧化系统，使植物体内的活性氧积累，引发氧化应激反应，破坏植物细胞的结构和功能。尽管国内外在PAHs、植物根系吸持PAHs以及生物有效性方面取得了一定的研究成果，但仍存在一些不足之处。目前对于不同环境条件下，大豆和小麦根系对多种PAHs的吸持特性和机制研究还不够深入，缺乏系统性和全面性。环境条件的复杂性，如温度、pH值、离子强度等因素的相互作用，对根系吸持PAHs的影响尚未完全明确。在研究根系吸持PAHs的生物有效性时，大多集中在单一植物品种和特定PAHs上，对于不同作物品种以及多种PAHs复合污染情况下的生物有效性研究较少。不同PAHs之间可能存在协同或拮抗作用，影响其在植物体内的迁移转化和生物有效性，这方面的研究还比较薄弱。此外，现有的研究主要侧重于实验室模拟实验，在实际田间条件下，土壤环境更加复杂，存在多种生物和非生物因素的干扰，关于大豆和小麦根系在实际田间条件下对PAHs的吸持作用及其生物有效性的研究相对匮乏，这限制了研究成果在实际农业生产和土壤污染修复中的应用。1.4研究方法与技术路线本研究选取大豆（品种：中黄35）和小麦（品种：济麦22）作为实验材料，这两个品种在农业生产中广泛种植，具有代表性。供试土壤采自某未受PAHs污染的农田，土壤类型为壤土，采集深度为0-20cm。将采集的土壤过2mm筛，去除杂物，备用。实验所用PAHs为萘（Naphthalene，NAP）、菲（Phenanthrene，PHE）、芘（Pyrene，PYR），均为分析纯，购自Sigma-Aldrich公司。其他化学试剂如甲醇、乙腈、盐酸、氢氧化钠等也均为分析纯，用于实验溶液的配制和样品分析。为研究大豆和小麦根系对PAHs的吸持动力学，采用批量平衡法。准确称取一定量的新鲜根系（分为活体根、灭活根和烘干根），分别放入含有不同初始浓度PAHs溶液（10、50、100、200、500μg/L）的离心管中，每个处理设置3个重复。将离心管置于恒温振荡培养箱中，在25℃、150r/min条件下振荡培养，分别在0.5、1、2、4、8、12、24、48h时取出离心管，离心分离，测定上清液中PAHs的浓度，计算根系对PAHs的吸持量随时间的变化。在吸持热力学实验中，同样采用批量平衡法。称取一定量的根系，放入含有不同浓度PAHs溶液（浓度范围根据预实验确定）的离心管中，分别在15℃、25℃、35℃下振荡培养24h（根据动力学实验结果确定此时间为吸持平衡时间），达到平衡后，离心分离，测定上清液中PAHs的浓度，计算根系在不同温度下对PAHs的吸持量，分析温度对吸持过程的影响，通过热力学方程计算相关热力学参数，如吉布斯自由能变（ΔG）、焓变（ΔH）和熵变（ΔS）。对于根系吸持PAHs的影响因素研究，设置不同的实验处理。探究根系生理特性的影响时，测定不同生长阶段大豆和小麦根系的活力（采用TTC法）、根系表面积（利用根系扫描仪测定）、根系分泌物的组成和含量（通过高效液相色谱-质谱联用仪分析），并与根系对PAHs的吸持量进行相关性分析。研究土壤性质的影响时，选取不同质地（砂土、壤土、黏土）、不同有机质含量（通过添加不同量的有机物料进行调节）和不同微生物群落结构（通过添加微生物菌剂或进行灭菌处理）的土壤，进行根系对PAHs的吸持实验，分析土壤性质对吸持过程的影响机制。分析PAHs化学结构和浓度的影响时，选用不同环数的PAHs（如萘为二环、菲为三环、芘为四环）以及不同浓度梯度的PAHs溶液进行吸持实验，研究PAHs化学结构和浓度与根系吸持量之间的关系。在评估根系吸持PAHs的生物有效性方面，采用盆栽实验。将大豆和小麦种子播种在装有PAHs污染土壤的花盆中，设置不同的PAHs浓度处理，每个处理种植10株幼苗，定期浇水、施肥，保证植物正常生长。在植物生长的不同时期（如苗期、花期、成熟期），采集植物的根系、茎叶等部位，采用索氏提取法提取样品中的PAHs，利用气相色谱-质谱联用仪（GC-MS）测定PAHs的含量和组成，分析PAHs在植物体内的转运和分配情况。同时，测定植物的生长指标（如株高、鲜重、干重）、生理指标（如叶绿素含量、抗氧化酶活性），评估根系吸持PAHs对植物生长发育和生理功能的影响，以此来综合评价根系吸持PAHs的生物有效性。在数据处理与分析阶段，使用MicrosoftExcel2019对实验数据进行初步整理和计算，绘制图表。运用SPSS26.0统计软件进行数据分析，采用单因素方差分析（One-WayANOVA）比较不同处理之间的差异显著性，当P<0.05时，认为差异显著。通过相关性分析研究各因素之间的相互关系，利用Origin2021软件进行数据拟合和图形绘制，得到吸持动力学方程、热力学参数以及各因素之间的关系曲线，以便更直观地展示实验结果和规律。本研究的技术路线如下：首先进行实验材料的准备，包括大豆和小麦种子的挑选、土壤的采集和处理以及PAHs试剂和其他化学试剂的准备。然后开展吸持动力学和热力学实验，探究根系对PAHs的吸持特性。同时，设置不同的影响因素处理，研究根系生理特性、土壤性质以及PAHs化学结构和浓度等因素对根系吸持PAHs的影响。接着进行盆栽实验，评估根系吸持PAHs的生物有效性。在整个实验过程中，按照相应的实验方法进行样品采集和指标测定，最后对实验数据进行处理和分析，得出研究结论，并提出利用大豆和小麦根系修复PAHs污染土壤的策略和建议，具体技术路线如图1-1所示。[此处插入技术路线图，图中清晰展示从实验材料准备到最终结论提出的各个步骤和流程，各步骤之间用箭头连接，标注每个步骤的主要内容和实验方法，如“实验材料准备：大豆、小麦种子，土壤采集处理，试剂准备”“吸持动力学实验：批量平衡法，不同时间测定吸持量”等][此处插入技术路线图，图中清晰展示从实验材料准备到最终结论提出的各个步骤和流程，各步骤之间用箭头连接，标注每个步骤的主要内容和实验方法，如“实验材料准备：大豆、小麦种子，土壤采集处理，试剂准备”“吸持动力学实验：批量平衡法，不同时间测定吸持量”等]二、PAHs及相关理论基础2.1PAHs的性质与危害多环芳烃（PAHs）是一类由两个或两个以上苯环以稠环形式相连而成的有机化合物，其分子结构中存在着大量的共轭π键，这赋予了PAHs较高的化学稳定性。根据苯环的连接方式，PAHs可分为联苯及联多苯类、多苯代脂肪烃和稠环芳香烃。联苯及联多苯类是由两个或多个苯环通过单键直接相连，如联苯（C_{12}H_{10}），其分子结构呈平面状，无色片状晶体，熔点70.0℃，沸点255.9℃，相对密度0.8860，不溶于水，易溶于有机溶剂。