大鼠心电图导联连接和给药方法.doc

大鼠标准肢体导联比较杂乱，对心肌缺血的判定也很不是很敏感，很确切。但胸导联可大大改变这种尴尬的局面。但是生命信号采集系统一般只有生物电信号的输入方式，没有专用的ECG输入，介绍一个相当简便的办法，可以解决这个问题。1.找3只5.1K或5.6K的精密电阻（误差0.5%）。2.将3只电阻的一端绞在一起，接生物放大器输入“”极。3.生物放大器输入“”极，接胸导联的某个部位，如V3或V4。4.生物放大器输入“地”极，接动物右下肢。这样就可得到比上述ECG漂亮的胸导联ECG了，特别提醒，T波可能是倒至的。我用这种方法还做狗冠脉结扎的心外模心电图，对心肌缺血很敏感，很爽。这个方法也是在为生命信号采集系统标测心外膜ECG苦恼时无意发现的，在一本ECG的专业书上看到加压导联和胸导联的原理和发现历史中提到怎样得到基准电位的办法（就是上述3电阻确定0电位的方法），后又发现这种办法在其他ECG专业书，乃至生理学教材上都有描述，只是没有提到确定基准电位的具体办法。用这种办法也能做肢体加压导联，比如，将左脚的电阻断开，放大器“”极接左脚，就是aVF，由此类推，也能得到aVR（右上肢）和aVL（左上肢）。各位战友不妨试试。对不起，上帖第2点忘了一句，“3个电阻的另一端，分别接左右上肢和左下肢。”动物的给药途径和方法-大鼠的给药途径和方法 1.灌胃(i.g) 左手按照徒手固定方式固定大鼠，使大鼠伸开两前肢，手掌握住大鼠背部，右手持灌胃器，沿体壁用灌胃针测量口角到最后肋骨之间的长度，约为插入灌胃针的深度。操作时从大鼠口角插入口腔内，然后用灌胃针压住大鼠舌部，使口腔和食管成一条直线，再将灌胃针沿上颚壁轻轻进入食道。注药前应先回抽注射器，增明为插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次灌胃量为体重。大鼠灌胃的注意要点。）抓牢动物后使其头部和颈部保持一条直线；）一定要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内；）决不可进针不顺硬向里插，否则会造成动物死亡。大鼠灌胃器可用的注射器连接，直径的灌胃针制成。液体药物和流质药物灌胃时，可用前端点焊成圆突的灌胃针。粉状药物灌胃时，可用前端装有胶囊套管的灌胃针，灌胃前先将粉状药物装胶囊，然后将装有药物的胶囊塞入套管内灌胃。有些情况下，也可以用灌胃管，慢性试验需要长期给药，或者手术后不能主动进食的动物，可手术装置胃管插管。即以一根约长的不锈钢针头，一端连接鼻饲管，经过鼻孔插入胃内，一端以手术方法埋入鼻梁皮下，延伸至额部连接一橡胶管后由皮内穿出，共注入药物和食物用。该装置也可以抽取胃液。皮下注射(s.c)大鼠皮下注射时，通常选择左侧下腹部或后腿皮肤处。操作时先用酒精棉球消毒需要注射部位的皮肤，再将皮肤提起，用注射针头穿刺入皮下。一般先沿纵轴方向刺入皮肤，再沿体轴方向将注射针推进左右，若左右摆动针尖很容易，则表明已经刺入皮下，然后轻轻抽吸，若无回流物，则可缓慢注入药物。注射后缓慢拔出注射器，稍微用手指压一下针刺部位，以防止药液外漏，一次注射量不超过体重。3.皮内注射（i.d) 大鼠皮内注射通常选用背部脊柱两侧的皮肤。操作时先将注射部位及其周围的被毛剪掉，酒精棉球消毒局部，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持号针头的注射器，使针头与皮肤成30度角刺入皮下，然后将针头向上挑起并稍刺入即可注射。注射后可见皮肤表面鼓起一个小丘，注射后5分钟再拔出针头，否则药液会从针孔漏出。通常小鼠皮内一次注射量不超过0.ml。雄性动物皮肤紧密，皮内注射时的难度较雌性动物大，因此通常选用雌性动物进行此试验。4.肌肉注射（i.m)因大鼠肌肉较少，一般不用此种方法。如果试验必须作肌肉注射时，由助手固定大鼠。操作者用左手抓住大鼠一侧的后肢右手取连有号针头的注射器，将针头刺入大腿内侧或外侧肌肉，将药液注入。小鼠一侧的药量不超过0.5ml。