CTRP3：高尿酸血管内皮损伤防护的关键因子与机制解析

CTRP3:高尿酸血管内皮损伤防护的关

键因子与机制解析

一、引言

1.1研究背景与意义

高尿酸血症(Hyperuricemia,HUA)作为一种常见的代谢性疾病，在全球范围内的发病率呈

显著上升趋势。据流行病学调查数据显示，我国部分地区高尿酸血症的患病率已高达20%以

上，且仍在持续增长。尿酸是喋吟代谢的终产物，当体内尿酸生成过多或排泄减少时，血尿酸

水平会异常升高，进而引发高尿酸血症。长期的高尿酸血症不仅是痛风性关节炎、尿酸性肾病

和肾结石等疾病的主要诱因，还与心血管疾病、代谢综合征、糖尿病等多种慢性疾病密切相

关，严重威胁人类健康。

血管内皮细胞作为血管壁的重要组成部分，不仅构成了血液与组织之间的天然屏障，还在维持

血管稳态、调节血管张力、抑制血栓形成和炎症反应等方面发挥着关键作用。正常情况下，血

管内皮细胞通过分泌一氧化氮(NO)、前列环素(PGI2)等血管活性物质，维持血管的舒张

状态，并抑制血小板的聚集和白细胞的黏附。然而，一旦血管内皮受到损伤，其正常功能会遭

到破坏，导致血管收缩功能异常、血栓形成倾向增加以及炎症反应的激活，这些变化是动脉粥

样硬化、高血压、冠心病等心血管疾病发生发展的重要病理基础。越来越多的研究表明，高尿

酸血症是导致血管内皮损伤的独立危险因素。高尿酸水平可通过多种机制损伤血管内皮细胞，

如促进氧化应激反应，使活性氧(ROS)生成增加，导致内皮细胞内的抗氧化防御系质失

衡，进而引发细胞损伤；激活炎症信号通路，促使炎症因子如肿瘤坏死因子(TNF-a)、

白细胞介素-6(IL-6)等的释放，诱导内皮细胞炎症反应；此外，尿酸盐结晶还可直邃沉积

于血管内皮，造成物理性损伤，破坏内皮细胞的完整性。

CTRP3(Clq/TNF-relatedprotein3)，作为C1q/TNF相关蛋白家族的重要成员，近年来在

心血管领域的研究中备受关注cCTRP3由脂肪组织、心、脏、血管内皮细胞等多种绢织和细胞

分泌表达，具有广泛的生物学功能。研究发现，CTRP3在调节能量代谢、改善胰岛素抵抗、

抑制炎症反应和氧化应激等方面发挥着积极作用。在心血管系统中，CTRP3能够通过激活内

皮型一氧化氮合酶(eNOS),促进NO的释放，从而发挥舒张血管、保护血管内皮功能的作

用；还能抑制血管平滑肌细胞的增殖和迁移，减少动脉粥样硬化斑块的形成。此外，CTRP3

还具有抗炎和抗氧化特性，能够减轻炎症因子对血管内皮的损伤，降低氧化应激水平，维护血

管内皮的正常功能。

目前，高尿酸血症与血管内皮损伤之间的关联已得到广泛证实，但针对高尿酸诱导血管内皮损

伤的有效防治措施仍相对有限。虽然一些传统的降尿酸药物在一定程度上可以降低血尿酸水

平，但对于已经受损的血管内皮功能的恢复效果并不理想。因此，深入研究高尿酸诱导血管内

皮损伤的发病机制，并寻找新的治疗靶点和干预措施具有重要的临床意义。鉴于CTRP3在心

血管系统中的重要保护作用，探讨CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的保护作用及其潜在

机制，不仅有助于进一步阐明高尿酸血症相关心血管疾病的发病机制，还可能为临床防治这类

疾病提供新的理论依据和治疗策略。若能明确CTRP3在这一病理过程中的具体作用机制，或

许可以通过调节CTRP3的表达或活性，开发出新型的治疗药物或干预手段，为高尿酸血症患

者血管内皮损伤的防治带来新的希望，从而有效降低心血管疾病的发生风险，改善患者的预后

和生活质量。

1.2国内外研究现状