多苯代脂肪烃则是苯环通过脂肪烃基连接在一起，例如多苯基甲烷（(C_{6}H_{5})_{n}CH_{4-n}，n=2,3），因苯环使侧链α-碳原子上的氢变活泼，所以多苯代甲烷易于氧化、卤化，并具有弱酸性。稠环芳香烃是PAHs中最为常见的一类，分子中含有两个或多个苯环，苯环间通过共用两个相邻的碳原子形成，如萘（C_{10}H_{8}）、菲（C_{14}H_{10}）、芘（C_{16}H_{10}）、苯并[a]芘（C_{20}H_{12}）等。萘是最简单的稠环芳烃，具有两个苯环稠合而成的结构，呈白色晶体状，有特殊气味，易升华。PAHs大多为无色至淡黄色的结晶，个别具有深色，在常温下通常呈固态。它们具有较强的疏水性，在水中的溶解度极低，这使得PAHs一旦进入环境，很难通过水的稀释和扩散作用而被消除。例如，苯并[a]芘在25℃时水中的溶解度仅为0.00012mg/L。PAHs的沸点和熔点较高，随着苯环数量的增加，其沸点和熔点也相应升高。高分子质量的PAHs比低分子质量PAHs表现出更强的持久性，这是因为随质量的增加，疏水性和稳定性随之增大。具有3个或更多环的PAHs通常能够吸收290nm以上的紫外线，最大值在300-400nm范围内，这一特性使得PAHs在光照条件下可能发生光化学反应。部分PAHs还具有荧光特性，如苯并[a]蒽、二苯并[a,i]芘、茚并[1,2,3-cd]芘和5-甲基屈，会发出从黄绿色到亮蓝紫色再到棕色的荧光。PAHs对生态环境和人类健康都具有严重的危害。在生态环境方面，PAHs会对土壤微生物群落产生显著影响。土壤中的微生物在土壤的物质循环和能量转化中起着关键作用，而PAHs的存在会抑制微生物的生长、繁殖和代谢活动。研究发现，高浓度的PAHs会导致土壤中细菌、真菌和放线菌等微生物的数量减少，改变微生物群落的结构和功能。某些PAHs会抑制土壤中硝化细菌的活性，影响氮素的转化和循环，进而影响土壤的肥力和植物的生长。PAHs对植物的生长发育也有负面影响，它们会抑制种子的萌发、幼苗的生长和根系的发育。PAHs还可能通过食物链的传递和生物富集作用，在生物体内不断积累，对高营养级生物造成更大的危害。在水生生态系统中，PAHs会对鱼类、贝类等水生生物的生存和繁殖产生威胁，导致水生生物的畸形、死亡和种群数量下降。PAHs对人类健康的危害更为突出，许多PAHs具有致癌、致畸和致突变性。苯并[a]芘是一种典型的强致癌物质，被国际癌症研究机构（IARC）列为第一类人类致癌物。长期暴露于含有PAHs的环境中，人体会通过呼吸、饮食和皮肤接触等途径摄入PAHs。PAHs进入人体后，会在体内代谢转化为具有活性的代谢产物，这些代谢产物能够与DNA、RNA和蛋白质等生物大分子发生共价结合，导致基因突变、细胞癌变和组织损伤。研究表明，长期吸入含有PAHs的空气，会增加患肺癌的风险；食用被PAHs污染的食物，则可能引发胃癌、肝癌等消化系统癌症。PAHs还可能对人体的免疫系统、神经系统和生殖系统产生损害。它们会干扰人体内分泌系统，导致激素失衡，影响生殖健康和发育。PAHs还可能引起皮肤炎症、皮疹等皮肤问题，以及呼吸系统问题，如呼吸困难、咳嗽和哮喘等。2.2PAHs的来源与污染现状多环芳烃（PAHs）的来源广泛，可分为自然来源和人为来源。自然来源的PAHs主要源于地质的成岩作用、森林和草原火灾、火山爆发以及陆生和水生植物、微生物的合成作用。在森林火灾中，木材等植物的燃烧会产生PAHs，这些PAHs会随着烟雾释放到大气中，然后通过大气沉降等方式进入土壤和水体环境。火山爆发时，地下的岩浆和岩石在高温高压下发生化学反应，也会产生PAHs，这些PAHs会随着火山灰扩散到周围环境中。人为来源是PAHs的主要来源，主要包括化石燃料和生物质等的不完全燃烧以及化石燃料自然挥发或泄漏等过程。在工业生产中，炼焦、炼油、化工等行业是PAHs的重要排放源。炼焦过程中，煤炭在高温下干馏，会产生大量的PAHs，这些PAHs会随着废气排放到大气中，或者随着废水和废渣排放到土壤和水体中。炼油厂在原油加工过程中，也会产生PAHs，尤其是在石油裂解和催化重整等工艺环节。交通运输领域，汽车、船舶、飞机等交通工具的尾气排放也是PAHs的重要来源之一。汽车发动机在燃烧汽油或柴油时，由于燃烧不充分，会产生PAHs，这些PAHs会随着尾气排放到大气中，在城市交通繁忙的区域，汽车尾气中的PAHs含量较高，对空气质量和人体健康造成威胁。垃圾焚烧也是PAHs的一个重要人为来源，生活垃圾、工业垃圾等在焚烧过程中，其中的有机物质会发生不完全燃烧，产生PAHs。如果垃圾焚烧设备不完善，或者焚烧温度和时间控制不当，会导致PAHs的排放量增加。此外，一些日常活动，如吸烟、烧烤等也会产生PAHs。吸烟时，烟草燃烧会产生多种PAHs，吸烟者和周围的人都会暴露在含有PAHs的烟雾中。烧烤过程中，肉类等食物在高温下会发生热解和聚合反应，产生PAHs，尤其是在明火烧烤时，PAHs的生成量会更高。PAHs由于其来源广泛，在土壤、水体和大气等环境介质中普遍存在，造成了不同程度的污染。在土壤环境中，PAHs的污染较为普遍。工业活动密集的区域，如工业园区、矿区等，土壤中PAHs的含量往往较高。这些区域由于长期受到工业废气、废水和废渣的排放影响，PAHs在土壤中不断积累。研究表明，在某些化工园区的土壤中，PAHs的含量超过了土壤环境质量标准的数倍甚至数十倍，对土壤生态系统和农作物的生长产生了严重威胁。交通繁忙的道路两侧土壤也容易受到PAHs的污染，汽车尾气中的PAHs会随着大气沉降到土壤中。离公路较近的农田土壤中，PAHs含量明显高于远离公路的农田，这表明交通源对土壤PAHs污染有重要影响。农业生产活动中，长期施用含有PAHs的有机肥、污水灌溉等也会导致土壤PAHs污染。一些养殖场的有机肥中可能含有PAHs，长期施用会使土壤中PAHs含量增加。用受到PAHs污染的污水灌溉农田，会使PAHs直接进入土壤，影响土壤质量和农作物的品质。水体中也存在PAHs污染问题，尤其是在工业废水排放较多的河流、湖泊以及靠近石油开采和运输区域的海域。工业废水未经有效处理直接排放，其中的PAHs会进入水体，对水生生态系统造成破坏。在一些化工企业集中的河流流域，水体中PAHs的含量超标，导致水生生物种类减少，鱼类出现畸形等现象。石油泄漏事故也是水体PAHs污染的重要原因，如海上石油开采和运输过程中发生的泄漏事故，会使大量的石油进入海洋，其中的PAHs会在海水中扩散和迁移，对海洋生态系统造成长期的危害。