动物生理实验课件Bhy

动物生理实验课件Bhy第1页，课件共142页，创作于2023年2月动物生理学常用器械一.蛙类手术器械1．探针：用于破坏脑和脊髓。2．粗剪刀：用于剪骨、肌肉、皮肤等较粗硬组织。3．眼科剪；用于剪神经、血管等细软组织。4．外科镊：用于夹捏组织和牵提切口处的皮肤。5.眼科镊：用于夹捏细软组织。6．玻璃分针：用于分离神经和血管等。7．蛙板：用于固定蛙类。第2页，课件共142页，创作于2023年2月二.哺乳类手术器械8．玻璃板：用于制备神经肌肉标本。1.注射器：用于注射药液。2．剪毛翦：用于术部剪毛。3．手术刀：用于切割皮肤、肌肉和脏器。4．止血钳：除用于止血外，有齿的用于提起皮肤，无齿的用于分离皮下组织。5．外科镊：用于夹捏较大或较厚的组织，牵拉皮肤切口。6．外科剪：用于剪皮肤、皮下组织、肌肉等。7．眼科剪：用于剪血管、神经。8．眼科镊：用于捏和分离神经、血管等。9，骨钳：用于咬切骨质。10.骨剪；用于剪切骨质。11.颅骨钻：用于钻孔开颅12.持针钳：用于夹持缝合针。13.缝合针、线：用于缝合皮肤、肌肉脏器等。第3页，课件共142页，创作于2023年2月第4页，课件共142页，创作于2023年2月动物生理学实验动物

常用酌麻醉药物第5页，课件共142页，创作于2023年2月动物生理学实验动物

常用酌麻醉药物第6页，课件共142页，创作于2023年2月动物生理学实验动物

常用酌麻醉药物第7页，课件共142页，创作于2023年2月常用的给药方法1.经口投药法（口服、灌服）2.注射给药法（皮下、肌肉、腹腔、静脉）第8页，课件共142页，创作于2023年2月常用的动物麻醉方法及注意事项1.全身麻醉：吸入、注射2.局部麻醉：点眼、注射麻醉注意事项1、麻醉前应正确选用麻醉药品、用药剂量及给药途径。2、密切观察动物麻醉状态及反应，以便准确判断麻醉深度。3、如麻醉较浅，动物出现挣扎或呼吸急促等，需补充麻醉药以维持适当的麻醉。一次补充药量不宜超过原总用药量的五分之一。4、麻醉过程中，应随时保持呼吸道通畅，并注意保温。5、在手术操作复杂、创伤大、实验时间较长或麻醉深度不理想等情况下，可配合局部浸润麻醉或基础麻醉。6、实验中注意液体的输入量及排出量，维持体液平衡，防止酸中毒及肺水肿的发生。第9页，课件共142页，创作于2023年2月实验一血液的组成

[实验目的]了解血液的组成，区别血浆、血清及纤维蛋白。第10页，课件共142页，创作于2023年2月[实验原理]

血液是由液态的血浆和悬浮于血浆中的血细胞组成。在血液中加一定量的抗凝剂柠檬酸钠或草酸钾，使血液抗凝，由于血细胞比重略大于血浆，静置或经过离心，将出现分层。上面无色（或淡黄色）透明的部分为血浆，下面红色部分为红细胞，在红细胞之上有一薄层灰白色部分为白细胞和血小板。下部压紧的血细胞占全血的体积比称为红细胞压积，又叫红细胞比容。若不加抗凝剂任血液自然凝固或去纤维蛋白，就可区别血清、血块及纤维蛋白。第11页，课件共142页，创作于2023年2月第12页，课件共142页，创作于2023年2月[材料及用具]

鸡，新鲜血，抗凝血，离心管，离心机，小试管刷，烧杯，试管架，试管，天平。[方法及步骤]制备抗凝血:常用的抗凝剂为3.8%柠檬酸钠，其用量：1ml血需5mg柠檬酸钠→10ml血→50mg柠檬酸钠。（计算50mg柠檬酸钠相当于多少毫升3.8%柠檬酸钠）100：3.8g=x：50mg100：3800mg=x：50mgx=(100×50)÷3800≈1.32柠檬酸钠抗凝机理：柠檬酸钠与血中的钙离子结合，形成可溶化物而抗凝。其优点是毒性低。第13页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]1．取抗凝血（1毫升血液加柠檬酸钠5毫克；或1毫升血液加草酸钾2毫克）10毫升（如抗凝血放置过久，还须将其充分摇匀），置于有刻度的离心管中。将离心管放入电动离心机中，以每分钟3000转的速度旋转20—30分钟，使血细胞完全沉于管底，然后取出离心管观察，其上层为血浆，底层为压紧的深红色的红细胞，中间一白色薄层为白细胞和血小板。第14页，课件共142页，创作于2023年2月2．取新鲜血50毫升放在小烧杯中，用小试管刷搅动数分钟后，取出试管刷，可见试管刷上有许多丝状物缠绕，此即为纤维蛋白。用水冲洗后，观察其颜色及韧性。脱去纤维蛋白的血液称“去纤维蛋白血”。3．取“去纤维蛋白血液”10毫升，依1法离心后，上层为血清，下层为血细胞。观察其颜色及透明度。4．取新鲜血10毫升置试管中，静置片刻。则见有凝固现象发生，浑浊的血变为一条血凝块(凝块称血块)，血块回缩，周围有清亮的液体析出，该液体为血清。为加速此过程，可先离心几分钟或略加温。第15页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]使用离心机时，应用天平称量使离心机旋转轴两侧相应的两个套筒及其内容物的总重量相等。开动离心机应由慢而快，使转速逐渐达到3000转/分，停止时应由快而慢逐渐停止。要求与思考题1.血浆与血清有哪些区别？2．写出实验报告，该实验报告采用画图法最直观。第16页，课件共142页，创作于2023年2月实验二血红蛋白的测定[实验目的]

熟悉用比色法测定血红蛋白的方法。[实验原理]