在国外，关于高尿酸血症与血管内皮损伤的研究开展较早。早在20世纪90年代，就有研究

发现高尿酸血症患者的血管内皮依赖性舒张功能受损。随着研究的不断深入，众多学者对高尿

酸损伤血管内皮的机制进行了探索。有研究表明，高尿酸可通过激活NADPH氧化酶，促使

ROS生成增加，弓I发氧化应激损伤，破坏血管内皮细胞的正常结构和功能。在炎症反应方

面，高尿酸能够激活核因子*B(NF-KB)信号通路，诱导炎症因子如IL-6、TNF-。等的表

达，导致血管内皮细胞发生炎症反应，进而损伤血管内皮。

在CTRP3的研究领域，国外学者也取得了丰硕的成果。研究发现，CTRP3在多种心血管疾

病模型中发挥着保护作用。例如，在动脉粥样硬化小鼠模型中，外源性给予CTRP3可显著抑

制动脉粥样硬化斑块的形成，其机制与CTRP3抑制炎症反应、减少氧化应激以及调节血脂代

谢有关。在心肌缺血再灌注损伤模型中，CTRP3能够减轻心肌细胞的凋亡，改善心脏功能，

其作用机制可能与激活磷脂酰肌醇-3激酶(PI3K)/蛋白激酶B(Akt)信号通路，促进

eNOS磷酸化，增加NO生成有关。

国内的研究同样对高尿酸血症与血管内皮损伤的关系给予了高度关注。大量的临床研究通过检

测高尿酸血症患者的血管内皮功能指标，如一氧化氮(NO)、内皮素-1(ET-1)等,进一

步证实了高尿酸血症与血管内皮功能障碍之间的密切联系。有临床观察性研究对高尿酸血症患

者和健康对照者进行对比分析，发现高尿酸血症患者血浆中NO水平明显降低，ET-1水平显

著升高，提示血管内皮功能受损。在机制研究方面，国内学者也有诸多发现，如高尿酸可通

过上调miR-21的表达，抑制其靶基因程序性细胞死亡蛋白4(PDCD4)的表达，从而促进血

管内皮细胞的增殖和迁移，导致血管内皮功能紊乱。

对于CTRP3的研究，国内学者也做出了重要贡献。有研究探讨了CTRP3在糖尿病心肌病中

的保护作用，发现CTRP3能够通过抑制心肌细胞的凋亡和纤维化，改善糖尿病小鼠的心脏功

能，其机制与CTRP3调节转化生长因子-01(TGF-B1)/Smad信号通路有关。还有研究表

明，在高血压大鼠模型中，CTRP3的表达水平明显降低，而过表达CTRP3可降低血压，改

善血管重构，其作用机制可能与CTRP3抑制血管平滑肌细胞的增殖和迁移，调节细胞外基质

代谢有关。

尽管国内外在高尿酸血症、血管内皮损伤以及CTRP3的研究方面取得了一定的进展，但仍存

在一些不足之处。目前对于高尿酸诱导血管内皮损伤的具体分子机制尚未完全阐明，尤其是在

信号通路的交互作用以及新的作用靶点方面，仍有待深入研究。虽然已知CTRP3对心血管系

统具有保护作用，但CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的保护作用及其机制研究还相对较

少，仅有少数研究初步探讨了CTRP3在高尿酸血症相关心血管疾病中的潜在作用，但对于其

具体的作用途径和分子机制尚不明确。此外，目前关于CTRP3的研究多集中在动物实验和细

胞实验层面，临床研究相对匮乏，这限制了CTRP3在临床治疗中的应用和推广。

1-3研究目的与内容

本研究旨在深入探讨CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的保护作用及其潜在机制，为高尿

酸血症相关心血管疾病的防治提供新的理论依据和潜在治疗靶点。具体研究内容如下：

1.CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮细胞损伤的保护作用研究：体外培养人脐静脉内反细胞