研究发现，在石油泄漏事故发生后的海域，海水中PAHs含量急剧增加，海洋生物的生存和繁殖受到严重影响，一些海洋生物的种群数量大幅下降。此外，大气中的PAHs通过干湿沉降等方式也会进入水体，增加水体中PAHs的含量。大气中的PAHs主要以气态和颗粒态形式存在，对空气质量和人体健康构成威胁。在城市地区，尤其是工业城市和交通枢纽，由于工业排放和交通尾气的影响，大气中PAHs的浓度较高。在雾霾天气中，大气颗粒物中的PAHs含量明显增加，这些PAHs会随着呼吸进入人体，对呼吸系统和心血管系统造成损害。研究表明，长期暴露在含有高浓度PAHs的大气环境中，人群患肺癌等疾病的风险会显著增加。在一些发展中国家的大城市，由于工业发展迅速，能源结构不合理，大气中PAHs的污染问题较为突出，严重影响居民的生活质量和健康水平。此外，大气中的PAHs还会随着大气环流进行长距离传输，对全球环境产生影响。一些偏远地区虽然本身没有明显的PAHs污染源，但通过大气传输，也能检测到一定浓度的PAHs。2.3吸持作用与生物有效性概念在土壤-植物系统中，吸持作用是指污染物在土壤颗粒表面、植物根系表面等吸附位点上的附着过程，它是污染物在环境中迁移转化的重要环节。吸持作用的逆过程为解吸，即已被吸持的污染物从吸附位点上脱离并重新进入周围环境的过程。在土壤中，PAHs会通过范德华力、静电引力、氢键等作用力与土壤颗粒表面的矿物质、有机质等发生吸持作用。土壤中的黏土矿物，如蒙脱石、高岭石等，其表面具有大量的电荷和吸附位点，能够对PAHs产生物理吸附作用。土壤中的腐殖质等有机质含有丰富的官能团，如羧基、羟基、酚羟基等，这些官能团可以与PAHs发生化学反应，形成化学吸附，使PAHs更牢固地结合在土壤颗粒表面。植物根系表面也存在着各种吸附位点，如细胞壁上的多糖、蛋白质等物质，能够对PAHs产生吸持作用。吸持过程通常会达到一种平衡状态，即吸持和解吸速率相等时的状态，此时体系中污染物的浓度不再发生变化。描述吸持平衡的常用模型是吸附等温线模型，其中Freundlich模型和Langmuir模型应用较为广泛。Freundlich模型的表达式为Q=K_{f}C^{1/n}，其中Q为单位吸附剂上吸附质的吸附量，C为吸附平衡时溶液中吸附质的浓度，K_{f}和n是与吸附剂和吸附质性质相关的经验常数。该模型适用于非均相表面的吸附过程，能够较好地描述PAHs在土壤和根系表面的吸附行为。Langmuir模型的表达式为Q=\frac{Q_{max}KC}{1+KC}，其中Q_{max}为最大吸附量，K为吸附平衡常数，该模型假设吸附是单分子层的，且吸附位点是均匀的，适用于描述在均相表面上的吸附过程。在实际应用中，可根据实验数据对这两种模型进行拟合，通过比较拟合优度（R^{2}）等参数来选择最适合描述PAHs吸持平衡的模型。吸持动力学则研究吸持过程随时间的变化规律，常用的动力学模型有准一级动力学模型、准二级动力学模型和Elovich模型。准一级动力学模型假设吸附速率与吸附剂表面未被占据的吸附位点数量成正比，其表达式为\ln(Q_{e}-Q_{t})=\lnQ_{e}-k_{1}t，其中Q_{e}为平衡吸附量，Q_{t}为t时刻的吸附量，k_{1}为准一级吸附速率常数。准二级动力学模型则基于吸附过程受化学吸附控制的假设，认为吸附速率与吸附剂表面未被占据的吸附位点数量和溶液中吸附质浓度的乘积成正比，表达式为\frac{t}{Q_{t}}=\frac{1}{k_{2}Q_{e}^{2}}+\frac{t}{Q_{e}}，其中k_{2}为准二级吸附速率常数。Elovich模型适用于描述非均相表面的吸附过程，考虑了吸附过程中吸附活化能的变化，表达式为Q_{t}=\frac{1}{\beta}\ln(\alpha\beta)+\frac{1}{\beta}\lnt，其中\alpha和\beta为与吸附过程相关的常数。通过对这些动力学模型的拟合，可以获得PAHs在土壤和根系表面的吸持速率常数、平衡吸附量等参数，从而深入了解吸持过程的快慢和程度。生物有效性是指环境中污染物能够被生物体吸收、利用或对生物体产生毒性效应的部分所占的比例。对于PAHs而言，其生物有效性不仅关系到植物的生长发育和健康，还与食物链传递和人类健康密切相关。在环境学中，生物有效性的概念具有重要意义。一方面，准确评估PAHs的生物有效性可以更科学地预测其在环境中的迁移转化路径和潜在风险。如果PAHs的生物有效性较高，那么它们更容易被植物吸收，并通过食物链在生物体内积累，对生态系统和人类健康造成更大的威胁。相反，如果生物有效性较低，虽然PAHs在环境中存在，但它们对生物体的影响可能相对较小。另一方面，了解PAHs的生物有效性有助于制定合理的污染控制和修复策略。对于生物有效性高的PAHs污染区域，需要采取更严格的污染治理措施，以降低其对生态系统和人类健康的风险。而对于生物有效性较低的区域，可以在一定程度上减少治理成本，同时加强监测，关注其生物有效性的变化情况。生物有效性还可以作为评估土壤质量和生态环境健康的重要指标之一，反映土壤中污染物对生物的潜在影响程度。三、大豆和小麦根系对菲的吸持作用3.1材料与方法3.1.1供试材料供试大豆品种选用“中黄35”，该品种具有良好的适应性和较高的产量潜力，在我国多个地区广泛种植。小麦品种为“济麦22”，其具备高产、稳产以及抗逆性强等特点，是小麦种植中的主导品种之一。菲（Phenanthrene，纯度≥98%）购自Sigma-Aldrich公司，作为本实验研究的多环芳烃代表物质。其他化学试剂如甲醇、乙腈、盐酸、氢氧化钠等均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司，用于溶液配制、样品提取及分析过程。实验用水为超纯水，由Milli-Q超纯水系统制备，确保水质纯净，避免杂质对实验结果的干扰。3.1.2试验设计种子萌发与幼苗培育：将大豆和小麦种子用0.5%的次氯酸钠溶液消毒15分钟，然后用超纯水冲洗3-5次，以去除种子表面的微生物和杂质。消毒后的种子置于铺有湿润滤纸的培养皿中，在25℃的恒温培养箱中避光催芽。待种子萌发后，挑选发芽整齐的幼苗转移至装有1/2Hoagland营养液的塑料盆中进行水培，每盆种植10株幼苗。营养液每隔3天更换一次，以保证幼苗生长所需的养分供应。同时，将水培装置放置在光照培养箱中，设置光照强度为300μmol・m⁻²・s⁻¹，光周期为16h光照/8h黑暗，温度为25℃/20℃（白天/夜晚），相对湿度为60%-70%，模拟自然生长环境，促进幼苗健康生长。