动物实验基本操作技术PPT幻灯片

1、第九章 动物实验基本操作技术,07.09.2020,1,07.09.2020,2,动物实验准备,引进动物,动物抓取固定,动物编号标记,给药途径和方法,动物麻醉,体液采集,实验外科技术操作,术前准备,术中技术,术后护理,动物处死,动物实验流程,动物实验基本操作技术,动物实验的方法是各种各样的，如常用模型复制法、切开和分离法、切除和注入法、离体组织器官法等，在不同的研究领域有其不同的目的和应用，但是一些基本的操作技术方法是一样的。 如动物的抓取、固定、标号、脱毛、麻醉、给药、采血、采尿、处死等，对于实验研究者来说无论从事哪一类研究项目，都会不同程度的应用这些技术。,07.09.2020,4,一、大

2、、小鼠的抓取固定,第一节 实验动物的抓取与固定,固定盒,二、豚鼠的抓取固定法,三、家兔的抓取固定法,一、大、小鼠的性别鉴定,第二节 性别鉴定,Female,Male,二、兔的性别鉴定,一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）,第三节 年龄的大致判断,2. 根据体重鉴定日龄 小鼠日龄与体重的对应, 大鼠日龄与体重的对应,二、豚鼠 老年豚鼠：牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。 年轻豚鼠：牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。同日龄雌性体重略高于雄性。,三、家兔 家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重要标志。 青年兔：门齿洁白，短小，

3、排列整齐； 老年兔：门齿暗黄,厚而长,排列不整齐,有破损。 1岁家兔趾：红色与白色长度相等； 1岁以下：红多于白； 1岁以上：白多于红。,五、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、外形颜色等情况综合判定。,第四节 妊娠检查,妊娠诊断(pregnancy diagnosis)：在配种以后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临床和实验室的方法进行检查。 通过妊娠检查，可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡和流产及减少繁育时间的损失。,外部检查法 摸胎法 阴道检查法 直肠检查法 超声波检查法 孕酮含量测定法 青蛙试

4、验,妊娠检查方法有,第五节 分组与编号,动物实验前对实验动物进行随机分组和编号标记 一、随机分组：随机数字表（随机抽样原理） （一） 为二组 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，12号，试用完全随机的方法，分为甲、乙两组。 分组方法：随机点落在是随机数字表上第21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个随机数字，如下：,随机数字：78 38 69 57 91 0 37 45 66 82 65 41 随机数字的奇数代表甲组，偶数代表乙组： 动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 组 别：乙 乙 甲 甲 甲 乙 甲 甲 乙 乙 甲 甲

5、 乙组5个，甲组7个，两组数字不等 继续用随机方法将甲组多余的一只调整给乙组，从上面最后一随机数字41，接下去抄一个数为62，以7除之(因甲组原分配7只)得6，即把原分配在甲组的第6个甲(即11号大鼠)调入乙组。,如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲，余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后各组鼠的编号为： 组别 鼠的编号 甲组 3 4 5 7 8 12 乙组 1 2 6 9 10 11,(二) 为三组：A组、B组、C组 分组方法：落点是随机数字表第40行17列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字， 以3除各随机数字，若余数为l，即该鼠归A

6、组；余数为2，归人B组；余数为3，归入C组。 动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10 除 3 余数： 2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1 组 别： B C A B C B C C A A C A 调整组别：B,（三） 每个动物为一组： 例：设有A，B，C，D，E，F代表的6只家兔，试用完全随机法将其每只分为一组。 分组方法：从随机数字表上用铅笔任指一点，若为第21行第17列的33，则从33向左抄用6个数字，然后分别以6，5，4，3，2，l除之。凡除不尽的，即将余数写下。 随机

