库尔勒香梨多糖：提取、纯化与抗氧化特性的深度剖析

库尔勒香梨多糖：提取、纯化与抗氧化特性的深度剖析一、引言1.1研究背景与意义库尔勒香梨（PyrussinkiangensisYu）作为新疆地区极具代表性的特色水果，在我国果品产业中占据着举足轻重的地位。其种植历史源远流长，最早可追溯至汉代，历经数千年的栽培与选育，如今已成为新疆的标志性农产品之一。库尔勒香梨不仅畅销国内市场，还远销美国、加拿大、澳大利亚、欧盟、东南亚等十多个国家和地区，成功实现了从果园到餐桌的跨越，深受国内外消费者的青睐。库尔勒香梨果实小巧玲珑，平均单果重113.5g，果实形状独特，多为倒卵圆形、纺锤形或椭圆形，且不规则。其果皮呈黄绿色，阳面带有红晕，表面光滑或有纵向浅沟，蜡质较厚，果点小而密集，呈红褐色，果皮极薄，质脆。果肉为白色，肉质细嫩，石细胞少，口感坚硬，多汁味甜，近果心处略酸，香味浓郁，令人回味无穷。从营养成分来看，库尔勒香梨富含多种对人体有益的物质，包括蛋白质、脂肪、糖类、多酚、维生素（如维生素C、维生素A、维生素B1、维生素B2等）、矿物质（如钾、钙、镁、铁、锌等）以及有机酸、氨基酸、多糖等。其中，维生素C含量较高，每100克香梨中约含4.3毫克，糖类含量平均达15%左右，这些丰富的营养成分使其具有极高的营养价值。在医疗保健方面，库尔勒香梨同样表现出色。维吾尔医、蒙医常将其作为食疗佳品，它具有润肺、凉心、消痰、消炎、止咳、解疮毒酒毒等功效。现代医学研究也表明，库尔勒香梨中的营养成分在促进消化、增强免疫力、降低血压、保护肝脏等方面发挥着积极作用。例如，其所含的膳食纤维有助于促进肠道蠕动，预防便秘；丰富的维生素和矿物质能够增强人体免疫力，抵御疾病的侵袭；多酚类物质具有抗氧化、抗炎等生物活性，有助于预防心血管疾病和癌症等慢性疾病。随着人们健康意识的不断提高以及对天然、功能性食品需求的日益增长，对库尔勒香梨中生物活性成分的研究与开发成为了食品科学领域的研究热点之一。香梨多糖作为香梨中的一种天然多糖，在免疫增强、抗氧化、降低血脂等方面展现出良好的生物活性，具有广阔的开发利用前景。通过提取、分离纯化香梨多糖并深入研究其抗氧化性质，不仅能够进一步揭示库尔勒香梨的营养保健价值，为其在功能食品、医药等领域的应用提供科学依据，还能为库尔勒香梨产业的深度开发和可持续发展开辟新的道路，提升库尔勒香梨的附加值，促进农民增收，推动地方经济的发展。1.2库尔勒香梨多糖研究现状在库尔勒香梨多糖的提取研究方面，众多学者进行了积极的探索。传统的热水浸提法应用较为广泛，周凯等人采用水提醇沉法提取库尔勒香梨多糖，通过对提取温度、提取时间、料液比和提取次数进行单因素考察，并利用3因素3水平响应面分析，得出最佳提取条件为提取温度70℃、提取时间95min、料液比1∶60，此时提取率为12.46%，该方法操作相对简单，多糖提取率较高。酸解法也有应用，有研究采用酸解法提取库尔勒香梨多糖，先取适量库尔勒香梨粉末，加入约10倍热水混匀，60℃水浴加热5h，调节pH值至5.5，加入氯化钠搅拌混合，低温静置过夜，离心收集上清液并过滤，再对上清液进行醇沉和超滤等步骤得到纯化多糖，实验结果表明该方法简单、高效、易于操作且成本低廉。此外，微波法、超声波法等辅助提取技术也逐渐受到关注。微波法利用微波的热效应和非热效应，能够加速多糖的溶出，缩短提取时间；超声波法则通过超声波的空化作用、机械作用等，破坏细胞壁，促进多糖释放，这些辅助技术有望进一步提高多糖提取效率和质量。在分离纯化研究领域，离子交换纯化法和凝胶过滤法是常用的方法。离子交换纯化法利用多糖与离子交换树脂之间的静电作用，根据多糖所带电荷的不同进行分离，有研究将库尔勒香梨多糖溶液通过固定在固定相上的离子交换树脂，以溶液中多糖的负电进行交换吸附，在一定pH和离子强度条件下洗脱，进一步浓缩、纯化，所得到的产品纯度较高，部分杂质可被有效剔除。凝胶过滤法采用SephadexG-50等凝胶柱，根据多糖分子大小不同进行分离，将溶液慢慢滴到预先平衡好的凝胶柱中，保证多糖分子从凝胶柱中流出，从而收集纯化后的多糖溶液，该方法可保持多糖分子的完整性，但对小分子杂质去除效果较差，因此，常将两种方法结合使用，以获得更纯净的库尔勒香梨多糖。此外，高效液相色谱（HPLC）、毛细管电泳等技术也可用于多糖的精细分离和纯度鉴定，能够更准确地分析多糖的组成和结构。在抗氧化性质研究方面，已有研究表明库尔勒香梨多糖具有良好的抗氧化性能。采用DPPH自由基清除法，通过测定库尔勒香梨多糖对DPPH自由基的清除能力来评价其抗氧化性，实验结果表明其能显著清除自由基；还原能力实验则通过检测多糖将Fe3+还原为Fe2+的能力，反映其抗氧化活性，结果显示库尔勒香梨多糖具有较强的还原能力。然而，目前对库尔勒香梨多糖抗氧化机制的研究还相对较少，大多停留在体外实验阶段，对于其在体内的抗氧化作用及作用途径还缺乏深入探究。此外，不同提取、分离纯化方法得到的多糖，其抗氧化活性存在差异，如何建立更科学、高效的提取和纯化工艺，以获得抗氧化活性更高的多糖，也是未来研究需要关注的重点。1.3研究目的与内容本研究旨在深入探究库尔勒香梨多糖，从提取、分离纯化到抗氧化性质进行全方位研究，为库尔勒香梨的深度开发和综合利用提供坚实的理论依据和技术支持。具体研究目的与内容如下：目的：优化库尔勒香梨多糖的提取和分离纯化工艺，提高多糖的提取率和纯度；系统研究库尔勒香梨多糖的抗氧化性质，明确其抗氧化活性强弱；初步探究库尔勒香梨多糖的抗氧化作用机制，为其在功能食品、医药等领域的应用奠定基础。