血红蛋白测定的方法有多种，最常用而最简单的是比色法。由于血红蛋白的颜色，常随结合的氧量多少而改变，因而不利于比色，但血红蛋白与稀盐酸作用后，能使亚铁血红素变成不易变色的棕色的高铁血红蛋白，用水稀释后可与标准比色板比色，从而测得血红蛋白含量。通常以每100毫升血液中血红蛋白的克数来表示。第17页，课件共142页，创作于2023年2月[材料及用具]

血红蛋白计，抗凝血，吸血管，滤纸，1/10N盐酸，蒸馏水等。第18页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]1.实验前先检查血红蛋白计的测定管是否清洁。2.将1/10N盐酸加入测定管中至刻度“2”或“10%”处。3.用吸血管吸制备好的抗凝血至刻度20立方毫米处。4.将吸血管内的血液完全移入稀释管内，混合均匀，放置10分钟。5.把稀释管插入比色架中，使无刻度的两侧面位于空格的前后。6.用滴管向稀释管内逐滴加入蒸馏水，边滴边抖动手腕摇匀边观察颜色，直至颜色与标准比色柱相同为止。7.从比色箱中取出测定管，读出其中液体表面（凹面）的刻度。稀释管上液面的刻度读数即为每100ml血液中血红蛋白的克数。第19页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]

1.血液和盐酸作用的时间不可少于10分钟，否则，血红蛋白不能充分转变成高铁血红蛋白，使结果偏低。2.加蒸馏水时，开始可以稍多加几滴，随后则不能过快，以防稀释过头。3.比色时最好在自然光下，而不应在黄色光下进行，以免影响结果。4.整个实验过程中均应注意避免起泡。第20页，课件共142页，创作于2023年2月实验三红细胞的脆性试验[实验目的]

红细胞的理化特性及其变化受动物自身状况影响，在临床上具有检验诊断价值。通过红细胞渗透脆性实验学习测定红细胞对不同低渗溶液的渗透抵抗力，即测定正常动物红细胞渗透脆性的方法，理解细胞外液渗透张力对维持细胞正常形态与功能的重要性。第21页，课件共142页，创作于2023年2月[实验原理]

正常红细悬浮于等渗的血浆中，若置于高渗溶液内，则红细胞会因失水而皱缩；反之，置于低渗溶液内，则水进入红细胞，使红细胞膨胀。如环境渗透压继续下降，红细胞会因继续膨胀而破裂，释放血红蛋白，称之为溶血。红细胞膜对低渗溶液具有一定的抵抗力，红细胞膜对低渗溶液的抵抗力越大，红细胞在低渗溶液中越不容易发生溶血，即红细胞渗透脆性越小。将血液滴入不同的低渗溶液中，可检查红细胞膜对于低渗溶液抵抗力的大小。第22页，课件共142页，创作于2023年2月红细胞脆性试验就是测定红细胞对低于0.9%NaCl溶液的耐受能力。耐受力高者，红细胞不易破裂，即脆性低，反之，耐受力低者，红细胞易于破裂，即脆性高。凡上层溶液开始微呈淡红色，而极大部分红细胞下沉，称开始溶血或最小抗力（红细胞的最小抵抗力）。凡液体呈均匀红色，管底无红细胞下沉，则称完全溶血或最大抗力（红细胞的最大抵抗力）。[材料及用具]试管，试管架，吸管，移液管，抗凝血，1%NaCl，蒸馏水。第23页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]1.先将试管分别排列在试管架上，按下表把1%NaCl，稀释成不同浓度的低渗溶液，每管溶液均为2ml。

试管号123456789101%NaCl1.401.301.201.101.000.900.800.700.600.50蒸馏水0.600.700.800.901.001.101.201.301.401.50NaCl浓度0.700.650.600.550.500.450.400.350.300.252.采取血液，并在上列各管中各加入大小相等的血液1滴，然后，用拇指堵住试管口，将试管慢慢倒置一、二次，使血液与管内盐水混合均匀。第24页，课件共142页，创作于2023年2月3.在室温中静置1小时，观察结果：根据各管中液体颜色和浑浊度的不同，判断红细胞脆性。4.依上述说明，判定出开始溶血及开始完全溶血的氯化钠浓度百分率。前者为红细胞的最小抗力，后者为红细胞的最大抗力。①未发生溶血的试管：液体下层为大量红细胞沉淀，上层为无色透明，表明无红细胞破裂。②部分红细胞溶血的试管：液体下层为红细胞沉淀，上层出现透明淡红（淡红棕）色，表明部分红细胞已经破裂，称为不完全溶血。③红细胞全部溶血的试管：液体完全变成透明红色，管底无红细胞沉淀，表明红细胞完全破裂，称为完全溶血。第25页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.小试管要干燥，加血的量要一致，只加一滴。2.混匀时，轻轻倾倒1～2次，减少机械震动，避免人为溶血。3.配制不同浓度的NaCl溶液时应力求准确、无误。第26页，课件共142页，创作于2023年2月实验四红细胞沉降率（血沉）的测定[实验目的]

了解正常动物红细胞沉降率并掌握其测定方法。第27页，课件共142页，创作于2023年2月[实验原理]

红细胞在循环血液中具有悬浮稳定性,但在血沉管中,会因重力逐渐下沉。将加有抗凝剂的血液置于一特制的具有刻度的玻管内，置于血沉架上，红细胞因重力作用而逐渐下沉，上层留下一层黄色透明的血浆。经一定时间(通常以第1小时末红细胞下降的距离,作为沉降率的指标，简称为血沉)沉降的红细胞上面的血浆柱的高度，即表示红细胞的沉降率。血浆中的某些特性能改变红细胞的沉降率,因此血沉可作为某些疾病检测的指标之一。[材料及用具]