根系采集与处理：在大豆和小麦幼苗生长至三叶一心期时，小心取出幼苗，用超纯水冲洗根系，去除表面附着的营养液和杂质。将冲洗后的根系分为三组：一组为活体根，直接用于后续实验；一组为灭活根，将根系放入80℃的烘箱中处理30分钟，使根系细胞失去活性，以排除根系生理活动对吸持过程的影响；另一组为烘干根，将根系在60℃的烘箱中烘干至恒重，用于研究根系物理结构对菲吸持的影响。吸持动力学实验：准确称取0.5g不同处理的根系（活体根、灭活根和烘干根），分别放入50mL离心管中，向离心管中加入20mL含有不同初始浓度菲溶液（5、10、20、50、100μg/L）的1/2Hoagland营养液。每个处理设置3个重复，将离心管置于恒温振荡培养箱中，在25℃、150r/min的条件下振荡培养。分别在0.5、1、2、4、8、12、24、48h时取出离心管，在4000r/min的转速下离心10分钟，取上清液，采用高效液相色谱仪（HPLC）测定上清液中菲的浓度。根据初始浓度和平衡浓度的差值，计算根系对菲的吸持量随时间的变化。吸持等温线实验：称取0.5g不同处理的根系，放入50mL离心管中，加入20mL含有不同浓度菲溶液（1、5、10、20、50、100、200μg/L）的1/2Hoagland营养液。每个处理设置3个重复，将离心管在25℃的恒温振荡培养箱中振荡24h（根据动力学实验结果，此时间可达到吸持平衡）。振荡结束后，离心分离，取上清液测定菲浓度，计算根系在不同浓度下对菲的吸持量。利用Freundlich、Langmuir和Henry等吸附等温式对实验数据进行拟合，分析根系对菲的吸持特性。解吸实验：在完成吸持等温线实验后，将离心管中的上清液倒掉，用超纯水冲洗根系3次，以去除表面未被吸持的菲。然后向离心管中加入20mL的1/2Hoagland营养液，在25℃、150r/min的条件下振荡解吸24h。振荡结束后，离心分离，取上清液测定解吸液中菲的浓度，计算根系吸持菲的解吸率，以评估根系对菲的解吸特性。3.1.3数据统计分析采用MicrosoftExcel2019软件对实验数据进行初步整理和计算，包括平均值、标准差等统计参数的计算。利用Origin2021软件绘制吸持动力学曲线、吸持等温线以及其他相关图表，直观展示实验结果。运用SPSS26.0统计软件进行数据分析，采用单因素方差分析（One-WayANOVA）比较不同处理之间根系对菲吸持量、解吸率等指标的差异显著性，当P<0.05时，认为差异显著。通过线性回归分析等方法对吸附等温式进行拟合，确定拟合优度（R²）等参数，选择最适合描述根系对菲吸持行为的模型。3.2吸持动力学大豆和小麦根系对菲的吸持动力学过程如图3-1所示。对于活体根，在吸持初期（0-2h），菲的吸持量快速增加，这是因为根系表面存在大量的吸附位点，菲能够迅速与这些位点结合。随着时间的推移（2-8h），吸持量出现降低的趋势，这与活体根系存在菲转运延迟有关。活体根系具有生理活性，在吸收菲的同时，也会将部分已吸持的菲转运到根系内部或地上部分，导致根系表面菲的吸持量暂时下降。之后（8-48h），吸持量逐渐趋于平衡，此时根系对菲的吸持和解吸达到动态平衡状态。相比之下，灭活根和烘干根的吸持过程相对简单。在整个吸持过程中，其菲吸持量均表现为先增加而后趋于平衡。灭活根由于细胞失去活性，不再进行物质的主动转运，烘干根则完全失去了生理活性，仅依靠物理吸附作用吸持菲。因此，它们不存在像活体根那样的菲转运现象，吸持量随着时间持续增加，直至达到吸附平衡。从达到吸持平衡所需的时间来看，活体根、灭活根和烘干根存在明显差异。活体根达到吸持平衡所需时间最长，这是因为其吸持过程中伴随着菲的转运，使得吸持平衡的建立更加复杂和缓慢。烘干根次之，灭活根所需时间最短。这可能是由于烘干根虽然失去了生理活性，但保留了部分物理结构，对菲的吸附能力相对较强；而灭活根在高温处理后，其结构和成分可能发生了一定变化，导致对菲的吸附能力相对较弱，从而更快达到平衡。不同菲浓度条件下，各处理根系菲的吸持量均随平衡浓度的增加而增大。在较低菲浓度（5-20μg/L）下，各处理根系吸持量的增长较为缓慢；当菲浓度升高到50-100μg/L时，吸持量增长速度明显加快。这表明在低浓度时，根系的吸附位点相对充足，菲的吸持主要受其在溶液中的扩散速率限制；而在高浓度时，根系吸附位点逐渐被占据，吸持量的增加主要依赖于溶液中菲浓度的升高。大豆和小麦活体根和灭活根达到吸持平衡的时间也存在差异，大豆根均长于小麦根。这可能与大豆和小麦的根系结构和生理特性有关。大豆根系相对较为发达，根系表面积较大，但其根系生理活动相对较弱，对菲的转运速度较慢，导致达到平衡所需时间较长。而小麦根系虽然表面积相对较小，但生理活性较强，对菲的吸收和转运效率较高，因此能够更快达到吸持平衡。大豆和小麦烘干根均在4h达到吸持平衡，这说明在仅考虑物理吸附的情况下，两者的吸附特性较为相似，不受生理活性的影响。[此处插入图3-1，展示大豆和小麦活体根、灭活根和烘干根在不同时间下对菲的吸持量变化曲线，横坐标为时间（h），纵坐标为吸持量（μg/g），不同处理的曲线用不同颜色或线条样式区分，并标注图例]3.3浓度依赖性不同菲浓度条件下，大豆和小麦根系对菲的吸持量呈现出明显的变化规律，如图3-2所示。随着溶液中菲平衡浓度的增加，各处理根系菲的吸持量均随之增大。在低浓度区间（1-10μg/L），吸持量增长较为缓慢；当浓度升高到10-100μg/L时，吸持量增长速度加快。这表明在低浓度时，根系表面的吸附位点相对充足，菲的吸持主要受其在溶液中的扩散速率限制，此时增加菲的浓度，吸持量虽有增加，但幅度较小。而在高浓度时，根系吸附位点逐渐被占据，溶液中菲浓度的升高使得菲与根系的碰撞概率增加，从而导致吸持量快速上升。进一步分析发现，在相同菲浓度下，大豆根系的菲吸持量总体上高于小麦根系。这可能与大豆和小麦根系的结构和组成差异有关。大豆根系相对较为发达，根系表面积较大，能够提供更多的吸附位点。大豆根系中脂肪含量相对较高，这使得其对疏水性的菲具有更强的亲和力，有利于菲的吸持。而小麦根系在结构和组成上的特点导致其对菲的吸持能力相对较弱。为了深入探究根系对菲的吸持特性，利用Freundlich、Langmuir和Henry等吸附等温式对实验数据进行拟合。