7、数字 33 46 9 52 68 7 除 数 6 5 4 3 2 1 余 数 3 1 1 1 2 1 随机排列 C A B D F E,二、编号标记方法 实验动物分组后，为了区分、观察并记录每个个体的反应情况，必须给每只动物进行编号标记。 1体表颜料着色法 一般对短期试验的白色动物可用颜料涂搽被毛的方法标记。常用的涂染化学药品有： 红色：0.5中性红或品红溶液； 黄色：35苦味酸溶液或8090苦味酸酒精饱和液； 咖啡色：2硝酸银溶液； 黑色：煤焦油酒精溶液。,左前腿上部为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6，,右侧从前至后依次为7、8、9。用黄色表示个位数，红色表示十位数

8、。,2个体耳号标记法 3. 个体断趾标记法 4. 耳号钳标记法 5. 挂牌法,三、实验动物被毛的去除方法 除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。 剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛时需注意以下几点： 把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； 依次剪毛，不要乱剪； 剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术野和兔台周围，以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛。,07.09.2020,40,拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。 脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环

9、和病理变化。,07.09.2020,41,常用脱毛剂的配方： 硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。 硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。 硫化钠8g，溶于100ml水中。 以上脱毛剂适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛。 硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水 此配方适用于狗等大动物的脱毛。,07.09.2020,42,07.09.2020,43,07.09.2020,44,07.09.2020,45,第六节 常规采血方法,一、大、小鼠的采血方法 1颈静脉或颈动脉采血 2股静脉或股动脉采血 3心脏采血 4尾部采血 5眼眶采血 6断头取血,眼

10、窝静脉丛采血,尾部采血,07.09.2020,47,心脏采血,07.09.2020,48,二、豚鼠的采血方法 1耳缘剪口采血 2心脏采血方法同大、小鼠。 3股动脉采血方法同大、小鼠。 4后肢背中足静脉采血,三、家兔的采血方法 1.心脏采血 2.耳中央动脉采血 3.耳静脉采血 4.颈总动脉,四、狗、猫的采血方法 1后肢外侧跗外静脉、内侧隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血 2股动脉采血 3. 心脏采血同大、小鼠心脏采血。 4耳缘静脉采血同兔耳缘静脉采血。,采血方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取

11、毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。,1）采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在2528，冬季，1520为宜； 2）采血用具有采用部位一般需要进行消毒； 3）采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； 4）若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。,采血时要注意,取少量血,取中量血,取大量血,4. 最大安全采血量与最小致死采血量,第七节 麻醉方法,一、实验

12、动物的麻醉方法,全身麻醉法：吸入法，注射法 局部麻醉法：浸润麻醉，表面麻醉,07.09.2020,62,（一）全身麻醉法,1、吸入法,麻醉药： 乙醚 氯仿 三氟乙烷,07.09.2020,63,2、注射法 静脉注射、肌肉注射、腹腔注射 麻醉药： 巴比妥类药物、 氯胺酮、 乌拉坦、 水合氯醛,（一）全身麻醉法,07.09.2020,64,（二） 局部麻醉法,注射部位：皮肤、肌下组织、深层组织 1% 盐酸普鲁卡因 局部浸润麻醉 0.022盐酸可卡因 表面麻醉,07.09.2020,65,麻醉药物应用原则： 依据动物体重计算麻醉药物的剂量； 依据动物生命体征变化控制给药速度； 掌握宁少勿多、分阶段给

13、药的方式； 麻醉时需注意保温。,针对不同的动物，选择不同的麻醉药物、实施不同的麻醉方法。,07.09.2020,66,麻醉具体操作：,家兔全身麻醉,麻醉剂：3%戊巴比妥钠，1ml/kg（30mg/Kg ）,前1/2快速推入，使动物能顺利、快速地渡过兴奋期；后1/2速度宜慢，且边注射边注意观察动物的生命体征变化，当确定已达到麻醉效果时，即停止给药，不必急于将剩余的麻醉药物全部推入。,给药方法：耳缘静脉注射,07.09.2020,67,麻醉成功标志,角膜反射迟钝 或消失,肢体肌肉松弛,疼痛反射消失,呼吸变深变慢,07.09.2020,68,第八节 给药途径与方法,注射法分为：皮下注射、皮内注射、肌