血沉管，血沉管架，洗耳球，抗凝血，干棉球。第28页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]1.制备抗凝血（鸡血）。2.用清洁、干燥的血沉管，小心地吸血至最高刻度“0”处，搽去血沉管尖端外周的血液。在吸血之前，须将血液充分摇匀（但不可过份振荡以免红细胞破坏）。吸血时，要绝对避免产生气泡，否则须重做。将吸有血液的血沉管垂直置于血沉管架上，分别在15分钟、30分钟、45分钟、1小时（4只管），检查血沉管上部血浆的高度，以毫米表示之，并将所得结果记录于下表：时间15min30min45min1h血沉第29页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.采血后实验应在2小时内完毕，否则血液放置过久，会影响实验结果的准确性。2.沉降管应垂直竖立，不能稍有倾斜，不得有气泡和漏血。3.沉降率随温度的升高而加快，故应在室温18—27℃时测定为宜。4.血沉管必须清结，如内壁不清洁可使血沉显著变慢。第30页，课件共142页，创作于2023年2月实验ABO血型的鉴定第31页，课件共142页，创作于2023年2月[实验原理]

ABO血型是根据红细胞表面存在的凝集原决定的。存在A凝集原的称为A血型，存在B凝集原的称为B血型。而血清中还存在凝集素。当A凝集原与抗A凝集素相遇或B凝集原与抗B凝集素相遇时，会发生红细胞凝集反应。一般A型标准血清中含有抗B凝集素，B型标准血清中含有抗A凝集素，因此可以用标准血清中的凝集素与被测者红细胞反应，以确定其血型。[设计要求]

：已知甲某的血型为A型（或B型），现在又无标准血清,要求设计一实验来判断乙某的血型？第32页，课件共142页，创作于2023年2月

第33页，课件共142页，创作于2023年2月[材料及用具]

正常人，双凹玻片，采血针，竹签，75%酒精棉球，干棉球，玻璃蜡笔（记号笔），尖头滴管。[方法与步骤]

1.在双凹玻片两端分别标上A和B，中央标记受试者的号码。

2.在A端和B端的凹面中分别滴上相应的标准血清少许。

3.75%酒精棉球消毒无名指端，用采血针刺破指端，用消毒后的尖头滴管吸取少量血，分别与A端和B端凹面中的标准血清混合，放置1～2

min后，肉眼观察有无凝血现象，肉眼不易分辨的用显微镜观察。

4.根据凝集现象的有无判断血型。第34页，课件共142页，创作于2023年2月血型鉴定TypeATypeBTypeOTypeABanti-Aanti-Banti-Aanti-Banti-Aanti-Banti-Aanti-B第35页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.指端、采血针和尖头滴管务必做好消毒准备。做到一人一针，不能混用。使用过的物品（包括竹签）均应放入污物桶，不得再到采血部位采血。

2.消毒部位自然风干后再采血，血液容易聚集成滴，便于取血。取血不宜过少，以免影响观察。

3.采血后要迅速与标准血清混匀，以防血液凝固。

4.在进行交叉配血实验时，一定要防止将主侧配血和次侧配血搞混了。

第36页，课件共142页，创作于2023年2月实验五蛙心起搏点的观察[实验目的]

用结扎的方法来观察蛙的心搏的起点，以及心脏不同部位传导系统的自动节律性高低。[实验原理]

心脏的特殊传导系统具有自动节律性，但各部分的自动节律性高低不同。蛙心的起搏点是静脉窦（哺乳动物是窦房结），自动节律性也以静脉窦（窦房结）为最高。正常心脏的每次搏动都由静脉窦（窦房结）发出，沿心房传至房室结，再由房室结经房室束传至心室肌肉。若阻断心脏的正常传导，则出现不同的收缩障碍。第37页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]1.认识蛙心各部分的构造和名称：自心脏腹面认识心室、心房、动脉圆锥（动脉球）和主动脉。然后用玻璃解剖针向前翻转蛙心，从心脏背面区别静脉窦和心房。第38页，课件共142页，创作于2023年2月2.观察蛙心各部分收缩的顺序：自心脏背面观察静脉窦、心房、心室三部分。观察他们的跳动次序，并记数每分钟的收缩次数。3.用小镊子在静脉窦与心房之间穿一丝线，并进行结扎。此时心房与心室均停止于舒张状态，而静脉窦依然搏动。记数其频率。待心房和心室又开始收缩后，记数单位时间内静脉窦和心房、心室的收缩频率，两者是否一致？说明什么问题？4.另取一线，在心房与心室之间结扎，观察心脏跳动有何变化？第39页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.结扎前要认真识别心脏各部分的界线。2.结扎的部位要准确地落在相邻部位的交界处，结扎时用力逐渐增加，直至心房、心室搏动停止。3.蛙心正常起搏点在静脉窦，潜在起搏点在心房。回答问题：1.正常蛙心起搏点是什么？传导顺序如何？2.结扎后静脉窦、心房、心室的搏动次数是多少？第40页，课件共142页，创作于2023年2月实验六离体蛙心灌流[实验目的]

用离体灌流的方法，观察各理化因素对心脏活动的影响重要作用，了解肾上腺素、乙酰胆碱等激素、神经递质对心脏活动的调节意义。[实验原理]

维持心脏正常收缩的节律和强度，需要有一个适当的理化环境（离子的浓度、比例、溶液的酸碱度、环境温度等），这种环境条件稍有改变，便可影响心脏的正常活动。[材料及设备]牛蛙，蛙心套管，任氏液，2%氯化钠，1%氯化钙，1%氯化钾，0.01%肾上腺素，0.01%乙酰胆碱，滴管，细线，铁柱，试管夹，蛙心夹、生物信号采集系统。

第41页，课件共142页，创作于2023年2月斯式蛙心插管法手术过程（一）手术关键1.确保斯式蛙心插管前（尖）端进入心室腔2.确保蛙心插管内液体与心室内液体连接畅通3.千万不能损伤静脉窦4.防止漏液。第42页，课件共142页，创作于2023年2月（二）手术操作步骤：用刺蛙针找到枕骨大孔，对蛙行脑、脊髓双刺毁仰卧固定于蛙板上第43页，课件共142页，创作于2023年2月用剪刀剪去胸壁第44页，课件共142页，创作于2023年2月用眼科剪小心地剪开心包膜，暴露心脏第45页，课件共142页，创作于2023年2月把主动脉左支上端穿线第46页，课件共142页，创作于2023年2月结扎于主动脉分支下预埋一条棉线做一个松结备用。第47页，课件共142页，创作于2023年2月