(HUVECs),将其分为正常对照组、高尿酸模型组、CTRP3预处理组以及CTRP3中和

抗体组。通过MTT法检测细胞活力，观察不同处理组细胞的增殖情况；利用流式细胞术检

测细胞凋亡率，分析高尿酸对血管内皮细胞凋亡的影响以及CTRP3的干预作用；采用

ELISA法测定细胞培养上清中NO和ET-1的含量，评估血管内皮细胞的功能状态；通过

DCFH-DA探针检测细胞内ROS水平，探究CTRP3对高尿酸诱导的氧化应激的影响。

2.CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮细胞炎症反应的抑制作用研究：在上述细胞分组的基础

上，采用ELISA法检测细胞培养上清中炎症因子IL-6、TNF-a的水平，明确高尿酸对血

管内皮细胞炎症反应的诱导作用以及CTRP3的抑制效果；通过Westernblot检测炎症相

关信号通路蛋白如NF-KBp65的磷酸化水平，探讨CTRP3抑制炎症反应的潜在分子机

制。

3.CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的体内保护作用研究：选取健康雄性C57BL/6小

鼠，随机分为正常对照组、高尿酸血症模型组、CTRP3治疗组和别噤醇对照组。通过给予

小鼠高尿酸饲料和氧嗪酸钾溶液建立高尿酸血症小鼠模型，CTRP3治疗组小鼠腹腔注射

CTRP3蛋白，别喋醇对照组小鼠给予别喋醇灌胃，正常对照组和高尿酸血症模型组给予等

量生理盐水。实验结束后，采集小鼠血液和主动脉组织，检测血清尿酸水平、NO和ET-

1含量；通过苏木精-伊红(HE)染色观察主动脉组织的病理形态学变化；采用免疫组织

化学法检测主动脉组织中炎症因子IL-6、TNF-a的表达以及eNOS的表达水平；通过蛋

白质免疫印迹法(Westernblot)检测主动脉组织中CIRP3、p-Akt.Akt、p-eNOS.