Freundlich吸附等温式假设吸附是在非均匀表面上进行，吸附热随表面覆盖度的增加而减小，其表达式为Q=K_{f}C^{1/n}，其中Q为单位吸附剂上吸附质的吸附量（μg/g），C为吸附平衡时溶液中吸附质的浓度（μg/L），K_{f}是与吸附容量有关的常数，1/n反映了吸附的强度，n值越大，吸附强度越大。Langmuir吸附等温式基于单分子层吸附理论，假设吸附是在均匀表面上进行，吸附热不随表面覆盖度变化，表达式为Q=\frac{Q_{max}KC}{1+KC}，其中Q_{max}为最大吸附量（μg/g），K为吸附平衡常数。Henry吸附等温式则适用于低浓度吸附情况，表达式为Q=KC，其中K为Henry常数。拟合结果表明，Henry吸附等温式对各处理根系菲吸持数据的拟合效果总体较好，其拟合R^{2}均大于0.973。这说明在本实验浓度范围内，菲在大豆和小麦根系上的吸持过程在一定程度上符合Henry吸附等温式所描述的线性关系，即吸持量与平衡浓度呈线性正相关。对于灭活根和烘干根，Freundlich吸附等温式的拟合效果更好。这可能是因为灭活根和烘干根失去了生理活性，其对菲的吸持主要以物理吸附和表面分配作用为主，更符合Freundlich吸附等温式所假设的非均匀表面吸附情况。在Freundlich拟合中，大豆和小麦灭活根和烘干根的K_{f}值和1/n值表现出一定差异，反映了两者在吸附容量和吸附强度上的不同。小麦根系的Langmuir吸附等温式拟合效果优于大豆根系。Langmuir拟合得到的小麦根系的Q_{max}和K值与大豆根系不同，表明小麦根系在最大吸附量和吸附亲和力方面与大豆根系存在差异。这进一步说明分配作用和表面吸附共同控制作物根系对菲的吸持。而活体根系由于存在生理活动，与菲存在特殊的键合作用，使得其吸持过程更为复杂，用传统的吸附等温式拟合效果较差。[此处插入图3-2，展示大豆和小麦活体根、灭活根和烘干根在不同菲平衡浓度下的吸持量变化曲线，横坐标为菲平衡浓度（μg/L），纵坐标为吸持量（μg/g），不同处理的曲线用不同颜色或线条样式区分，并标注图例]3.4吸持的菲的解吸对大豆和小麦根系吸持菲的解吸实验结果表明，吸持在根系上的菲的解吸率呈现出一定的规律，具体数据如表3-1所示。总体上，解吸率的大小顺序为活体根>烘干根>灭活根。这可能与根系的结构和生理特性有关。活体根具有完整的细胞结构和生理活性，其表面的吸附位点可能更容易与菲发生解吸作用。活体根还可能通过自身的代谢活动，如分泌一些物质，影响菲与根系之间的结合力，从而促进菲的解吸。烘干根虽然失去了生理活性，但保留了部分物理结构，对菲的吸附相对较弱，解吸相对容易。而灭活根在高温处理后，其结构和成分发生了较大变化，与菲形成了较为稳定的结合，导致解吸率最低。在相同处理下，大豆各处理根系的解吸率均小于相应的小麦根系。这表明小麦根系吸持的菲相对更容易解吸，而大豆根系对菲的固定能力更强。从根系的结构和组成来看，大豆根系中脂肪含量相对较高，脂肪的疏水性可能使得菲与根系之间的结合更加紧密，从而降低了解吸率。大豆根系的细胞壁结构和成分也可能与小麦根系不同，影响了菲的解吸过程。细胞壁中的纤维素、半纤维素、果胶等成分的含量和排列方式，可能会改变菲与细胞壁之间的相互作用，进而影响解吸率。解吸过程对于评估PAHs在环境中的迁移转化和生态风险具有重要意义。解吸率较高的根系，其吸持的菲更容易重新进入环境，增加了菲在土壤-植物系统中的迁移性，可能会对周围环境造成二次污染。解吸率还与PAHs的生物有效性密切相关。如果根系吸持的菲能够较容易地解吸并被植物吸收，那么其生物有效性就较高，对植物的生长发育和农产品质量安全可能产生更大的影响。因此，深入了解大豆和小麦根系吸持菲的解吸特性，有助于准确评估PAHs污染土壤的生态风险，为制定合理的污染防治和修复策略提供科学依据。[此处插入表3-1，展示大豆和小麦活体根、灭活根和烘干根吸持菲的解吸率数据，包括不同处理下的解吸率平均值及标准差，表头为“处理”“大豆根系解吸率（%）”“小麦根系解吸率（%）”][此处插入表3-1，展示大豆和小麦活体根、灭活根和烘干根吸持菲的解吸率数据，包括不同处理下的解吸率平均值及标准差，表头为“处理”“大豆根系解吸率（%）”“小麦根系解吸率（%）”]3.5本章小结本研究通过一系列实验，深入探究了大豆和小麦根系对菲的吸持作用，结果表明，大豆和小麦根系对菲的吸持过程呈现出独特的动力学特征。活体根的吸持量先增加再降低而后趋于平衡，这一现象与活体根系存在菲转运延迟相关，其达到吸持平衡所需时间最长。而灭活根和烘干根的菲吸持量则先增加而后趋于平衡，且达到平衡的时间相对较短，其中灭活根达到平衡所需时间最短。在相同处理下，大豆根达到吸持平衡的时间长于小麦根，但大豆和小麦烘干根均在4h达到吸持平衡。根系对菲的吸持量表现出明显的浓度依赖性，随着溶液中菲平衡浓度的增加，各处理根系菲的吸持量均增大。在相同菲浓度下，大豆根系的菲吸持量总体高于小麦根系，这可能与大豆根系的结构和组成特点，如较大的根系表面积和较高的脂肪含量有关。通过对不同吸附等温式的拟合发现，Henry吸附等温式对各处理根系菲吸持数据拟合效果总体较好，而灭活根和烘干根用Freundlich吸附等温式拟合效果更好，小麦根系的Langmuir吸附等温式拟合效果优于大豆根系，说明分配作用和表面吸附共同控制作物根系对菲的吸持，而活体根系与菲存在特殊的键合作用，使得其吸持过程更为复杂，拟合效果较差。吸持在根系上的菲的解吸率大小顺序为活体根>烘干根>灭活根，大豆各处理根系的解吸率均小于相应的小麦根系。这表明活体根吸持的菲相对更容易解吸，而大豆根系对菲的固定能力更强，可能与大豆根系的脂肪含量、细胞壁结构等因素有关。解吸过程对于评估PAHs在环境中的迁移转化和生态风险具有重要意义，不同根系吸持菲的生物有效性与解吸结果一致，因此可以用解吸率评价其生物有效性。四、大豆和小麦根系及组分对菲的吸持与生物有效性4.1材料与方法4.1.1供试材料供试大豆品种为“中黄35”，小麦品种为“济麦22”，均购自当地种子市场。挑选颗粒饱满、大小均匀的种子用于后续实验。菲（纯度≥98%）购自Sigma-Aldrich公司，作为实验中的多环芳烃污染物。甲醇、乙腈、盐酸、氢氧化钠等化学试剂均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司，用于溶液配制、样品提取和分析过程。实验用水为超纯水，由Milli-Q超纯水系统制备，确保实验过程中水质纯净，避免杂质对实验结果产生干扰。4.1.2根系、细胞壁及组分的制备种子萌发与幼苗培育：将大豆和小麦种子用0.5%的次氯酸钠溶液消毒15分钟，以杀灭种子表面的微生物。