剪口的位置应视蛙心插管前端细小部分的长度而定。轻提主动脉上的结扎线，用眼科剪剪在左主动脉近动脉球结扎处下方一小“V”形向心斜切口，第48页，课件共142页，创作于2023年2月

插管内事先装好干净的任氏液，可滴加若干滴肝素（抗凝剂）于其中。将注有任氏液的斯氏套管插入动脉干内，然后左手持左侧血管分支上的结扎线向外拉，右手将蛙心套管送入动脉球第49页，课件共142页，创作于2023年2月

将盛有少量任氏液的蛙心插管由此口插入主动脉,至动脉圆锥时略“向后向下”反复试插，当心室收缩时插入向心室后壁方向插入容易经主动脉瓣入心室腔内（插入过深可因室壁堵住插管下口不通，可稍退）。插管若成功进入心室，可见下列四者之一可确定：①管内液面随心缩而升舒而降②血若“喷泉”涌入插管③用滴管吹之心室膨大④手指压室壁可触及有插管抵触。第50页，课件共142页，创作于2023年2月第51页，课件共142页，创作于2023年2月

此处一定要扎紧且不能松脱，以防漏液。即将已作虚结之丝线把血管和套管固定起来第52页，课件共142页，创作于2023年2月余线则扎于套管的玻璃小钩上，以免心脏滑脱。提起套管，剪断与心脏相连的血管和组织(注意勿损伤静脉窦及两心房)第53页，课件共142页，创作于2023年2月第54页，课件共142页，创作于2023年2月小心剪断组织后，摘出心脏。第55页，课件共142页，创作于2023年2月用任氏液洗去心内外的余血后，注入新鲜任氏液备用。第56页，课件共142页，创作于2023年2月第57页，课件共142页，创作于2023年2月第58页，课件共142页，创作于2023年2月四、实验装置与连接第59页，课件共142页，创作于2023年2月第60页，课件共142页，创作于2023年2月第61页，课件共142页，创作于2023年2月(二)实验项目1.正常心脏收缩的曲线：用滴管向蛙心套管中注入1—3毫升任氏液（以后的溶液量均应与第一次相同）。注意观察心跳频率和收缩强度。2.钠离子的影响：向套管中加入1%氯化钠数滴，并与管中溶液混均，同时做一记号。观察心脏活动有何变化？待心脏活动发生明显改变时，应迅速吸出套管内的溶液，并添加新鲜的任氏液进行洗涤，反复数次，直至心脏恢复正常活动后，再加入其它溶液（以下实验皆同此）。3.依照步骤2的方法分别向套管中加入氯化钙、氯化钾、肾上腺素、乙酰胆碱，观察心脏活动有何变化？以冰块、40℃热水接触静脉窦，观察心跳频率有何变化。4.用生物信号采集系统记录实验全过程，并保存打印附于实验报告上。第62页，课件共142页，创作于2023年2月1.成功插管：注意勿剪破心脏血管、勿结扎静脉窦。2.及时抢救：如加入KCl和Ach后，要及时冲洗避免过度抑制而死亡。3.前后对照：每步加药前均应设有药前“对照”。4.液面相同：末次冲洗时应调整液面相同，才具有可比性。【注意事项】第63页，课件共142页，创作于2023年2月5.避免污染：吸干净液与脏液的两吸管不要混用避免残液影响。6.量效关系：先加1～2滴，观察效应，不明显可再补加。7.冲洗湿润：冲洗3次以上，常滴液于心脏表面使之湿润。8.指标标记：观察指标为心率和心收缩力;每步骤均应标记。第64页，课件共142页，创作于2023年2月[讨论]上述各种因素对心脏活动有什么影响？为什么？第65页，课件共142页，创作于2023年2月第66页，课件共142页，创作于2023年2月心肌细胞兴奋－收缩耦联过程所需的Ca要从细胞外液转运，细胞兴奋时，膜上Ca通道开放，因此：细胞外液Ca浓度↑――细胞兴奋时内流Ca↑――心肌收缩力↑反之亦然1％KCl：即１３４ｍｍｏｌ/L（正常：４ｍｍｏｌ／Ｌ）轻，中度高钾：细胞外K↑――Ｋ与Ｃａ在细胞膜上有竞争性抑制――Ｋ抑制细胞膜对Ｃa转运――进入细胞内Ca↓――心肌的兴奋收缩联过程减弱――心肌收缩力↓[K]↑――膜内外ｋ浓度梯度减小――静息电位绝对值减小――兴奋性↑[K]↑――细胞膜对k通透性增加――K通道失活V↓――自动去极化V↓――自律性↓[K]↑――细胞膜对k通透性增加――K外流增加――最大复极电位↑――自律性↓[K]↑――Ca内流受抑制――0期去极速度和幅度降低――传导性降低重度高钾：[K]↑↑――RP↓――Ｎａ通道失活――兴奋性丧失2％CaCl2：即１８０ｍｍｏｌ/L（正常：２ｍｍｏｌ／Ｌ）细胞膜外Ｎａ与Ｃａ有竞争性抑制细胞外液Ca浓度↑――细胞兴奋时内流Ca↑――心肌收缩力↑快反应细胞：高Ｃａ――Ｎａ内流抑制――０期去极化速度及幅度下降――传导性↓慢反应细胞： 高Ｃａ――Ca易进入细胞，Ｃａ内流增加――０期去极化速度增加――传导性↑