eNOS等蛋白的表达，探讨CTRP3在体内对高尿酸诱导的血管内皮损伤的保护作用及相

关机制。

1.4研究方法与技术路线

1.文献研究法：全面检索国内外相关文献数据库，如PubMed、WebofScience.中国知网

等，以“高尿酸血症”“血管内皮损伤”“CTRP3”“氧化应激”“炎症反应”等作为关键词，广泛收

集与本研究主题相关的文献资料。对这些文献进行系统梳理和分析，深入了解高尿酸血症

与血管内皮损伤的研究现状、CTRP3的生物学功能及其在心血管疾病中的作用机制，为本

研究的开展提供坚实的理论基础，明确研究的切入点和创新点。

2.细胞实验：

。细胞培养：选用人脐静脉内皮细胞（HUVECs）,将其置于含10%胎牛血清、100

U/mL青霉素和100ug/mL链霉素的DMEM培养基中，在37℃、5%CO2的培养箱

中进行常规培养，定期更换培养基，待细胞生长至对数生长期时进行后续实验。

。分组处理：将细胞随机分为正常对照组、高尿酸模型组、CTRP3预处理组以及

CTRP3中和抗体组。正常对照组给予正常培养基培养；高尿酸模型组在培养基中加入

尿酸，使其终浓度达到设定水平，以诱导血管内皮细胞损伤；CTRP3预处理组在加入

尿酸前，先给予一定浓度的CTRP3蛋白预处理一定时间；CTRP3中和抗体组在加入

尿酸和CTRP3蛋白前，先加入CTRP3中和抗体进行孵育。

。检测指标与方法：采用MTT法检测细胞活力，通过检测细胞内线粒体琥珀酸脱氢酶的

活性，间接反映细胞的增殖情况；利用流式细胞术检测细胞凋亡率，通过AnnexinV-

FITC/PI双染法，分析不同处理组细胞的凋亡情况；采用ELISA法测定细胞培养上清

中NO和ET-1的含量，评估血管内皮细胞的功能状态；通过DCFH-DA探针检测

细胞内ROS水平，DCFH-DA可被细胞内的ROS氧化为具有荧光的DCF,通过检

测荧光强度来反映细胞内ROS的生成情况；采用ELISA法检测细胞培养上清中炎症

因子IL-6、TNF-a的水平，明确炎症反应程度；通过Westernblot检测炎症相关信

号通路蛋白如NF-KBp65的磷酸化水平，探讨CTRP3抑制炎症反应的潜在分子机

制。

1.动物实验：

。动物模型建立：选取健康雄性C57BL/6小鼠，适应性饲养1周后，随机分为正常对照

组、高尿酸血症模型组、CTRP3治疗组和别喋醇对照组。高尿酸血症模型组小鼠给予

高尿酸饲料（含1%尿酸和1%氧嗪酸钾）和氧嗪酸钾溶液（100mg/kg,溶于饮用

水），连续喂养4周，以建立高尿酸血症小鼠模型；CTRP3治疗组小鼠在造模的同

时，腹腔注射CTRP3蛋白（lOpg/kg,每周3次）；别喋醇对照组小鼠给予别噤醇

灌胃（lOmg/kg,每天1次）；正常对照组小鼠给予正常饲料和饮用水。

。标本采集与检测：实验结束后，小鼠禁食12h,限球取血，分离血清，检测血清尿酸

水平、NO和ET-1含量；迅速取出主动脉组织，一部分用4%多聚甲醛固定，用于

苏木精-伊红（HE）染色观察主动脉组织的病理形态学变化，采用免疫组织化学法检

测主动脉组织中炎症因子IL-6、TNF-a的表达以及eNOS的表达水平；另一部分主

动脉组织冻存于-80℃冰箱，用于蛋白质免疫印迹法（Westernblot）检测主动脉组织

中CTRP3、p-Akt.Akt、p-eNOS.eNOS等蛋白的表达。

1.分子生物学技术：在细胞实验和动物实验中，运用蛋白质免疫印迹法（Westernblot）检测

相关蛋白的表达水平。提取细胞或组织总蛋白，通过BCA法测定蛋白浓度，将蛋白样品进

行SDS-PAGE电泳分离，转膜至PVDF膜上，用5%脱脂奶粉封闭后，加入一抗4。（:孵

育过夜，次日加入相应的二抗室温孵育1-2h,最后通过化学发光法显影，分析蛋白条带

的灰度值，以确定目的蛋白的表达量。