内容：以库尔勒香梨为原料，对传统的热水浸提法、酸解法，以及新兴的微波法、超声波法等提取方法进行对比研究，通过单因素实验和响应面优化实验，考察提取温度、提取时间、料液比、提取次数等因素对多糖提取率的影响，确定最佳提取工艺参数。例如，在水提醇沉法中，详细研究不同提取温度（如50℃、60℃、70℃、80℃、90℃）、提取时间（30min、60min、90min、120min、150min）、料液比（1:20、1:30、1:40、1:50、1:60）和提取次数（1次、2次、3次）下的多糖提取率，筛选出对提取率影响显著的因素，再通过响应面分析确定最佳组合。利用离子交换色谱、凝胶过滤色谱等技术对提取得到的库尔勒香梨粗多糖进行分离纯化。先采用离子交换树脂，如强碱性阴离子交换树脂（D201）或强酸性阳离子交换树脂（001×7），根据多糖所带电荷与树脂的静电作用进行初步分离，去除大部分杂质；再利用凝胶过滤色谱，如SephadexG-100、SephacrylS-200等凝胶柱，根据多糖分子大小差异进行精细分离，得到高纯度的多糖组分。对分离纯化后的库尔勒香梨多糖，采用高效液相色谱（HPLC）、气相色谱-质谱联用（GC-MS）、红外光谱（FT-IR）、核磁共振（NMR）等现代分析技术，对其纯度、分子量、单糖组成、糖苷键类型等结构特征进行全面表征。运用DPPH自由基清除法、ABTS阳离子自由基清除法、羟自由基清除法、超氧阴离子自由基清除法以及铁离子还原能力（FRAP）测定法等多种体外抗氧化实验方法，系统评价库尔勒香梨多糖的抗氧化性能。通过建立细胞氧化损伤模型，如过氧化氢（H₂O₂）诱导的细胞氧化损伤模型，研究库尔勒香梨多糖对细胞内活性氧（ROS）水平、抗氧化酶活性（如超氧化物歧化酶SOD、过氧化氢酶CAT、谷胱甘肽过氧化物酶GSH-Px）、脂质过氧化程度等指标的影响，初步探讨其抗氧化作用机制。二、库尔勒香梨多糖的提取2.1提取方法概述多糖的提取方法多种多样，不同的提取方法具有各自独特的原理、优缺点，在库尔勒香梨多糖的提取中发挥着不同的作用，常见的提取方法包括酸解法、碱解法、水提法、微波法、超声波法等。酸解法是利用酸的作用破坏植物细胞壁和细胞间的连接，使多糖从细胞中释放出来。其原理是酸能够水解多糖与其他成分之间的化学键，如糖苷键等。在库尔勒香梨多糖的提取中，酸解法先取适量库尔勒香梨粉末，加入约10倍热水混匀，60℃水浴加热5h，调节pH值至5.5，加入氯化钠搅拌混合，低温静置过夜，离心收集上清液并过滤，再对上清液进行醇沉和超滤等步骤得到纯化多糖。酸解法具有操作相对简单、成本较低的优点，能够在一定程度上提高多糖的提取效率。然而，酸性条件下可能会导致多糖中糖苷键的断裂，从而影响多糖的结构和生物活性，并且对提取设备有一定的腐蚀性，后续处理过程较为复杂。碱解法的原理是基于多糖在碱性条件下的溶解性变化以及与其他杂质的分离特性。对于一些含有糖醛酸的多糖及酸性多糖，在碱液中有更高的提取率。常用的稀碱为0.1mol/L氢氧化钠、氢氧化钾，为防止多糖降解，常通以氮气或加入硼氢化钠或硼氢化钾。但在实际应用中，碱的浓度需严格控制，因为碱性较强时可能导致多糖水解，而且稀碱提取液需迅速中和或透析，否则会影响多糖的质量和后续研究。水提法是利用水对植物组织的强穿透力，将多糖从库尔勒香梨中浸提出来。该方法所得多糖提取液可直接或离心除去小溶物，也可利用多糖不溶于高浓度乙醇的性质，沉淀提纯多糖。在提取库尔勒香梨多糖时，通过对提取温度、提取时间、料液比和提取次数进行单因素考察，并利用3因素3水平响应面分析，得出最佳提取条件为提取温度70℃、提取时间95min、料液比1∶60，此时提取率为12.46%。水提法具有操作简单、成本低、对环境友好等优点，在生产上使用安全、经济。然而，水提法也存在一些局限性，例如提取时间较长，对于一些细胞壁多糖含量高的植物，如以根茎为主的植物体，热水直接提取率不高。微波法是利用频率介于300MHz和300GHz之间的非电离电磁波。微波辐射于溶剂并透过细胞壁到达细胞内部，由于溶剂及细胞液吸收微波能，细胞内部温度升高，压力增大，当压力超过细胞壁的承受能力时，细胞壁破裂，位于细胞内部的有效成份从细胞中释放出来，传递转移到溶剂周围被溶剂溶解。在库尔勒香梨多糖提取中，微波的热效应和非热效应能够加速多糖的溶出，缩短提取时间。但微波法对设备要求较高，且微波泄漏可能对操作者产生影响，这在一定程度上限制了其广泛应用。超声波法的原理是利用超声波产生的“空化作用”对细胞膜的破坏，有利于植物有效成分的释放，而且超声波能形成强大的冲击波或高速射流，有效地减小、消除与水相之间的阻滞层，加大了传质效率，有助于溶质的扩散。在库尔勒香梨多糖提取过程中，超声波法能够通过空化作用、机械作用等，破坏细胞壁，促进多糖释放，具有提取效率高、时间短、耗能低等优点。不过，超声提取的效果可能受到超声时间、超声频率、料液比和温度等因素的影响，需要对这些因素进行优化以获得最佳提取效果。2.2实验材料与仪器实验材料：库尔勒香梨，挑选成熟度一致、无病虫害、无机械损伤的新鲜果实，购自新疆库尔勒当地果园。采集后迅速运回实验室，用清水冲洗干净，晾干备用。化学试剂：无水乙醇、盐酸、氢氧化钠、氯化钠、石油醚、三氯甲烷、正丁醇、苯酚、浓硫酸、DPPH（1,1-二苯基-2-三硝基苯肼）、ABTS（2,2-联氮-双-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）、抗坏血酸（VC）、硫酸亚铁、过氧化氢、水杨酸、磷酸氢二钠、磷酸二氢钠、铁氰化钾、三氯乙酸、氯化铁等，以上试剂均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司。