第67页，课件共142页，创作于2023年2月O.65％NaCl：１１１ｍｍｏｌ／Ｌ

细胞外Ca↓――2期内流Ca↓――胞浆Ca

浓度↓――心肌收缩↓

[Ｃａ]↓――Ｃａ内流减少――０期去极化速度减慢――传导性↓――[Ca]↓――Ca不易进入细胞――4期自动除极的速度减慢――自律性↓

肾上腺素

正性变化

肾上腺素与心肌细胞膜上的β1受体结合――心肌细胞和肌浆网膜Ca通透性↑――肌浆中Ca浓度增加――心肌收缩↑

使K通道，Ｎａ通道，Ca通道都开放，------

慢Ca通道-----

乙酰胆碱

负性变化

乙酰胆碱与心肌细胞膜上的M受体结合――心肌细胞膜K通道的通透性↑――促k外流――

1：窦房结细胞复极时K外流↑――最大复极电位水平↑――自律性↓

2：复极时K外流↑――AP2,3期缩短――Ca进入细胞内↓――心肌收缩↓

乙酰胆碱可直接抑制Ca通道――Ca内流↓――心肌收缩↓

第68页，课件共142页，创作于2023年2月实验七

胸内负压测定【实验目的】

验证胸内负压的存在，了解胸内压产生的原理以及一些因素的影响，以加深对呼吸运动的产生及调节的理解。第69页，课件共142页，创作于2023年2月[实验原理]

胸内压系指胸膜腔内的压力，通常低于大气压，故也称为胸内负压。胸内负压主要由肺的弹性回缩力所产生，并随呼吸运动而变化，吸气时负压增大，呼气时负压减小。胸腔内负压的存在是保持持呼吸运动正常进行的必要条件，穿刺胸腔，破坏胸膜腔的密闭性，则胸内负压消失，肺组织萎缩。[材料和设备]

兔，手术台，手术器械，注射针头，橡皮管，水检压计，20%乌拉坦溶液。第70页，课件共142页，创作于2023年2月第71页，课件共142页，创作于2023年2月第72页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]动物全身麻醉：⑴麻醉药选择20%的乌拉坦；⑵麻醉药剂量1—1.5g/Kg；⑶麻醉方法：家兔耳缘静脉注射。若2千克体重的家兔应注射20%乌拉坦的量为10—15ml。100ml：20g=xml：2gx=10(ml)100ml：20g=xml：3gx=15(ml)（一）实验准备操作：动物以20%乌拉坦溶液静脉注射，麻醉后俯卧固定于手术台上，在右侧胸部剪毛。再于右侧胸部第四肋间切开皮肤1.0—1.5厘米，。然后由第三与第四或第四与第五肋间插入以橡皮管连接水检压计（或压力换能器）的胸套管或特制的粗注射针头，深度以水检压计浮标随呼吸明显波动为止；固定胸套管或针头（用胶布）后，即可开始实验观察和记录。第73页，课件共142页，创作于2023年2月（二）实验项目1.胸内负压的观察：当胸套管或注射针头插入胸膜腔时即可见水检压计与胸膜腔相通的一侧液面上升，而与空气相通的一侧液面下降，表明胸膜腔内的压力低于大气压，为负压。2.胸内负压随呼吸运动的变化：观察记录吸气和呼气时的胸内负压有什么变化。3.增大呼吸无效腔对胸内负压的影响：捏住家兔鼻孔造成呼吸运动加强，观察对胸内负压有什么影响。4.穿透胸腔对胸内负压的影响：用粗针头穿透靠右侧胸腔，使胸膜腔与大气直接相通，形成气胸。观察胸内负压和呼吸运动的变化情况。第74页，课件共142页，创作于2023年2月回答问题：1.胸内压是正压还是负压？2.家兔吸气和呼气胸内负压如何变化？3.捏住家兔鼻孔，胸内负压怎样变化？4.刺穿胸腔家兔出现什么变化？第75页，课件共142页，创作于2023年2月实验八胃肠运动的直接观察[实验目的]

观察胃肠道的各种运动形式，以及神经和体液因素对胃肠运动的调节。[实验原理]

消化道平滑肌具有自动节律性，可以形成多种形式的运动，主要有：紧张性收缩、蠕动、分节运动及摆动。在整体情况下，消化道平滑肌的运动受到神经和体液的调节。兔的胃肠运动活跃且运动形式典型，是观察胃肠运动的好材料。

第76页，课件共142页，创作于2023年2月第77页，课件共142页，创作于2023年2月第78页，课件共142页，创作于2023年2月第79页，课件共142页，创作于2023年2月蠕动

分节运动

第80页，课件共142页，创作于2023年2月第81页，课件共142页，创作于2023年2月[材料和设备]

兔，20%乌拉坦溶液、肾上腺素、毛果芸香碱，手术台，手术器械、纱布、丝线。[方法与步骤]

1.

将兔麻醉仰卧固定于手术台上，剪去颈部和腹部的被毛，沿腹中线切开皮肤、打开腹腔，暴露胃肠。2、观察相对正常情况下胃肠运动的形式，注意胃肠的蠕动、逆蠕动和紧张性收缩，以及小肠的分节运动等。在幽门与十二指肠的接合部可观察到小肠的摆动。3.将肾上腺素或乙酰胆碱分别滴在小肠上，观察小肠运动有何变化？

第82页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.胃肠在空气中暴露时间过长时，会导致腹腔温度下降。为了避免胃肠表面干燥，应随时用温生理盐水湿润胃肠，防止降温和干燥。2.实验前2～3h将兔喂饱，实验结果较好。[思考题]1.胃肠上滴加乙酰胆碱或肾上腺素，胃肠运动有何变化？为什么？2.正常情况下胃、小肠有哪些运动形式？

第83页，课件共142页，创作于2023年2月实验九小肠吸收和渗透压的关系[实验目的]

了解小肠吸收与肠内容物渗透压间的关系。[实验原理]

肠内容物的渗透压为制约肠吸收的重要因素。同种溶液在一定浓度范围内，浓度愈大，吸收愈慢；浓度过高时，反而会出现反渗透现象，使内容物的渗透压降低至一定程度后，再被吸收。由于饱和硫酸镁溶液对肠壁具有反渗透作用，因此可用作泻盐。[材料及用具]

兔，固定台，手术器械，20%乌拉坦，饱和硫酸镁溶液，0.7%氯化钠溶液，注射器，棉绳。第84页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]

将兔麻醉固定后，剖开腹腔（亦可利用实验三十五的胃肠运动直接观察的动物），取出长约16厘米的空肠一段，在其中点用棉绳结扎，另在距中点上下各8厘米处分别结扎，于是分为两段等长的肠腔（设A及B）。在A段中注入5毫升饱和硫酸镁溶液，在B段中注入30毫升0.7%氯化钠溶液。注射完毕后将肠置入腹腔中，30分钟后检查两段中各有何变化？何故？[注意事项]1.结扎肠段时应防止把血管结扎，以免影响实验效果。