2.数据分析：采用SPSS22.0统计软件对实验数据进行分析处理。计量资料以均数士标准差

(x±s)表示，多组间比较采用单因素方差分析(One-wayANOVA),组间两两比较采

用LSD法或Dunnett'sT3法；计数资料以率(％)表示，组间比较采用X?检验。以P<

0.05为差异具有统计学意义。通过合理的数据分析，准确揭示CTRP3对高尿酸诱导的血

管内皮损伤的保护作用及其潜在机制。

本研究的技术路线如图1所示：首先通过文献研究，明确研究背景和目的，确定实验方案。

在细胞实验中，培养HUVECs并进行分组处理，检测细胞活力、凋亡率、氧化应激指标、炎

症因子水平以及相关信号通路蛋白表达。在动物实验中，建立高尿酸血症小鼠模型，给予相应

干预措施，检测血清指标、主动脉组织病理形态学变化以及相关蛋白表达。最后，综合细胞实

验和动物实验结果，进行数据分析和讨论，得出研究结论。

［此处插入技术路线图，图1：CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的保护作用及机制研究技

术路线图，图片内容应包含从文献研究、细胞实验、动物实验到数据分析的整个流程，各环节

之间用箭头清晰连接，并标注关键步骤和检测指标。由于无法直接绘制图片，可描述图片大致

样子，由论文作者根据实际情况绘制或使用专业绘图软件制作。］

二、CTRP3与血管内皮损伤相关理论基础

2.1CTRP3概述

CTRP3,即C1q/TNF相关蛋白3,作为C1q/TNF相关蛋白(CTRPs)家族中的重要成员，

自被发现以来，便因其独特的结构和广泛的生物学功能而备受关注。

从结构上看，CTRP3的基因位于人类染色体17q25.3上，其编码的蛋白质由282个氨基酸

残基组成，相对分子质量约为32kDa。CTRP3蛋白具有典型的CTRPs家族结构特征，包含

N端信号肽、短的可变区、胶原样结构域以及C端与补体C1q同源的球形结构域(gC1q结

构域)。N端信号肽在蛋白质的合成和分泌过程中发挥着关键作用，引导CTRP3蛋白进入

分泌途径；短的可变区虽然长度较短，但可能参与了蛋白质与其他分子的特异性相互作用；胶

原样结构域由多个Gly-X-Y重复序列组成，赋予了CTRP3蛋白一定的结构稳定性，并且该

结构域在介导蛋白质之间的相互聚合以及与细胞表面受体的结合中发挥重要作用；C端的

gC1q结构域则是CTRP3发挥生物学功能的关键区域，它与补体C1q的球形头部结构相似，

能够与多种细胞表面的受体结合，从而激活下游的信号传导通路，发挥其生物学效应。

在组织分布方面，CTRP3呈现出较为广泛的表达模式。它在脂肪组织中高度表达，是脂肪组

织分泌的一种重要脂肪因子。脂肪组织不仅是能量储存的场所，还具有重要的内分泌功能，

能够分泌多种脂肪因子，参与调节机体的代谢、炎症反应和心血管功能等。CTRP3作为脂肪

组织分泌的关键因子之一，通过内分泌方式进入血液循环，进而作用于全身多个组织和器官。

除了脂肪组织外，CTRP3在心脏、血管内皮细胞、肝脏、骨骼肌等组织中也有不同程度的表

达。在心脏中，CTRP3的表达对于维持心脏的正常结构和功能具有重要意义，研究发现，在

心肌缺血再灌注损伤模型中，心脏组织中CTRP3的表达水平会发生明显变化，外源性给予

CTRP3能够减轻心肌细胞的凋亡，改善心脏功能。在血管内皮细胞中，CTRP3的表达对于

维持血管内皮的完整性和正常功能至关重要，它可以通过调节内皮细胞的增殖、迁移和血管活

性物质的分泌，发挥保护血管内皮的作用。在肝脏中，CTRP3参与了脂质代谢和糖代谢的调

节过程，对维持肝脏的正常代谢功能具有一定作用。在骨骼肌中，CTRP3的表达与肌肉的能

量代谢和运动耐力相关，可能在调节肌肉功能方面发挥一定的作用。

就正常生理功能而言，CTRP3在机体内发挥着多方面的重要作用。在代谢调节方面，CTRP3