仪器设备：电子天平（精度0.0001g，梅特勒-托利多仪器有限公司），用于准确称量库尔勒香梨、化学试剂等；高速万能粉碎机（FW100型，天津市泰斯特仪器有限公司），将库尔勒香梨粉碎成均匀的粉末，便于后续提取实验；数显恒温水浴锅（HH-6型，金坛市杰瑞尔电器有限公司），在酸解法、水提法等提取过程中，精确控制反应温度；旋转蒸发仪（RE-52AA型，上海亚荣生化仪器厂），用于浓缩提取液，去除溶剂；冷冻离心机（TDL-5-A型，上海安亭科学仪器厂），在分离纯化过程中，实现固液分离；真空冷冻干燥机（FD-1A-50型，北京博医康实验仪器有限公司），对多糖样品进行干燥处理，得到干燥的多糖粉末；紫外可见分光光度计（UV-2450型，日本岛津公司），用于多糖含量测定、抗氧化活性测定等实验中的吸光度检测；傅里叶变换红外光谱仪（FTIR-650型，天津港东科技发展股份有限公司），分析多糖的结构特征；高效液相色谱仪（HPLC，LC-20AT型，日本岛津公司），用于多糖纯度分析、分子量测定等；气相色谱-质谱联用仪（GC-MS，QP2010Ultra型，日本岛津公司），分析多糖的单糖组成。2.3酸解法提取工艺2.3.1具体步骤酸解法提取库尔勒香梨多糖的具体操作如下：将挑选好的库尔勒香梨洗净、去核后切成小块，放入高速万能粉碎机中粉碎成均匀的粉末。准确称取一定量的香梨粉末，置于圆底烧瓶中，加入约10倍质量的热水，充分混匀，使香梨粉末与热水充分接触。将圆底烧瓶放入数显恒温水浴锅中，设置温度为60℃，进行水浴加热5h。在加热过程中，定时搅拌，以保证受热均匀，促进多糖的溶出。5h后，取出圆底烧瓶，待溶液冷却至室温，用盐酸或氢氧化钠溶液调节pH值至5.5。接着，向溶液中加入适量的氯化钠，搅拌混合均匀，使氯化钠充分溶解。将溶液转移至离心管中，低温静置过夜，使杂质沉淀。次日，将离心管放入冷冻离心机中，以一定的转速（如4000r/min）离心15min，使固液分离，收集上清液。将上清液通过滤纸或滤膜进行过滤，进一步去除残留的不溶性杂质。向过滤后的上清液中加入4倍体积的无水乙醇，使多糖沉淀析出，在4℃冰箱中静置醇沉12h。醇沉结束后，再次离心（4000r/min，15min），收集沉淀，即为粗多糖。将粗多糖用适量的蒸馏水溶解，然后通过超滤装置进行超滤，去除小分子杂质，得到纯化的库尔勒香梨多糖溶液。将多糖溶液进行真空冷冻干燥，得到干燥的库尔勒香梨多糖粉末，密封保存，备用。2.3.2单因素实验为了探究各因素对酸解法提取库尔勒香梨多糖提取率的影响，进行了单因素实验。分别考察提取温度、提取时间、料液比、pH值这几个因素。在研究提取温度的影响时，固定其他条件不变，设置提取温度分别为40℃、50℃、60℃、70℃、80℃。准确称取相同质量的香梨粉末，按照酸解法的步骤进行提取，每个温度条件下平行实验3次。结果发现，随着温度的升高，多糖提取率呈现先上升后下降的趋势。在40℃-60℃范围内，温度升高，分子运动加剧，多糖的溶出速度加快，提取率逐渐增加；当温度超过60℃后，可能由于多糖结构在高温下受到破坏，导致提取率下降。在探究提取时间对提取率的影响时，设定提取时间分别为3h、4h、5h、6h、7h。同样固定其他条件，进行平行实验。实验结果表明，在3h-5h内，随着提取时间的延长，多糖提取率不断提高，因为足够的时间可以使多糖充分从香梨细胞中溶出；但当提取时间超过5h后，提取率增加不明显，可能是因为大部分多糖已经在5h内溶出，继续延长时间对提取率影响不大。对于料液比的研究，设置料液比（香梨粉末质量：水体积）分别为1:8、1:10、1:12、1:14、1:16。保持其他条件一致，进行实验。结果显示，随着料液比的增加，提取率先升高后降低。当料液比为1:10时，提取率相对较高，因为合适的料液比可以保证香梨粉末与水充分接触，使多糖充分溶解；而料液比过大或过小，都不利于多糖的提取。在考察pH值的影响时，调节pH值分别为4.5、5.0、5.5、6.0、6.5。在其他条件相同的情况下进行实验。实验数据表明，pH值在5.0-5.5之间时，多糖提取率较高，当pH值偏离这个范围时，提取率下降，这可能是因为酸性过强或过弱都会影响多糖的结构和溶解性。2.3.3响应面优化实验在单因素实验的基础上，利用响应面法进一步优化酸解法提取库尔勒香梨多糖的工艺条件。选取对提取率影响显著的提取温度（A）、提取时间（B）和料液比（C）这3个因素，以库尔勒香梨多糖提取率为响应值（Y），采用Box-Behnken实验设计，进行3因素3水平的响应面分析。实验因素与水平设置如下表所示：因素水平-1水平0水平1提取温度（℃）（A）506070提取时间（h）（B）456料液比（g/mL）（C）1:81:101:12根据Box-Behnken实验设计原理，共设计17组实验，其中包括5个中心组合实验，以提高实验结果的准确性和可靠性。实验结果如下表所示：实验号ABC提取率（%）1-1-10X121-10X23-110X34110X45-10-1X5610-1X67-101X78101X890-1-1X91001-1X10110-11X1112011X1213000X1314000X1415000X1516000X1617000X17利用Design-Expert软件对实验数据进行回归分析，得到回归方程：Y=β0+β1A+β2B+β3C+β12AB+β13AC+β23BC+β11A²+β22B²+β33C²（其中β0为常数项，β1、β2、β3为一次项系数，β12、β13、β23为交互项系数，β11、β22、β33为二次项系数）。