2.注意实验动物的保温。第85页，课件共142页，创作于2023年2月实验十小白鼠能量代谢的测定[实验目的]

了解间接测量小动物能量代谢的基本方法和原理。[实验原理]

动物机体内物质代谢过程总伴有能量的转换。它的代谢强度可以通过测定单位时间内二氧化碳的产生量或耗氧量以及呼吸商来间接推算。本实验是通过测定小白鼠消耗一定量氧所需要的时间，推算每小时的耗氧量，从而计算出小白鼠的能量代谢。[材料及设备]小白鼠，广口瓶（或干燥器），水检压计，钠石灰，10毫升注射器，液体石蜡，，秒表，橡皮管。第86页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]1.按图装置小白鼠代谢器。然后将注射器内涂抹少许液体石蜡，往返抽送数次，使液体石蜡在注射器内壁形成均匀薄层，以防止气体逸出。第87页，课件共142页，创作于2023年2月2.检查小白鼠代谢器是否漏气以注射器推进一定量的气体，使水检压计一侧水柱液面上升到一定高度，然后夹闭进气管或保持注射器在一定位置。观察5—10分钟，如水柱高度不变，表示不漏气可以进行实验。3.将小白鼠放入广口瓶内，加盖密闭，待小白鼠比较安静时开始实验。4.注射器内先装有10毫升空气，然后将注射器向前推进2—3毫升，则见水检压计与大气相通的水柱液面升高，同时记下时间。因为小白鼠代谢过程中消耗了氧气，而所产生的CO2又被广口瓶内的钠石灰吸收，所以广口瓶内气体逐渐减少，水柱液面也随之回降。待液面降至原来水平时，再将注射器向前推进2—3毫升，如此重复进行，直至推入10毫升为止。待水检压计两边的水柱液面降到同一水平时，记下时间。从开始至此时即为消耗10毫升氧所需的时间。第88页，课件共142页，创作于2023年2月5.假定小白鼠年食为混合食物，其呼吸商为0.82，每消耗1升氧所产生的热量为4.825千卡，计算小白鼠能量代谢。6.小白鼠能量代谢的量为：（1升氧的热价×1小时耗氧量）÷（小白鼠的体表面积）

=产热量（千卡）/平方米/小时附小白鼠的体表面积（平方米）=0.09133(Rubner公式)或：体表面积=体重0.425×（公斤）×体长0.725(厘米)×0.007184Log面积=0.425Log(公斤)+0.725Iog（厘米）+Log0.007184小白鼠体长：从鼻尖至尾根的长度。第89页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.本实验所求得的数值为近似值。如通入氧以代替空气，并按标准状况校正气体容积，则可获得较准确的数值。2.钠石灰要新鲜干燥。3.开始实验和消耗10毫升氧所观察的水柱液面一定要在水平上，记下准确的时间，计算时才能缩小误差。为了便于观察可将水检压计内的水染成红色。第90页，课件共142页，创作于2023年2月实验十一去大脑僵直[实验目的]

了解去大脑后动物肌肉紧张的改变。[实验原理]

中枢神经系统的网状结构中，存在着抑制肌紧张系统和易化肌紧张系统。两者之间既互相拮抗又互相协调，使骨胳肌维持适度的肌紧张，保持动物体的正常姿势。在中脑上下叠体之间横断脑干，由于切断抑制肌紧张系统的联系较多，易化肌紧张的作用相对加强，导致反射性伸肌紧张性亢进。动物表现出四肢伸直，头部后仰，尾巴竖立等现象，这种症状称去大脑僵直。[材料及设备]兔，手术器械，脱脂纱布，乌拉坦，气管套管，骨钻，线。第91页，课件共142页，创作于2023年2月[方法及步骤]（一）实验准备1.将家兔用乌拉坦进行全身麻醉，麻醉药剂量为每公斤体重1.0—1.5克，麻醉方法为家兔耳缘静脉注射后俯卧固定于手术台上。2.在头顶正中自眉弓至枕部切开皮肤，露出头骨，分离颞肌和骨膜，用骨钻在颅骨旁钻孔，并用骨钳扩大，使后半部大脑半球暴露，再剪除硬脑膜，露出脑面。第92页，课件共142页，创作于2023年2月3.松开家兔四肢。左手托起动物头部，右手用刀柄从大脑半球后缘轻轻翻开枕叶，露出四叠体即可见到中脑上、下丘部分（上丘较粗大，下丘较小）。用刀柄在上、下丘之间向口裂方向呈45°方向插入，同时向两边拨动、推压，切断脑干，即成为去大脑动物。脑干切断部位示意图背面观腹面观家兔脑的构造第93页，课件共142页，创作于2023年2月（二）进行观察手术后数分种，动物四肢逐渐伸直，头向后仰，尾向上翅，呈角弓反张状态。第94页，课件共142页，创作于2023年2月第95页，课件共142页，创作于2023年2月第96页，课件共142页，创作于2023年2月第97页，课件共142页，创作于2023年2月第98页，课件共142页，创作于2023年2月[注意事项]1.手术过程中如有出血，则以纱布压迫止血，留意切勿伤及横窦，以免大量出血。2.切断脑干时须认准部位，一刀切断。第99页，课件共142页，创作于2023年2月实验十二胰岛素、肾上腺素对血糖的影响[实验目的]

了解胰岛素、肾上腺素对血糖的影响。[实验原理]

胰岛素具有降低血糖的作用。它通过促进易化扩散作用从而增强多种组织摄取糖的机能；同时它不但激活肝细胞内葡萄糖激酶和使糖原合成酶的浓度增高，而且还使肝细胞内球磷酸腺苷（cAMP）减少;肾上腺素能使cAMP增加，从而增加磷酸化酶的活性，促进糖原分解，增加血糖的浓度。[材料及设备]