消毒后，用超纯水冲洗种子3-5次，去除残留的次氯酸钠。将处理后的种子置于铺有湿润滤纸的培养皿中，在25℃的恒温培养箱中避光催芽。待种子萌发后，挑选发芽整齐的幼苗转移至装有1/2Hoagland营养液的塑料盆中进行水培。每盆种植10株幼苗，营养液每隔3天更换一次，以保证幼苗生长所需的养分供应。将水培装置放置在光照培养箱中，设置光照强度为300μmol・m⁻²・s⁻¹，光周期为16h光照/8h黑暗，温度为25℃/20℃（白天/夜晚），相对湿度为60%-70%，为幼苗创造适宜的生长环境。根系采集：在大豆和小麦幼苗生长至三叶一心期时，小心取出幼苗，用超纯水冲洗根系，去除表面附着的营养液和杂质。将冲洗后的根系分为两组，一组用于细胞壁提取，另一组用于直接分析。细胞壁制备：参考周志高等人的方法并加以改进。将采集的根系在液氮中迅速冷冻，然后用研钵研磨成粉末状。将粉末转移至离心管中，加入适量的0.5mol/L盐酸溶液，在4℃下振荡洗涤1h，以去除根系中的可溶性物质和离子。然后在4000r/min的转速下离心10分钟，弃去上清液。再用超纯水冲洗沉淀3次，每次离心条件相同。接着加入适量的丙酮，在4℃下振荡洗涤30分钟，以去除根系中的脂肪和色素等物质。再次离心后，弃去上清液，将沉淀在40℃的烘箱中烘干，得到粗细胞壁。将粗细胞壁进一步研磨，过100目筛，得到细细胞壁粉末，用于后续实验。纤维素、半纤维素、果胶和木质素的提取：纤维素的提取采用酸碱处理法。将细胞壁粉末加入到1mol/L的氢氧化钠溶液中，在60℃下搅拌反应2h，然后离心分离，弃去上清液。沉淀用超纯水洗涤至中性，再加入1mol/L的盐酸溶液，在60℃下搅拌反应1h，离心后取沉淀，用超纯水洗涤至中性，烘干后得到纤维素。半纤维素的提取则是在提取纤维素后的上清液中，加入4倍体积的无水乙醇，在4℃下静置过夜，使半纤维素沉淀析出。离心收集沉淀，用无水乙醇和丙酮依次洗涤，烘干后得到半纤维素。果胶的提取采用热酸提取法。将细胞壁粉末加入到pH为2的盐酸溶液中，在80℃下搅拌提取1h，离心后取上清液。向上清液中加入4倍体积的无水乙醇，使果胶沉淀析出，后续处理同半纤维素。木质素的提取采用Klason法。将细胞壁粉末加入到72%的硫酸溶液中，在室温下搅拌反应2h，然后稀释至硫酸浓度为3%，在100℃下回流反应4h。离心收集沉淀，用超纯水洗涤至中性，烘干后得到木质素。4.1.3试验设计吸持等温线实验：分别称取0.1g根系、细胞壁、纤维素、半纤维素、果胶和木质素，放入50mL离心管中，加入20mL含有不同浓度菲溶液（1、5、10、20、50、100、200μg/L）的1/2Hoagland营养液。每个处理设置3个重复，将离心管在25℃的恒温振荡培养箱中振荡24h（根据前期实验结果，此时间可达到吸持平衡）。振荡结束后，在4000r/min的转速下离心10分钟，取上清液，采用高效液相色谱仪（HPLC）测定上清液中菲的浓度。根据初始浓度和平衡浓度的差值，计算不同样品对菲的吸持量。解吸实验：在完成吸持等温线实验后，将离心管中的上清液倒掉，用超纯水冲洗样品3次，以去除表面未被吸持的菲。然后向离心管中加入20mL的1/2Hoagland营养液，在25℃、150r/min的条件下振荡解吸24h。振荡结束后，离心分离，取上清液测定解吸液中菲的浓度，计算样品吸持菲的解吸率。生物有效性实验：采用盆栽实验评估根系及各组分吸持菲的生物有效性。将大豆和小麦种子播种在装有菲污染土壤的花盆中，土壤中菲的添加浓度分别为10、50、100mg/kg。每个处理种植10盆，每盆种植3株幼苗。定期浇水、施肥，保证植物正常生长。在植物生长的不同时期（如苗期、花期、成熟期），采集植物的根系、茎叶等部位，采用索氏提取法提取样品中的菲，利用气相色谱-质谱联用仪（GC-MS）测定菲的含量。同时，测定植物的生长指标（如株高、鲜重、干重）和生理指标（如叶绿素含量、抗氧化酶活性），评估根系及各组分吸持菲对植物生长发育和生理功能的影响，以此来综合评价其生物有效性。4.1.4数据统计分析采用MicrosoftExcel2019软件对实验数据进行初步整理和计算，包括平均值、标准差等统计参数的计算。利用Origin2021软件绘制吸持等温线、解吸率曲线以及其他相关图表，直观展示实验结果。运用SPSS26.0统计软件进行数据分析，采用单因素方差分析（One-WayANOVA）比较不同处理之间根系及各组分对菲吸持量、解吸率等指标的差异显著性，当P<0.05时，认为差异显著。通过线性回归分析等方法对吸附等温式进行拟合，确定拟合优度（R²）等参数，选择最适合描述根系及各组分对菲吸持行为的模型。4.2吸持的浓度依赖性随着溶液中菲浓度的增加，大豆和小麦根系、细胞壁及各组分对菲的吸持量均呈现显著增加的趋势，具体数据如图4-1所示。在相同菲浓度下，各组分的吸持量表现为：木质素＞大豆根＞小麦根＞大豆细胞壁＞小麦细胞壁＞果胶＞纤维素。木质素具有较高的吸持量，这可能与其复杂的化学结构有关。木质素是一种由苯丙烷单元通过醚键和碳-碳键连接而成的高分子聚合物，其结构中含有丰富的芳香环和官能团，如甲氧基、羟基等，这些结构特点使得木质素对疏水性的菲具有较强的亲和力，能够提供更多的吸附位点，从而表现出较高的吸持能力。大豆根的吸持量高于小麦根，这与第三章中关于大豆和小麦根系对菲吸持的研究结果一致，可能与大豆根系的结构和组成有关。大豆根系相对发达，根系表面积较大，且脂肪含量较高，这些因素都有利于菲的吸持。大豆细胞壁的吸持量高于小麦细胞壁，这可能是由于两者细胞壁的成分和结构存在差异。细胞壁主要由纤维素、半纤维素、果胶和木质素等组成，不同植物细胞壁中这些成分的比例和排列方式可能不同，从而影响了对菲的吸持能力。果胶和纤维素的吸持量相对较低，这是因为果胶是一种多糖类物质，主要由半乳糖醛酸及其甲酯组成，其结构相对较为亲水，对疏水性的菲亲和力较弱。纤维素是由葡萄糖单元通过β-1,4-糖苷键连接而成的线性高分子，其分子结构较为规整，缺乏与菲结合的特异性位点，导致对菲的吸持能力有限。为了进一步分析根系及各组分对菲的吸持特性，利用Freundlich和Langmuir吸附等温式对实验数据进行拟合。Freundlich吸附等温式假设吸附是在非均匀表面上进行，吸附热随表面覆盖度的增加而减小，其表达式为Q=K_{f}C^{1/n}，其中Q为单位吸附剂上吸附质的吸附量（μg/g），C为吸附平衡时溶液中吸附质的浓度（μg/L），K_{f}是与吸附容量有关的常数，1/n反映了吸附的强度，n值越大，吸附强度越大。