14、肉注射 腹腔注射、静脉注射 脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、腰椎内注射、关节腔注射和心内注射 投入法 经消化道投入：口腔、胃腔或肠管 经呼吸道投入：鼻腔或气管,（一）皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。 注射部位：狗、猫大腿外侧 兔背部/耳根部 豚鼠后大腿内侧/小腹部；大白鼠侧下腹部 （二）皮内注射 局部脱毛消毒绷紧皮肤30度进针 挑起针头稍刺入可注射皮肤表面鼓起一小皮丘。,（三）肌肉注射,选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部,（四）腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使

15、针头向前推0.30.5cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，,为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。,（五）静脉注射注射时尽量使血管充盈 1兔：兔耳缘静脉 先拔毛，手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈 固定：左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面 进针：6号针头从静脉的远端进针，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入 结束：然后拔出针头，用手压迫针眼片刻,07.09.2020,76,2小白鼠和大白鼠尾静脉注射 固定动物（鼠筒或烧杯），露出尾巴，4550温水浸润半分钟或酒

16、精擦拭，血管充盈，表皮角质软化 固定：以左手食指和中指捏住鼠尾，无名指从下面托起，以大拇指和小指夹住尾巴的末梢 注射：进针，先缓注少量药液，无阻力 3狗前肢内侧皮下头静脉、后肢小隐静脉 侧卧固定，剪毛，用胶皮带扎紧静脉近端，从远端进针，有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药液。,几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）,（六）经口给药 多用灌胃法,常用动物一次灌胃能耐受的最大容积 见右表,1小鼠、大鼠（或豚鼠） 灌胃针安注射器上 固定动物成垂直体位经口腔缓慢插入灌胃针针插入时应无阻力注射液体。 灌胃针插入位置：小鼠34cm 大鼠或豚鼠46cm 灌胃量：小鼠为0.21ml，大鼠、豚鼠为15ml

17、。,2狗、兔、猫、猴 固定动物将扩口器放入动物口中，用绳固定于嘴部橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入将药液灌入。,（七）其它途径给药 1. 呼吸道给药挥发性类药物：乙醚、氨气等 2.皮肤给药药液涂在皮肤上，经皮肤吸收 用于鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等 3.脊髓腔内给药用于椎管麻醉或抽取脑脊液 4.脑内给药用于微生物学研究 大小鼠正中额部刺入脑， 豚鼠、兔、狗须先用穿颅钢针穿透颅骨，再刺入脑部 5.直肠内给药用于动物麻醉 6.关节腔内给药常用于关节炎的动物模型复制,人与各种动物及各种动物之间用药剂量换算 公式：B动物剂量（mg/kg）=WA动物剂量（m

18、g/kg）,07.09.2020,85,第九节 处死方法,处死原则：当实验中途停止或结束时，实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。 安乐死是指实验动物在没有痛苦感觉的情况下死去。实验动物安乐死方法的选择取决于动物的种类与研究的课题。,一、捣碎脑脊髓 用于蛙类 二、颈椎脱臼法 用于鼠类 三、放血法 眼眶放血、心脏放血、动脉放血 四、断头法 五、击打法 六、药物法 有毒药物或麻醉剂 七、空气栓塞法 兔、猫等静脉注入2040ml 狗静脉内注入80150ml,07.09.2020,91,动物实验常用手术器械,07.09.2020,92,手术刀握持方法,07.09.2020,93,07.09.2020,94,动物实验常用方法,动物实验的方法很多，下面举一些动物实验的常用方法： 1、复制动物模型法 采用人工的方法使动物在一定致病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动物的组织，器官或全身的一定损伤，复制成与人类疾病相似的动物疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及防治