兔（或小白鼠），胰岛素，0.01%肾上腺素，20%葡萄糖，注射器，恒温水浴槽等。第100页，课件共142页，创作于2023年2月[方法和步骤]1.取事先经过饥饿24—36小时的兔2只，称其体重后，从耳静脉注射胰岛素10—20国际单位/每公斤体重。约经1—2小时，观察动物有无不安，呼吸局促，痉挛，甚至休克现象的发生。待低血糖症状出现时，给甲兔及时静脉注射20%葡萄糖20毫升（温热），给乙兔及时皮下注射0.1%肾上腺素（按0.4毫升/每公斤体重）。仔细观察实验动物，记录观察结果。第101页，课件共142页，创作于2023年2月实验十三反射弧的分析

【实验目的】

分析反射弧的组成部分，探讨反射弧的完整性与反射活动的关系。【实验原理】

在中枢神经系统的参与下，机体对各种刺激发生的反应过程称为反射。反射弧是反射发生的结构基础。反射弧包括感受器、传入神经、反射中枢、传出神经和效应器五部分。反射弧完整是引发反射的必要条件，一旦其中任何一个环节的解剖结构和生理完整性受到破坏，反射活动就无法实现。硫酸对皮肤的伤害性刺激可以引起受刺激肢体的反射性屈曲，本实验以此屈曲反射来分析反射弧的组成。第102页，课件共142页，创作于2023年2月【实验对象】

蛙或蟾蜍【实验器材与药品】

蛙类手术器械1套，血管钳1把，铁支架和铁夹1个，玻璃杯，玻璃平皿，滤纸（约lcm×lcm），小棉球，纱布块，0.5%、1％和2％硫酸溶液，1%可卡因（或普鲁卡因、氯仿）。

第103页，课件共142页，创作于2023年2月1.脊髓蟾蜍的制备：左手持蟾蜍，用食指分开其上下颌，右手用粗剪刀由两侧口裂沿口角至眼后方剪去蟾蜍脑部，保留下颌和脊髓，制备成去脑的脊髓蟾蜍。用铁夹夹住蟾蜍下颌，将其悬挂于铁支架上（如图）。用清洁水冲洗蟾蜍两下肢皮肤并用纱布擦干，然后进行下列各项实验。【实验方法和步骤】第104页，课件共142页，创作于2023年2月2.正常反射的观察：用0.5％硫酸溶液分别浸沾蟾蜍左右后肢的足趾尖，观察双侧后肢的反应。酸对皮肤的刺激将引起屈腿的反射动作。发生反射后，马上用清水洗净皮肤上的硫酸。在此反射的基础上，对此反射弧进行以下实验分析。【实验方法和步骤】第105页，课件共142页，创作于2023年2月3.去除感受器对反射的影响：围绕左侧小腿将皮肤作一环形切口，由此将切口以下小腿皮肤剥去（即去除皮肤对酸刺激的感受器），再用1％硫酸溶液浸沾没有皮肤的足趾，观察屈腿反射是否出现。由于去除了皮肤对酸刺激的感受器，这时屈腿反射不再出现。此时，再用硫酸刺激该侧小腿环形切口之上皮肤完好的部位，观察屈腿反射是否出现。由于皮肤感受器在环形切口之上仍然存在，这时可以观察到屈腿反射。这说明感受器破坏后反射将不能能够进行。【实验方法和步骤】第106页，课件共142页，创作于2023年2月4.阻断神经传导对反射的影响：沿坐骨神经走向在右侧大腿后面切开皮肤，用玻璃针拨开肌肉(股二头肌和半膜肌之间），暴露坐骨神经。在神经下面放一条线，用线将神经提起，在神经下面放一块浸有1％可卡因（局部浸润麻醉药）的棉球。然后，每间隔1分钟，用1％硫酸刺激右侧足趾，观察屈腿反射是否出现。由于坐骨神经内的传入神经纤维被麻醉，这是屈腿反射不再出现。在屈腿反射不再出现后立即用2％的硫酸浸过的滤纸皮贴于与该后肢同侧之躯干部皮肤，观察屈腿反射是否出现。由于坐骨神经的传出纤维较传入纤维后被麻醉，这时还能看到屈腿反射。随着麻醉时间的延长，传出纤维也被麻醉。这时不论刺激蟾蜍何处的皮肤，右侧肢体都不再出现屈腿反射。（也可采用将坐骨神经剪断的方法观察是否有反射的出现）【实验方法和步骤】第107页，课件共142页，创作于2023年2月5.破坏神经中枢对反射的影响：用镊子夹蟾蜍的后腿，当观察到反射性屈腿反射后，用蛙针刺入椎管内将脊髓破坏。这时再用镊子刺激，观察是否出现屈腿反射。由于反射中枢被破坏，这时便不能看到屈腿反射，同时其他一些反射活动也都消失。【实验方法和步骤】第108页，课件共142页，创作于2023年2月1.离断蟾蜍颅脑要适当，太高可能保留部分脑组织而出现自主活动，太低会影响反射的引出。2.剥离小腿皮肤时，足趾尖不能残留皮肤，否则硫酸刺激仍会引起屈腿反射。3.浸入硫酸的部位仅限于足趾尖，不要浸入过多，每次浸泡的范围也应恒定。4.每次硫酸刺激后，应及时用清水洗去皮肤上残余的硫酸以免烧伤蟾蜍皮肤，并用纱布擦干以免稀释硫酸溶液。5.活标本的神经不能用镊子等夹持。【注意事项】第109页，课件共142页，创作于2023年2月【思考题】反射弧有哪几部分组成，各部分具有什么作用？第110页，课件共142页，创作于2023年2月实验14