肌肉注射一般选择股二头肌注射，但应该避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪。5.腹腔注射（i.p) 腹腔注射时，用左手的拇指、食指和中指从大鼠的前肢和头部后面抓住大鼠，即要紧又要轻柔，同时用身体抵住大鼠的两后肢使之固定，使腹部向上并伸展，右手将注射器的针头（5号）刺入皮肤。进针部位是距离下腹部腹中线稍向左或右1mm的位置，针头到达皮下后，继续向前进针35mm，再以45度角刺入腹肌，针尖通过腹肌后抵抗力消失。固定针尖缓缓注入药液。为避免刺破内脏，可以将动物头部放低，尾部提高，使脏器移向横膈处。小鼠的一次注射量为12ml/100g体重。6.静脉注射（i.v）1）尾静脉注射法。大鼠尾部血管和小鼠情况类似。在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均有数对伴行的动静脉组成的血管从，在这些血管中有四根十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。两侧尾静脉比较容易固定。大鼠尾部皮肤常呈鳞片状角质化，因而将大鼠固定露出尾巴后，需要先用酒精棉球强擦，使血管扩张，并可以使表皮角质软化，然后将尾部向左或向右拧90度，使一侧尾静脉朝上，此时尾部表面静脉怒张，右手持注射器（连5号细针头），使针头与静脉平行（小于30度），从尾下五分之一处（约距尾尖34mm)进针，此处皮薄容易进入，刺入后先缓慢注入少量药液，如果没有阻力，表示针头已经进入静脉，可以继续注入。一般推进的速度为0.050.10ml/秒，一次注射量为0.51ml/100g体重。注射完毕后把尾巴向注射侧弯曲以止血。如需要反复注射，应尽可能从尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。2)阴茎静脉注射 这是目前大鼠静脉输液、给药的一种常用方法。将雄性大鼠麻醉后仰卧或侧卧，翻开包皮，拉出阴茎，背侧阴茎静脉非常粗大、明显，沿皮下直接刺入。3）浅背侧跎静脉注射 进行左后肢的浅背侧跎静脉注射时，助手用左手抓住大鼠的颈背部成仰卧位（拇指握住右前肢，中指按住左前肢，食指抓住头颈部背侧皮肤，中指、无名指和手掌抓住背部皮肤），用右手的拇指和食指夹住大鼠的左后肢的大腿部，同时用右手的中指和无名指夹住动物的尾部。操作者用酒精棉球清洗、消毒左后肢，用注射针对准扩张的浅背侧跎静脉血管刺针注射。4）舌下静脉注射 大鼠的舌下静脉粗大，可用于给药。注射时，先麻醉好动物，再拉出舌头，找到舌下静脉，直接注入药液。此外大鼠、豚鼠等小动物以及兔子、犬、猫等中型动物的静脉给药，快速给药可用注射器人工推注药液而缓慢给药或连续给药时，可用微量注射泵进行。7.脑内注射 此方法常用于微生物学动物实验，将病原体接种于备检动物的脑内，观察接种后的各种变化。给大鼠脑内注射时，先将其额部消毒。操作者用左手固定好动物，右手用套有塑料管、针尖露出2mm长的6号针头直接由额部正中刺入脑内，注入药物或者接种物。另外一种方法是：将大鼠用乙醚轻度麻醉，使注射器和额顶颅骨大约保持45度角，在中线外侧2mm处刺入注射器。因为该部位颅骨较薄，插入注射器毫不费力。一次注射量为0.020.03ml。8.涂布给药 大鼠也经常采用浸尾方式经尾皮给药，用以定性的判定药物或者毒物经皮肤的吸收作用。给药前先将鼠放进特制的固定盒内，露出尾巴，然后将大鼠尾巴穿过小试管软木塞小孔，插入装有药液或者受检液体的试管内，浸泡26h（根据药物或者毒物的毒性及药理作用效果而定），并观察其中毒症状，如果是毒物，实验时要特别注意防止中毒，因此要将试管的软木塞塞紧，必要时可用凡士林或腊封，亦可在受检液体表面加上一层液体石蜡），尾巴通过的小孔也应该绝对严密。还可以在通风橱的壁上钻一个相当于尾巴大小的小孔，将受检液体放在通风橱内，动物尾巴通过该小孔，进行浸尾试验，整个尾巴的3/4浸入药液中，而身体部分仍然留在通风橱外，试验过程中大