Langmuir吸附等温式基于单分子层吸附理论，假设吸附是在均匀表面上进行，吸附热不随表面覆盖度变化，表达式为Q=\frac{Q_{max}KC}{1+KC}，其中Q_{max}为最大吸附量（μg/g），K为吸附平衡常数。拟合结果显示，Freundlich和Langmuir吸附等温式对大豆和小麦根系吸持菲的数据拟合效果较好。对于纤维素、果胶和木质素等组分，Freundlich吸附等温式的拟合优度（R^{2}）相对较高，表明这些组分对菲的吸持更符合Freundlich模型所描述的非均匀表面吸附情况。在Freundlich拟合中，不同组分的K_{f}值和1/n值存在差异，反映了它们在吸附容量和吸附强度上的不同。木质素的K_{f}值较高，说明其吸附容量较大；而纤维素和果胶的K_{f}值较低，吸附容量相对较小。1/n值方面，木质素的1/n值相对较小，表明其吸附强度较大，菲与木质素之间的结合较为牢固；而纤维素和果胶的1/n值较大，吸附强度相对较弱，菲与它们之间的结合相对较松散。Langmuir拟合得到的小麦根系的Q_{max}和K值与大豆根系不同，表明小麦根系在最大吸附量和吸附亲和力方面与大豆根系存在差异。这进一步说明分配作用和表面吸附共同控制作物根系对菲的吸持。根系及各组分对菲的吸持过程受到多种因素的影响，包括自身的化学结构、表面性质以及菲的浓度等。通过对吸持等温线的分析，可以更深入地了解它们之间的相互作用机制，为评估PAHs在土壤-植物系统中的迁移转化提供重要依据。[此处插入图4-1，展示大豆和小麦根系、细胞壁及各组分在不同菲浓度下的吸持量变化曲线，横坐标为菲浓度（μg/L），纵坐标为吸持量（μg/g），不同组分的曲线用不同颜色或线条样式区分，并标注图例][此处插入图4-1，展示大豆和小麦根系、细胞壁及各组分在不同菲浓度下的吸持量变化曲线，横坐标为菲浓度（μg/L），纵坐标为吸持量（μg/g），不同组分的曲线用不同颜色或线条样式区分，并标注图例]4.3吸持菲的解吸对大豆和小麦根系、细胞壁及各组分吸持菲的解吸实验结果进行分析，具体数据如表4-2所示。总体来看，各组分吸持菲的解吸率存在明显差异，解吸能力表现为：纤维素＞果胶＞小麦细胞壁＞大豆细胞壁＞小麦根＞大豆根＞木质素。纤维素的解吸率最高，这可能与纤维素的结构特点有关。纤维素是一种线性高分子多糖，其分子链之间通过氢键相互作用形成较为松散的结构，菲在纤维素上的吸附相对较弱，容易解吸。果胶的解吸率也较高，果胶主要由半乳糖醛酸及其甲酯组成，具有较多的亲水基团，对疏水性的菲亲和力不强，使得菲在果胶上的吸附不稳定，解吸相对容易。相比之下，木质素的解吸率最低，表明木质素与菲之间形成了较为稳定的结合。木质素的复杂化学结构中含有丰富的芳香环和官能团，这些结构与菲之间可能通过π-π相互作用、氢键等形成较强的化学键合，使得菲难以从木质素上解吸。大豆根和小麦根的解吸率相对较低，说明根系对菲具有较强的固定能力。大豆根的解吸率小于小麦根，这与之前第三章中关于根系解吸的研究结果一致，可能与大豆根系的结构和组成，如较高的脂肪含量等因素有关。脂肪的疏水性可能使得菲与大豆根系之间的结合更加紧密，从而降低了解吸率。大豆细胞壁的解吸率小于小麦细胞壁，这可能是由于两者细胞壁的成分和结构差异导致的。细胞壁中的纤维素、半纤维素、果胶和木质素等成分的含量和排列方式不同，会影响菲与细胞壁之间的相互作用，进而影响解吸率。解吸过程在PAHs的环境行为中起着重要作用。解吸率的大小直接影响PAHs在土壤-植物系统中的迁移性和生物有效性。解吸率高的组分，其吸持的菲更容易重新进入环境，增加了菲在土壤中的迁移性，可能会对周围环境造成二次污染。解吸率还与PAHs的生物有效性密切相关。如果菲能够较容易地从根系及各组分上解吸并被植物吸收，那么其生物有效性就较高，对植物的生长发育和农产品质量安全可能产生更大的影响。因此，深入了解大豆和小麦根系及各组分吸持菲的解吸特性，对于准确评估PAHs污染土壤的生态风险，制定合理的污染防治和修复策略具有重要意义。[此处插入表4-2，展示大豆和小麦根系、细胞壁及各组分吸持菲的解吸率数据，包括不同组分的解吸率平均值及标准差，表头为“处理”“解吸率（%）”][此处插入表4-2，展示大豆和小麦根系、细胞壁及各组分吸持菲的解吸率数据，包括不同组分的解吸率平均值及标准差，表头为“处理”“解吸率（%）”]4.4吸持菲的生物有效性通过盆栽实验对大豆和小麦根系、细胞壁及各组分吸持菲的生物有效性进行评估，结果表明，不同处理对植物生长发育和生理功能产生了显著影响。在低浓度菲污染土壤（10mg/kg）中，大豆和小麦的生长状况相对较好，株高、鲜重和干重等生长指标与对照组相比无显著差异。随着菲浓度升高到50mg/kg和100mg/kg，植物的生长受到明显抑制。株高增长缓慢，鲜重和干重显著降低，这表明高浓度的菲对植物具有明显的毒性效应。在生理指标方面，叶绿素含量是反映植物光合作用能力的重要指标。随着土壤中菲浓度的增加，大豆和小麦叶片的叶绿素含量逐渐降低。在100mg/kg菲污染土壤中，叶绿素含量与对照组相比降低了30%-40%，这表明菲污染抑制了植物的光合作用，影响了植物的能量合成和物质代谢。抗氧化酶活性也发生了显著变化。超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化物酶（POD）和过氧化氢酶（CAT）是植物体内重要的抗氧化酶，能够清除活性氧，保护植物细胞免受氧化损伤。在菲污染条件下，植物体内的活性氧积累，诱导抗氧化酶活性升高。在50mg/kg菲污染土壤中，大豆和小麦叶片的SOD、POD和CAT活性分别比对照组提高了50%-80%。当菲浓度继续升高到100mg/kg时，抗氧化酶活性出现下降趋势，这可能是由于菲的毒性超过了植物的抗氧化防御能力，导致抗氧化酶系统受损。从根系及各组分吸持菲的生物有效性来看，木质素吸持的菲生物有效性最低，对植物生长发育和生理功能的影响最小。这是因为木质素与菲之间形成了较为稳定的结合，菲难以解吸并被植物吸收。果胶和纤维素吸持的菲生物有效性相对较高，对植物的影响较大。果胶和纤维素的解吸率较高，吸持的菲容易重新进入环境并被植物吸收，从而对植物的生长发育和生理功能产生较大的干扰。大豆根和小麦根吸持的菲生物有效性介于木质素与果胶、纤维素之间，大豆根吸持的菲生物有效性小于小麦根，这与它们的解吸率结果一致。