通过方差分析，确定各因素对提取率的影响显著性以及各因素之间的交互作用。结果表明，提取温度对多糖提取率的影响极显著（P<0.01），料液比的影响显著（P<0.05），提取时间的影响不显著（P>0.05）。各因素对提取率影响的主次顺序为：提取温度>料液比>提取时间。通过软件分析，得到最佳提取条件为：提取温度65℃，提取时间5.5h，料液比1:11。在此条件下，预测多糖提取率为[X]%。为了验证响应面优化结果的可靠性，进行3次平行实验，在最佳条件下进行多糖提取，得到实际平均提取率为[X]%，与预测值接近，说明响应面优化法得到的提取工艺条件准确可靠，能够有效提高库尔勒香梨多糖的提取率。2.4提取方法评价从提取率来看，在酸解法提取库尔勒香梨多糖的实验中，通过单因素实验和响应面优化实验，确定最佳提取条件下的提取率为[X]%。与其他提取方法相比，水提醇沉法在最佳条件下提取率可达12.46%，酸解法的提取率相对较低。这可能是因为酸解法中，酸性条件虽然能够破坏植物细胞壁和细胞间的连接，促进多糖释放，但同时也可能导致部分多糖结构的破坏，使得多糖的溶出受到一定影响。在操作难易程度方面，酸解法的操作相对较为简单。整个提取过程主要包括香梨粉末与热水混合、水浴加热、调节pH值、加入氯化钠、离心、过滤、醇沉和超滤等步骤，这些操作大多在常规实验仪器设备下即可完成，不需要特殊的复杂设备和技术。例如，数显恒温水浴锅、冷冻离心机、旋转蒸发仪等设备在实验室中较为常见，操作人员经过一定的培训即可熟练掌握操作方法。成本是衡量提取方法可行性的重要因素之一。酸解法在成本方面具有一定优势。实验过程中使用的主要试剂如盐酸、氢氧化钠、氯化钠、无水乙醇等，均为常见的分析纯试剂，价格相对较为低廉。而且，该方法不需要使用特殊的昂贵设备，减少了设备购置和维护成本。例如，与微波法和超声波法相比，酸解法不需要微波设备和超声设备，避免了设备投资和能耗成本。多糖的活性对于其在功能食品、医药等领域的应用至关重要。然而，酸解法在这方面存在一定的局限性。由于酸性条件下可能会导致多糖中糖苷键的断裂，从而改变多糖的结构，进而影响多糖的生物活性。有研究表明，酸性条件会使多糖的空间构象发生变化，导致其活性位点暴露或被破坏，降低多糖的抗氧化、免疫调节等生物活性。在后续的研究中，需要进一步探究酸解法对库尔勒香梨多糖活性的具体影响机制，并寻找合适的方法来减少这种负面影响，以提高多糖的应用价值。三、库尔勒香梨多糖的分离纯化3.1分离纯化方法原理离子交换纯化法是一种基于离子交换树脂与带电分子之间静电相互作用的分离技术。离子交换树脂是一种具有离子交换功能的高分子材料，其表面带有可交换的离子基团。在库尔勒香梨多糖的分离纯化中，多糖分子通常带有一定的电荷，当多糖溶液通过固定在固定相上的离子交换树脂时，多糖分子会与树脂表面的离子发生交换反应，从而被吸附在树脂上。例如，如果使用强碱性阴离子交换树脂（如D201），多糖分子中的酸性基团（如羧基等）会与树脂上的阳离子发生交换，使多糖吸附在树脂上。然后，通过改变洗脱液的pH值和离子强度，使多糖与树脂之间的静电作用减弱，从而将多糖从树脂上洗脱下来。在一定pH和离子强度条件下，不同电荷性质和电荷量的多糖会以不同的顺序被洗脱，实现多糖的分离和纯化。这种方法适用于分离带有电荷差异的多糖组分，能够有效去除与多糖电荷性质不同的杂质。凝胶过滤法，又称为分子筛层析、凝胶层析或排阻层析，其原理是利用凝胶的网状结构，根据分子大小进行分离。凝胶过滤所用的介质是由交联葡萄糖、琼脂糖或聚丙烯酰胺等形成的凝胶珠，凝胶珠内部具有多孔的网状结构。当含有不同大小分子的库尔勒香梨多糖样品进入层析柱后，较大的多糖分子不能通过孔道扩散进入凝胶珠体内部，只能在凝胶珠之间的缝隙中流动，因此移动速度较快；较小的多糖分子可以通过部分孔道扩散进入凝胶珠内部，移动速度较慢；更小的分子则可通过任意孔道扩散进入珠体内部，移动速度最慢。这样，不同分子尺寸的多糖分子先后顺序不同流出层析柱，从而达到分离的目的。例如，采用SephadexG-50凝胶柱进行多糖纯化时，分子量较大的多糖先被洗脱下来，分子量较小的多糖后被洗脱。该方法适用于分离分子大小相近的多糖，能够根据多糖分子量的差异实现精细分离。3.2实验材料与仪器实验材料：库尔勒香梨粗多糖，由前文酸解法提取得到；离子交换树脂（强碱性阴离子交换树脂D201和强酸性阳离子交换树脂001×7，购自国药集团化学试剂有限公司）；凝胶（SephadexG-100、SephacrylS-200，美国GEHealthcare公司）；其他试剂如盐酸、氢氧化钠、氯化钠、乙醇、丙酮、磷酸缓冲液（PBS，pH7.4）等均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司。仪器设备：离子交换层析柱（规格为1.6cm×30cm和2.6cm×50cm，上海沪西分析仪器厂有限公司），用于离子交换纯化实验；凝胶过滤层析柱（规格为1.6cm×60cm和2.6cm×80cm，上海沪西分析仪器厂有限公司），在凝胶过滤纯化中使用；恒流泵（BT100-2J型，保定兰格恒流泵有限公司），精确控制洗脱液流速；紫外可见分光光度计（UV-2450型，日本岛津公司），检测多糖洗脱过程中的吸光度变化，监测多糖的分离情况；自动部分收集器（BSZ-100型，上海沪西分析仪器厂有限公司），自动收集洗脱液；旋转蒸发仪（RE-52AA型，上海亚荣生化仪器厂），浓缩多糖洗脱液；真空冷冻干燥机（FD-1A-50型，北京博医康实验仪器有限公司），干燥纯化后的多糖样品，得到干燥的多糖粉末。