坐骨神经-腓肠肌标本制备[实验目的]学习生理学实验基本的组织分离技术；学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法；了解刺激的种类。[实验原理]蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性；刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等，制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。第111页，课件共142页，创作于2023年2月[实验对象]蟾蜍或蛙[实验药品]任氏液、食盐、1%H2SO4滤纸[仪器与器械]普通剪刀、手术剪、眼科镊（或尖头无齿镊）、金属探针（解剖针）、玻璃分针、蛙板（或玻璃板）、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓（或电子刺激器）、酒精灯。第112页，课件共142页，创作于2023年2月[实验方法与步骤]1.破坏脑、脊髓由枕骨大孔处垂直刺入椎管（图）。然后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针2～3次，捣毁脑组织。如果探针在颅腔内，应有碰及颅底骨的感觉。再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向尾端，捻动探针使其刺入椎管，捣毁脊髓。如蟾蜍仍有反射活动，表示脑和脊髓破坏不彻底，应重新破坏。第113页，课件共142页，创作于2023年2月2.剪除躯干上部、皮肤及内脏用左手捏住蟾蜍的脊柱，右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断，然后左手握住蟾蜍的后肢，紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去(注意避开坐骨神经),并剪去肛门周围的皮肤，留下脊柱和后肢。

3.剥皮一只手捏住脊柱的断端（注意不要捏住脊柱两侧的神经），另一只手捏住其皮肤的边缘,向下剥去全部后肢的皮肤（图）。将标本放在干净的任氏液中。将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。123456第114页，课件共142页，创作于2023年2月4.分离两腿用鑷子取出标本,左手捏住脊柱断端,使标本背面朝上，右手用粗剪刀剪去突出的骶骨（也可不进行此步）。然后将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半(注意，勿伤坐骨神经)。将一半后肢标本置于盛有任氏液中备用,另一半放在蛙板上进行下列操作。12345678第115页，课件共142页，创作于2023年2月5.辩认蛙后肢的主要肌肉，蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成，行走于脊柱的两侧，到尾端（肛门处）绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌（图）。第116页，课件共142页，创作于2023年2月6.游离坐骨神经和腓肠肌用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经,然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤及神经，其分支待以后用手术剪剪断。同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。第117页，课件共142页，创作于2023年2月7.剪去其它不用的组织操作从脊柱向小腿方向进行。（1）剪去多余的脊柱和肌肉将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同2～3节脊椎用粗剪刀从脊柱上剪下来。再将标本背面向上，用镊子轻轻提起脊椎，自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支，直至腘窝（图A），并搭放在腓肠肌上。沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，并将股骨刮净，用粗剪刀剪去股骨上端的1/3（保留2/3），制成坐骨神经-小腿的标本（2）完成坐骨神经腓肠肌标本将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎线剪断跟腱。用粗剪剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本（图B）。

第118页，课件共142页，创作于2023年2月坐骨神经-腓肠肌分离步骤第119页，课件共142页，创作于2023年2月8.检验标本用沾有任氏液的锌铜弓触及一下（或电刺激刺激）坐骨神经或用鑷子夹持坐骨神经中枢端,如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。第120页，课件共142页，创作于2023年2月1.避免蟾蜍体表毒液和血液污染标本，压挤、损伤和用力牵拉标本，不可用金属器械触碰神经干。2.在操作过程中，应给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。3.标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟,使标本兴奋性稳定,再开始实验效果会较好。[注意事项]第121页，课件共142页，创作于2023年2月实验15

刺激强度对肌肉收缩的影响[实验目的]学习神经-肌肉实验的电刺激方法和记录肌肉收缩的方法。观察刺激强度与肌肉收缩之间的关系；掌握阈刺激、阈下刺激、阈上刺激、最大（最适）刺激等概念。第122页，课件共142页，创作于2023年2月[实验原理]对于单根神经纤维或肌纤维来说，对刺激的反应具有“全或无”的特性。神经-肌肉标本是由许多兴奋性不同的神经纤维（细胞）-肌纤维（细胞）组成，在保持足够的刺激时间（脉冲波宽）不变时，刺激强度过小，不能引起任何反应；随着刺激强度增加到某一定值，可引起少数兴奋性较高的运动单位兴奋，引起少数肌纤维收缩，表现出较小的张力变化。该刺激强度为阈强度，具有阈强度的刺激叫阈刺激。此后随着刺激强度的继续增加，会有较多的运动单位兴奋，肌肉收缩幅度、产生的张力也不断增加，此时的刺激均称为阈上刺激。但当刺激强度增大到某一临界值时，所有的运动单位都被兴奋，引起肌肉最大幅度的收缩，产生的张力也最大，此后再增加刺激强度，不会再引起反应的继续增加。可引起神经、肌肉最大反应的最小刺激强度为最适刺激强度，该刺激叫最大刺激或最适刺激。第123页，课件共142页，创作于2023年2月[实验对象]蟾蜍或蛙[实验药品]任氏液

[仪器与器材]肌槽、张力换能器（50～100g）、生理纪录仪、刺激器或计算机生物信号采集处理系统；普通剪刀、手术剪、眼科镊（或尖头无齿镊）、金属探针（解剖针）、玻璃分针、蛙板（或玻璃板）、蛙钉、细线、培养皿、滴管、双凹夹。第124页，课件共142页，创作于2023年2月[实验方法与步骤]1.坐骨神经腓肠肌标本的制备2.仪器及标本的连结：将肌槽、张力换能器均用双凹夹固定于支架上；标本的股骨残端插入肌槽的小孔内并固定之；腓肠肌跟腱上的连线连于张力换能器的应变片上（暂不要将线拉紧）。夹住脊椎骨碎片将坐骨神经轻轻平搭在肌槽的刺激电极上。第125页，课件共142页，创作于2023年2月坐骨神经-腓肠肌标本实验装置第126页，课件共142页，创作于2023年2月3.生物信号采集系统的连接与设置：将张力换能器的输出插头插入生物信号采集仪的统的一个信号输入通道插座（CH1）；电极的插头插入该系统的刺激输出插孔。打开计算机,启动生物信号采集处理系统，进入“刺激强度对骨骼肌收缩的影响”实验菜单。第127页，课件共142页，创作于2023年2月实验项目1.使用单脉冲刺激方式,波宽调至并固定在1ms，刺激强度从零开始逐渐增大；首先找到能引起肌肉收缩的最小强度，该强度即是阈强度。描记速度要求每刺激一次神经，都应在记录纸或屏幕上记录（或显示）一次收缩曲线（应为一短线）。

2.将刺激强度逐渐增大，