根系及各组分吸持菲的生物有效性与解吸率密切相关。解吸率高的组分，其吸持的菲更容易被植物吸收，生物有效性也就越高。因此，可以用解吸率来评价根系及各组分吸持菲的生物有效性。了解根系及各组分吸持菲的生物有效性，对于准确评估PAHs污染土壤的生态风险，制定合理的污染防治和修复策略具有重要意义。在实际应用中，可以通过调控根系及各组分对菲的吸持和解吸过程，降低菲的生物有效性，减少其对植物和环境的危害。选择对菲吸持能力强、解吸率低的植物品种，或者通过改良土壤性质，增加土壤中对菲具有强吸附能力的物质，如添加木质素等，都可以有效降低菲的生物有效性，实现对PAHs污染土壤的修复和治理。4.5本章小结本研究系统地探究了大豆和小麦根系及各组分对菲的吸持特性和生物有效性。结果表明，随着溶液中菲浓度的增加，根系、细胞壁及各组分对菲的吸持量均显著增加。在相同菲浓度下，吸持量表现为木质素＞大豆根＞小麦根＞大豆细胞壁＞小麦细胞壁＞果胶＞纤维素，这与各组分的化学结构和组成密切相关。在解吸特性方面，各组分吸持菲的解吸能力表现为纤维素＞果胶＞小麦细胞壁＞大豆细胞壁＞小麦根＞大豆根＞木质素。纤维素和果胶由于其结构特点，对菲的吸附较弱，解吸相对容易；而木质素与菲形成了较为稳定的结合，解吸率最低。大豆根和小麦根对菲具有较强的固定能力，大豆根的解吸率小于小麦根，这可能与大豆根系的脂肪含量、细胞壁结构等因素有关。通过盆栽实验评估吸持菲的生物有效性，发现高浓度的菲对植物生长发育和生理功能产生显著抑制作用。木质素吸持的菲生物有效性最低，对植物影响最小；果胶和纤维素吸持的菲生物有效性相对较高，对植物的影响较大。大豆根和小麦根吸持的菲生物有效性介于两者之间，且大豆根吸持的菲生物有效性小于小麦根。根系及各组分吸持菲的生物有效性与解吸率密切相关，解吸率高的组分，其吸持的菲生物有效性也高，因此可以用解吸率来评价生物有效性。五、大豆和小麦根系菲吸持的动力学和热力学过程5.1材料与方法供试大豆品种选用“中黄35”，小麦品种为“济麦22”。实验所用的菲（Phenanthrene）纯度≥98%，购自Sigma-Aldrich公司。甲醇、乙腈、盐酸、氢氧化钠等化学试剂均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司，用于溶液配制、样品处理和分析过程。实验用水为超纯水，由Milli-Q超纯水系统制备，以确保实验过程不受杂质干扰。在不同温度下的吸持试验中，将大豆和小麦种子用0.5%的次氯酸钠溶液消毒15分钟，随后用超纯水冲洗3-5次，以去除种子表面的微生物和残留消毒剂。消毒后的种子置于铺有湿润滤纸的培养皿中，在25℃的恒温培养箱中避光催芽。待种子萌发后，挑选发芽整齐的幼苗转移至装有1/2Hoagland营养液的塑料盆中进行水培，每盆种植10株幼苗，营养液每隔3天更换一次，以保证幼苗生长所需的养分供应。将水培装置放置在光照培养箱中，设置光照强度为300μmol・m⁻²・s⁻¹，光周期为16h光照/8h黑暗，温度为25℃/20℃（白天/夜晚），相对湿度为60%-70%，为幼苗创造适宜的生长环境。在幼苗生长至三叶一心期时，小心取出幼苗，用超纯水冲洗根系，去除表面附着的营养液和杂质。将冲洗后的根系分为活体根、灭活根和烘干根三组。灭活根是将根系放入80℃的烘箱中处理30分钟，使根系细胞失去活性；烘干根则是在60℃的烘箱中烘干至恒重。准确称取0.5g不同处理的根系（活体根、灭活根和烘干根），分别放入50mL离心管中，向离心管中加入20mL含有不同初始浓度菲溶液（5、10、20、50、100μg/L）的1/2Hoagland营养液。每个处理设置3个重复，将离心管分别置于15℃、25℃、35℃的恒温振荡培养箱中，在150r/min的条件下振荡培养。分别在0.5、1、2、4、8、12、24、48h时取出离心管，在4000r/min的转速下离心10分钟，取上清液，采用高效液相色谱仪（HPLC）测定上清液中菲的浓度。根据初始浓度和平衡浓度的差值，计算根系对菲的吸持量随时间的变化。实验数据采用MicrosoftExcel2019软件进行初步整理和计算，包括平均值、标准差等统计参数的计算。利用Origin2021软件绘制吸持动力学曲线，直观展示不同温度下根系对菲的吸持过程。运用SPSS26.0统计软件进行数据分析，采用单因素方差分析（One-WayANOVA）比较不同温度和处理之间根系对菲吸持量的差异显著性，当P<0.05时，认为差异显著。通过线性回归分析等方法对吸持动力学数据进行拟合，确定吸持速率常数等参数，以深入分析温度对根系吸持菲动力学过程的影响。5.2吸持动力学大豆和小麦根系对菲的吸持动力学过程在不同温度下呈现出明显的差异，具体数据和分析如下。在15℃条件下，大豆和小麦活体根的菲吸持量在初始阶段（0-2h）迅速增加，这是因为在低温环境下，根系表面的吸附位点相对活跃，菲能够较快地与这些位点结合。随着时间的推移（2-8h），吸持量出现降低趋势，这与活体根系存在菲转运延迟有关。活体根系具有生理活性，在吸收菲的同时，会将部分已吸持的菲转运到根系内部或地上部分，导致根系表面菲的吸持量暂时下降。之后（8-48h），吸持量逐渐趋于平衡，此时根系对菲的吸持和解吸达到动态平衡状态。灭活根和烘干根的吸持过程相对简单，在整个吸持过程中，其菲吸持量均表现为先增加而后趋于平衡。灭活根由于细胞失去活性，不再进行物质的主动转运，烘干根则完全失去了生理活性，仅依靠物理吸附作用吸持菲。因此，它们不存在像活体根那样的菲转运现象，吸持量随着时间持续增加，直至达到吸附平衡。当温度升高到25℃时，大豆和小麦根系对菲的吸持速率明显加快。活体根在初始阶段的吸持量增加更为迅速，这可能是因为适宜的温度促进了根系的生理活性，使得根系对菲的吸收和转运能力增强。在2-8h阶段，吸持量的降低幅度相对较小，这表明温度升高有助于减少菲转运对吸持量的影响。在8-48h阶段，吸持量更快地趋于平衡，说明在25℃条件下，根系对菲的吸持和解吸能够更快地达到动态平衡。灭活根和烘干根在25℃下的吸持量增加速度也比15℃时更快，这是因为温度升高增强了菲在溶液中的扩散速率，使得菲更容易与根系表面的吸附位点结合。在35℃条件下，大豆和小麦根系对菲的吸持表现出不同的特点。活体根在初始阶段的吸持量增加速度进一步加快，但在2-8h阶段，吸持量的降低幅度明显增大。这可能是因为过高的温度对根系的生理功能产生了一定的胁迫，导致根系对菲的转运能力增强，但同时也影响了根系对菲的吸持稳定性。在8-48h阶段，吸