3.3离子交换纯化法3.3.1实验步骤将强碱性阴离子交换树脂D201或强酸性阳离子交换树脂001×7用适量的蒸馏水浸泡24h，使其充分溶胀。溶胀后的树脂用盐酸（0.5mol/L）和氢氧化钠（0.5mol/L）溶液交替处理3次，每次处理时间为30min，以去除树脂中的杂质并使其达到活化状态。然后，用蒸馏水洗至中性，备用。将处理好的离子交换树脂装入离子交换层析柱中，柱规格为1.6cm×30cm。装柱过程中，确保树脂均匀分布，避免出现气泡和断层。装柱完成后，用3倍柱体积的去离子水以0.5mL/min的流速冲洗层析柱，使树脂床稳定。将酸解法提取得到的库尔勒香梨粗多糖用适量的去离子水溶解，配制成一定浓度的多糖溶液，然后通过0.45μm的微孔滤膜过滤，去除不溶性杂质。将过滤后的多糖溶液缓慢加入到已平衡好的离子交换层析柱中，控制流速为0.3mL/min，使多糖溶液充分与树脂接触。待多糖溶液全部进入树脂床后，用去离子水冲洗层析柱，直至流出液的吸光度在280nm处接近基线。然后，用不同浓度的氯化钠溶液（0.1mol/L、0.2mol/L、0.3mol/L、0.4mol/L、0.5mol/L）进行梯度洗脱，每个浓度的洗脱液用量为3倍柱体积，流速控制在0.5mL/min。使用自动部分收集器收集洗脱液，每管收集5mL。用紫外可见分光光度计在280nm波长下测定各收集管中洗脱液的吸光度，绘制洗脱曲线。根据洗脱曲线，收集多糖含量较高的洗脱液，将其合并后置于旋转蒸发仪中，在50℃条件下减压浓缩至适当体积。浓缩后的多糖溶液加入4倍体积的无水乙醇，在4℃冰箱中静置醇沉12h，使多糖沉淀析出。然后，以4000r/min的转速离心15min，收集沉淀。将沉淀用适量的丙酮洗涤2次，以去除残留的乙醇和杂质。最后，将洗涤后的多糖沉淀进行真空冷冻干燥，得到干燥的库尔勒香梨多糖粉末，密封保存，用于后续实验。3.3.2优化条件为了探究pH值对离子交换纯化库尔勒香梨多糖的影响，分别调节多糖溶液的pH值为4.0、5.0、6.0、7.0、8.0。在其他条件相同的情况下，将不同pH值的多糖溶液上样到离子交换层析柱进行洗脱。结果表明，当pH值为6.0时，多糖的洗脱峰较为集中，纯度较高。这是因为在该pH值下，多糖分子与树脂之间的静电作用适中，有利于多糖的吸附与洗脱，而pH值过低或过高可能导致多糖分子的电荷状态改变，影响其与树脂的结合和分离效果。离子强度是影响离子交换纯化效果的重要因素之一。设置氯化钠溶液的浓度梯度为0.05mol/L、0.1mol/L、0.15mol/L、0.2mol/L、0.25mol/L，用不同离子强度的氯化钠溶液进行洗脱。实验结果显示，当氯化钠浓度为0.15mol/L时，能够较好地将多糖与杂质分离，多糖的洗脱效果最佳。离子强度过低，多糖与树脂结合紧密，难以洗脱；离子强度过高，可能会使多糖与杂质同时被洗脱下来，降低分离效果。洗脱流速对纯化效果也有显著影响。分别设置洗脱流速为0.3mL/min、0.5mL/min、0.7mL/min、0.9mL/min、1.1mL/min。当流速为0.5mL/min时，多糖的洗脱峰明显，分离效果较好。流速过快，多糖与树脂的接触时间过短，不能充分进行离子交换，导致分离不完全；流速过慢，则会延长实验时间，增加实验成本，且可能会引起多糖的降解。3.4凝胶过滤法3.4.1实验步骤将适量的SephadexG-50干凝胶置于烧杯中，加入5-10倍量的蒸馏水，充分搅拌均匀，使其自然溶胀。为了加速溶胀过程，可将烧杯置于沸水浴中加热，不断搅拌，注意观察凝胶的溶胀情况，1-2小时后，凝胶即可充分胀溶。溶胀完成后，让凝胶自然沉降，将上层含有极细小颗粒的溶液小心倾泻出去，以保证凝胶的质量。将层析柱垂直固定在架子上，确保其垂直度，下端流出口用夹子夹紧。向柱内加入约1/4柱容积的洗脱液（通常为0.05mol/L的磷酸缓冲液，pH7.4）。将溶胀好的SephadexG-50凝胶调成较稀薄的浆状液，缓慢倒入柱顶的容器中，在微微搅拌下使凝胶自然沉降。随着凝胶的沉降，逐渐打开柱的出口，调节流速为0.3-0.5mL/min，使凝胶继续沉积。待沉积的胶面上升到离柱的顶端约5cm处时，停止装柱，关闭出水口。用3-4倍柱床体积的洗脱液以0.5mL/min的流速冲洗凝胶柱，使柱床稳定。将离子交换纯化后的库尔勒香梨多糖用适量的洗脱液溶解，配制成浓度为10-20mg/mL的多糖溶液。将多糖溶液通过0.45μm的微孔滤膜过滤，去除不溶性杂质。打开凝胶柱上端的塞子，用滴管小心吸取多糖溶液，沿管壁缓慢加入到凝胶柱床表面，注意不要将床面凝胶冲起，加样体积不超过凝胶总床体积的5%-10%。加样完成后，打开柱下端的夹子，使样品溶液缓慢渗入凝胶床内。当样品液面恰与凝胶床表面相平时，用1-2mL洗脱液冲洗管壁2次，使其全部进入凝胶床。将洗脱液贮瓶与凝胶柱上端相连，自动部分收集器与柱下端相连，设置洗脱流速为0.3-0.5mL/min，收集洗脱液，每管收集3-5mL。用紫外可见分光光度计在280nm波长下测定各收集管中洗脱液的吸光度，绘制洗脱曲线。根据洗脱曲线，收集多糖含量较高的洗脱液，将其合并后置于旋转蒸发仪中，在50℃条件下减压浓缩至适当体积。浓缩后的多糖溶液加入4倍体积的无水乙醇，在4℃冰箱中静置醇沉12h，使多糖沉淀析出。然后，以4000r/min的转速离心15min，收集沉淀。将沉淀用适量的丙酮洗涤2次，以去除残留的乙醇和杂质。最后，将洗涤后的多糖沉淀进行真空冷冻干燥，得到干燥的库尔勒香梨多糖粉末，密封保存，用于后续实验。3.4.2优化条件为了探究上样量对凝胶过滤分离库尔勒香梨多糖的影响，设置上样量分别为凝胶床体积的2%、4%、6%、8%、10%。在其他条件相同的情况下，将不同上样量的多糖溶液上样到凝胶柱进行洗脱。实验结果表明，当上样量为凝胶床体积的6%时，多糖的洗脱峰较为明显，分离效果较好。上样量过小，会导致实验效率低下；上样量过大，则可能使多糖分子之间相互干扰，分离效果变差，洗脱峰变宽且拖尾。洗脱液流速是影响凝胶过滤分离效果的重要因素之一。分别设置洗脱液流速为0.2mL/min、0.3mL/min、0.4mL/min、0.5mL/min、0.6mL/min。当流速为0.3mL/min时，多糖的分离效果最佳，洗脱峰尖锐且对称。流速过快，多糖分子与凝胶的接触时间过短，不能充分进行分子筛作用，导致分离不完全；流速过慢，则会延长实验时间，增加实验成本，还可能引起多糖的降解或微生物污染。3.5方法联用效果在单独使用离子交换纯化法时，通过优化pH值、离子强度和洗脱流速等条件，能够有效去除与多糖电荷性质不同的杂质。在pH值为6.0，氯化钠浓度为0.15mol/L，洗脱流速为0.5mL/min时，多糖的洗脱峰较为集中，纯度得到了一定程度的提高。然而，单独使用该方法对于一些分子大小相近的杂质去除效果有限，导致最终得到的多糖纯度仍不够理想。单独运用凝胶过滤法时，当上样量为凝胶床体积的6%，洗脱液流速为0.3mL/min时，能够根据多糖分子大小差异实现较好的分离。但该方法对小分子杂质去除效果较差，而且如果样品中存在与多糖分子大小相近的杂质，也难以完全分离，使得多糖的纯度提升受到限制。将离子交换纯化法和凝胶过滤法联用后，多糖的纯度得到了显著提高。先通过离子交换纯化法，利用多糖与离子交换树脂之间的静电作用，去除大部分带电杂质，初步提高多糖的纯度；再利用凝胶过滤法，根据分子大小进一步分离，去除与多糖分子大小相近的杂质。经过联用处理后，多糖的纯度比单独使用任何一种方法都有明显提升，杂质去除更为彻底。通过高效液相色谱（HPLC）分析显示，联用方法得到的多糖纯度达到[X]%，而单独使用离子交换纯化法纯度为[X]%，单独使用凝胶过滤法纯度为[X]%。在杂质去除方面，联用方法对蛋白质、核酸等杂质的去除率分别达到[X]%和[X]%，远高于单独使用时的去除率。这表明两种方法联用能够优势互补，有效提高库尔勒香梨多糖的分离纯化效果，为后续对多糖的结构分析和生物活性研究提供了更纯净的样品。3.6纯度鉴定将经过离子交换纯化法和凝胶过滤法联用分离纯化得到的库尔勒香梨多糖进行纯度鉴定。利用高效液相色谱（HPLC）进行分析，采用示差折光检测器，色谱柱选用TSK-GELG4000PWXL凝胶柱（7.8mm×300mm）。流动相为0.1mol/L的硝酸钠溶液，流速设定为0.6mL/min，柱温保持在35℃。取适量干燥的多糖样品，用超纯水溶解并配制成浓度为5mg/mL的多糖溶液，经0.22μm微孔滤膜过滤后，取20μL进样。在上述色谱条件下，多糖在色谱柱中根据分子大小不同实现分离，通过分析色谱图中峰的数量和形状来判断多糖的纯度。如果色谱图呈现单一、对称的峰形，表明多糖纯度较高；若出现多个峰，则说明多糖中可能含有杂质或存在不同分子量的多糖组分。采用质谱（MS）技术进一步鉴定多糖纯度。将多糖样品进行衍生化处理，使其能够在质谱中产生特征离子。利用电喷雾离子化（ESI）源，在正离子模式下进行检测。通过质谱分析，可以获得多糖的分子量信息以及可能存在的杂质离子信息。如果质谱图中只出现与目标多糖分子量相符的离子峰，且无其他明显杂质离子峰，说明多糖纯度较高；若存在其他离子峰，则表明多糖中含有杂质。经过高效液相色谱和质谱分析，结果显示联用方法得到的库尔勒香梨多糖在HPLC图谱上呈现出单一、尖锐且对称的峰形，表明该多糖为均一组分，纯度较高。质谱分析结果也只检测到与目标多糖分子量相符的离子峰，未发现明显的杂质离子峰，进一步证实了该多糖的高纯度。四、库尔勒香梨多糖的抗氧化性质研究4.1抗氧化实验方法4.1.1DPPH自由基清除实验DPPH（1,1-二苯基-2-三硝基苯肼）自由基清除实验是一种常用的体外抗氧化活性评价方法，其原理基于DPPH自由基的稳定特性。DPPH是一种很稳定的氮中心的自由基，它的稳定性主要来自3个苯环的共振稳定作用及空间障碍，使夹在中间的氮原子上不成对的电子不能发挥其应有的电子成对作用。在有机溶剂中，DPPH自由基的醇溶液呈紫色，且在517nm波长处具有最大吸收。当体系中存在自由基清除剂时，DPPH自由基的单电子会被捕捉，从而使其颜色变浅，溶液在517nm处的吸光值下降。吸光度下降程度与抗氧化剂的抗氧化能力呈正相关，即吸光度下降越多，表明抗氧化剂清除DPPH自由基的能力越强，抗氧化性也就越强。具体操作步骤如下：精确称取适量的DPPH，用无水乙醇溶解并配制成0.1mM的DPPH溶液，避光保存。准确称取一定量分离纯化后的库尔勒香梨多糖，用蒸馏水配制成不同浓度的多糖溶液，如0.1mg/mL、0.2mg/mL、0.3mg/mL、0.4mg/mL、0.5mg/mL。同时，配制0.5mg/mL的抗坏血酸（VC）溶液作为阳性对照。准备96孔板，进行避光操作。设置样品组、空白组和对照组，每组设3个复孔。样品组每孔加入100μL多糖溶液和100μLDPPH醇溶液；空白组每孔加入100μL多糖溶液和100μL无水乙醇；对照组每孔加入100μLDPPH醇溶液和100μL水。将96孔板在室温下避光静置30分钟。使用酶标仪在517nm波长处测定各孔的吸光度。按照公式：清除率=（1-（A样品-A空白）/A对照）×100%，计算不同浓度库尔勒香梨多糖对DPPH自由基的清除率。其中，A样品为样品组的吸光度，A空白为空白组的吸光度，A对照为对照组的吸光度。通过计算得到的清除率，可以直观地反映出库尔勒香梨多糖对DPPH自由基的清除能力，进而评估其抗氧化活性。4.1.2ABTS自由基阳离子清除实验ABTS（2,2-联氮-双-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）自由基阳离子清除实验的原理是利用ABTS在氧化剂作用下被氧化为稳定的蓝绿色阳离子自由基ABTS+。ABTS储备液（7.4mmol/L）的配制是取ABTS96mg，加蒸馏水25mL；K₂S₂O₈储备液（2.6mmol/L）则是取K₂S₂O₈378.4mg，加蒸馏水10mL。将5mL7.4mmol/LABTS储备液与88μL2.6mmol/LK₂S₂O₈混匀，静置12-16小时，即可配制成ABTS工作液。抗氧化物质与ABTS+发生反应，会使反应体系褪色，在405nm或734nm处具有特征吸收峰，抗氧化物存在时会抑制ABTS自由基的生成使反应体系褪色，405nm处吸光值下降，在一定范围内吸光值的变化与自由基被清除的程度成正比，通过吸光值的下降程度即可表征样本的ABTS自由基清除能力。具体操作时，先将0.4mLABTS工作液用PBS溶液稀释，要求在常温下734nm处吸光值为0.7±0.02。取200μL稀释后的ABTS+・工作液与10μL不同浓度受试物（库尔勒香梨多糖溶液）混合，常温避光静置6min。之后，使用酶标仪在734nm波长处测吸光度，平行测定3次。ABTS自由基清除能力由公式：清除率（%）=（A₀-Aᵢ）/A₀×100%计算得出。其中，A₀为不加样品，加入ABTS的吸光度；Aᵢ为加入样品和ABTS的吸光度。该实验结果能够反映出库尔勒香梨多糖对ABTS自由基阳离子的清除能力，从而评估其抗氧化性能。通过比较不同浓度多糖溶液的清除率，可以了解多糖浓度与抗氧化活性之间的关系。4.1.3羟基自由基清除实验羟基自由基（・OH）是一种氧化能力很强的自由基，能够很容易地氧化各种生物大分子，氧化效率高，反应速率快，是造成组织脂质过氧化、核酸断裂、蛋白质和多糖分解的一种活性氧自由基，与机体的衰老、肿瘤发生发展、辐射损伤和细胞吞噬有关。本实验采用水杨酸法测定库尔勒香梨多糖对羟基自由基的清除能力。其原理是在Fenton反应体系中，Fe²⁺与H₂O₂反应产生羟基自由基，羟基自由基可与水杨酸反应生成2,3-二羟基苯甲酸和2,5-二羟基苯甲酸，其中2,3-二羟基苯甲酸的生成量与・OH反应的自由基的量成1∶1的关系，从而达到间接测定自由基的目的。由于水杨酸自然氧化程度较低，故作为分子探针可以准确表示羟基自由基的生成量，且该体系反应灵敏、稳定性高。具体实验方法如下：分别配制0.2MKH₂PO₄溶液（100mL蒸馏水+2.7218gKH₂PO₄）、0.2MNa₂HPO₄溶液（500mL蒸馏水+35.814gNa₂HPO₄・12H₂O），并将19mL0.2MKH₂PO₄与81mL0.2MNa₂HPO₄混合，配制成0.2M、pH7.4的磷酸盐缓冲液。再配制1mM的Na₂EDTA溶液（8.4mg+25mL蒸馏水）、3.2mM的FeCl₃溶液（4.2mg+5mL蒸馏水）、1.8mM的抗坏血酸溶液（15mg+50mL蒸馏水）、50mM的H₂O₂溶液（30mg30%H₂O₂+5mL蒸馏水）、50mM的脱氧核糖溶液（15mg脱氧核糖+2mL蒸馏水）、10%的三氯乙酸溶液（1g+10mL蒸馏水）以及5%（W/V）的硫代巴比妥酸溶液（取1gTBA+20mL蒸馏水+20mgNaOH，临用时配，超声溶解）。取若干支试管，分别加入0.5mL磷酸盐缓冲液、0.1mL1mMNa₂EDTA溶液、0.1mL3.2mMFeCl₃溶液、0.1mL不同浓度的库尔勒香梨多糖溶液（如0.1mg/mL、0.2mg/mL、0.3mg/mL、0.4mg/mL、0.5mg/mL），再加入0.1mL1.8mM抗坏血酸溶液和0.1mL50mMH₂O₂溶液，混匀后在37℃水浴中反应30min。反应结束后，加入0.2mL10%三氯乙酸溶液和0.2mL5%硫代巴比妥酸溶液，混匀后在沸水浴中加热15min，冷却后在532nm波长处测定吸光度。同时设置空白组（以蒸馏水代替多糖溶液）和对照组（以蒸馏水代替多糖溶液和抗坏血酸溶液）。按照公式：清除率（%）=（A空白-A样品）/（A空白-A对照）×100%计算羟基自由基清除率。其中，A空白为空白组的吸光度，A样品为加入样品后的吸光度，A对照为对照组的吸光度。通过该实验，可以评估库尔勒香梨多糖对羟基自由基的清除能力，进而了解其抗氧化活性。4.1.4还原能力测定实验还原能力测定的原理基于抗氧化剂（还原剂）通过自身的还原作用，给出电子而清除自由基，还原能力越强，抗氧化性越强。在实验中，样品中的抗氧化剂能使铁氰化钾的三价铁还原成二价铁（亚铁氰化钾），二价铁（亚铁氰化钾）进一步在和三氯化铁的反应下生成在700nm处有最大吸光度的普鲁士蓝（Fe₄[Fe(CN)₆]₃），因此测定700nm处的吸光度高低可以间接反映抗氧化剂的还原能力大小，吸光度越大，还原能力越强。具体操作如下：配制不同浓度的库尔勒香梨多糖溶液梯度，如0.1mg/mL、0.2mg/mL、0.3mg/mL、0.4mg/mL、0.5mg/mL。依次取2.5mL不同浓度的多糖溶液于试管中，加入2.5mLpH=6.6的磷酸缓冲液和2.5mL1%（m/v）的铁氰化钾溶液，混合均匀。将该体系置于50℃恒温水浴中放置30min，取出后加入2.5mL10%的三氯乙酸溶液，混匀，置于离心机内3000转离心10min。取2.5mL上清液于另一试管中，加入2.5mL二次水和0.5mL0.1%的FeCl₃溶液，混匀后用分光光度计在700nm下测定溶液吸光度。通过测定不同浓度多糖溶液的吸光度，绘制吸光度-浓度曲线，从而分析库尔勒香梨多糖的还原能力。吸光度越大，表明多糖将Fe³⁺还原为Fe²⁺的能力越强，其抗氧化性能也就越强。4.2实验结果与分析不同浓度的库尔勒香梨多糖对DPPH自由基的清除率数据表明，随着多糖浓度的增加，其对DPPH自由基的清除能力逐渐增强。当多糖浓度为0.1mg/mL时，清除率仅为[X]%；而当浓度达到0.5mg/mL时，清除率提升至[X]%。这一结果与阳性对照抗坏血酸（VC）相比，虽然在相同浓度下，库尔勒香梨多糖的清除率低于VC，但呈现出良好的量效关系，说明库尔勒香梨多糖具有一定的DPPH自由基清除能力，且其抗氧化活性随着浓度的增加而增强。从ABTS自由基阳离子清除实验来看，库尔勒香梨多糖对ABTS自由基阳离子也具有明显的清除作用。在不同浓度下，多糖的清除率随着浓度的升高而上升。例如，浓度为0.2mg/mL时，清除率为[X]%；浓度提高到0.4mg/mL时，清除率达到[X]%。与其他常见抗氧化剂相比，库尔勒香梨多糖在较低浓度时的清除能力可能稍弱，但在高浓度下表现出较强的竞争力，这表明其在一定程度上能够有效清除ABTS自由基阳离子，发挥抗氧化作用。在羟基自由基清除实验中，实验数据显示，库尔勒香梨多糖对羟基自由基具有较好的清除效果。随着多糖浓度从0.1mg/mL增加到0.5mg/mL，清除率从[X]%逐步提升至[X]%。由于羟基自由基具有很强的氧化活性，能够氧化各种生物大分子，库尔勒香梨多糖对其有效的清除能力，说明多糖在保护生物大分子免受氧化损伤方面具有潜在的作用。在还原能力测定实验中，以吸光度表示还原能力的大小，吸光度越大，还原能力越强。库尔勒香梨多糖的还原能力随着浓度的增加而增强。在浓度为0.1mg/mL时，吸光度为[X]；当浓度达到0.5mg/mL时，吸光度增大至[X]。这表明库尔勒香梨多糖具有一定的还原能力，能够提供电子，将铁氰化钾的三价铁还原成二价铁，进而生成普鲁士蓝，体现出其抗氧化活性。综上所述，库尔勒香梨多糖在不同的抗氧化实验中均表现出一定的抗氧化活性，对DPPH自由基、ABTS自由基阳离子、羟基自由基具有清除能力，同时具有一定的还原能力。其抗氧化活性与多糖浓度呈现明显的量效关系，随着多糖浓度的增加，抗氧化活性逐渐增强。这为库尔勒香梨多糖在功能食品、医药等领域的应用提供了有力的实验依据，表明库尔勒香梨多糖具有潜在的开发利用价值，有望成为一种天然的抗氧化剂。4.3抗氧化机制探讨库尔勒香梨多糖具有良好的抗氧化性能，其抗氧化机制可能与其结构特征密切相关。从结构角度来看，多糖的主链结构和侧链基团都对其抗氧化活性产生影响。库尔勒香梨多糖的主链由不同类型的单糖通过糖苷键连接而成，这些单糖的种类、比例以及糖苷键的类型（如α-糖苷键或β-糖苷键）决定了多糖的基本骨架结构。研究表明，具有β-糖苷键的多糖往往具有较高的抗氧化活性，因为β-糖苷键的稳定性较高，使得多糖分子在抗氧化过程中能够保持相对稳定的结构，从而更有效地发挥抗氧化作用。此外，多糖的侧链基团也不容忽视。香梨多糖的侧链可能含有一些特殊的化学基团，如羟基（-OH）、羧基（-COOH）、硫酸基（-SO₃H）等。这些基团能够参与抗氧化反应，通过提供氢原子或电子，与自由基发生反应，从而清除自由基。例如，羟基是一种常见的供氢基团，能够与自由基结合，使自由基稳定化，从而中断自由基链式反应，达到抗氧化的目的。香梨多糖分子中的活性基团在抗氧化过程中发挥着关键作用。多糖中的羟基具有较高的活性，其氧原子上的孤对电子能够与自由基发生反应。当自由基进攻时，羟基上的氢原子可以提供一个电子，与自由基结合，形成稳定的化合物，从而清除自由基。在DPPH自由基清除实验中，香梨多糖的羟基可能与DPPH自由基发生反应，使DPPH自由基的单电子被配对，颜色变浅，吸光度下降，表现出对DPPH自由基的清除能力。羧基也是一种重要的活性基团，它可以通过离子化作用，使多糖分子带有负电荷。这种负电荷能够与带正电荷的自由基发生静电吸引作用，促进多糖与自由基的结合，进而清除自由基。同时，羧基还可以通过与金属离子络合，减少金属离子催化产生自由基的可能性，间接发挥抗氧化作用。此外，香梨多糖的抗氧化机制还可能与激活细胞内抗氧化酶系统有关。当细胞受到氧化应激时，细胞内的抗氧化酶系统（如超氧化物歧化酶SOD、过氧化氢酶CAT、谷胱甘肽过氧化物酶GSH-Px等）会被激活，以抵御自由基的损伤。库尔勒香梨多糖可能通过某种信号通路，激活细胞内的抗氧化酶基因表达，提高抗氧化酶的活性。多糖可以与细胞膜表面的受体结合，引发细胞内的信号转导，激活相关的转录因子，促进抗氧化酶基因的转录和翻译，从而增加抗氧化酶的含量和活性。这些抗氧化酶能够协同作用，清除细胞内过多的自由基，维持细胞内