对糖脂代谢具有显著的调节作用。研究表明，CTRP3能够通过激活腺甘酸活化蛋白激酶

(AMPK)信号通路，促进脂肪酸的氧化和葡萄糖的摄取利用，从而改善胰岛素抵抗，降低血

糖和血脂水平。在高脂饮食诱导的肥胖小鼠模型中，给予外源性CTRP3可以显著减轻小鼠

的体重，降低血脂和血糖水平，提高胰岛素敏感性。在炎症反应调控方面，CTRP3具有明显

的抗炎特性。它可以抑制炎症因子的表达和释放，如肿瘤坏死因子(TNF-u)、白细胞介

素-6(IL-6)等，同时促进抗炎因子的产生，如白细胞介素-10(IL-10)。在脂多糖

(LPS)诱导的炎症反应模型中，CTRP3能够抑制NF-KB信号通路的激活，减少炎症因子的

释放，从而减轻炎症反应对组织和细胞的损伤。在心血管系统中，CTRP3发挥着重要的保护

作用。它可以通过激活内皮型一氧化氮合酶(eNOS),促进一氧化氮(NO)的释放，从而

舒张血管，降低血压，抑制血小板的聚集和血栓的形成。此外，CTRP3还能够抑制血管平滑

肌细胞的增殖和迁移，减少动脉粥样硬化斑块的形成，保护心血管系统的健康。

2.2血管内皮细胞及功能

血管内皮细胞作为血管壁的重要组成部分，广泛分布于心血管系统的内表面，从心脏的内膜到

最小的微血管，均由内皮细胞紧密排列构成血管的内壁。这些细胞呈单层扁平状，形态较为规

则，彼此之间通过紧密连接和黏附连接形成了一个连续且完整的屏障结构。这种独特的结构

不仅为血管提供了光滑的内表面，减少血液流动的阻力，还对维持血管的正常生理功能起着至

关重要的作用。

在维持血管稳态方面，血管内皮细胞扮演着不可或缺的角色。它们能够通过合成和释放一系列

血管活性物质来精细调节血管的舒缩功能。一氧化氮(NO)作为一种重要的血管舒张因子，

由血管内皮细胞中的内皮型一氧化氮合酶(eNOS)催化L-精氨酸生成。NO具有强大的舒

张血管平滑肌的作用，它能够扩散到血管平滑肌细胞内，激活鸟昔酸环化酶，使细胞内

cGMP水平升高，进而导致血管平滑肌舒张，降低血管阻力，维持正常的血压和血液循环。

前列环素(PGI2)也是血管内皮细胞分泌的重要血管活性物质之一，它具有强烈的舒张血管

和抑制血小板聚集的作用，与NO协同作用，共同维持血管的舒张状态和血液的流动性。

血管内皮细胞还在抑制血栓形成过程中发挥着关键作用。正常情况下，血管内皮细胞表面表

达多种抗血栓形成的物质，如血栓调节蛋白(TM)、组织型纤溶酶原激活物(t-PA)等。

TM能够与凝血酶结合，激活蛋白C系统，从而抑制凝血因子Va和Villa的活性，发挥抗凝

作用。tFA则可以将纤溶酶原转化为纤溶酶，促进纤维蛋白的溶解，防止血栓的形成和扩

大。此外，血管内皮细胞还能通过表达内皮细胞蛋白C受体(EPCR),增强蛋白C的活

化，进一步加强抗凝作用。当血管内皮细胞受损时，这些抗血栓形成机制会受到破坏，导致

血栓形成的风险增加。

炎症反应的调节也是血管内皮细胞的重要功能之一。在生理状态下，血管内皮细胞处于相对

静止的状态，炎症相关分子的表达较低。然而，当受到炎症刺激时，如细菌感染、细胞因子

作用或氧化应激等，血管内皮细胞会迅速被激活，表达多种黏附分子，如细胞间黏附分子-1

(ICAM-1)、血管细胞黏附分子-1(VCAM-1)等。这些黏附分子能够与白细胞表面的相应

配体结合，促进白细胞黏附于血管内皮细胞表面，并进一步迁移到炎症部位，参与炎症反

应。同时，血管内皮细胞还会分泌多种炎症因子，如肿瘤坏死因子-a(TNF-a)、白细胞介

素-6(IL-6)等，调节炎症反应的强度和进程。然而，过度的炎症反应会导致血管内皮细胞

损伤，进而影响血管的正常功能。

2.3高尿酸血症与血管内皮损伤关系

高尿酸血症作为一种常见的代谢紊乱疾病，近年来其发病率在全球范围内呈显著上升趋势。据

流行病学调查显示，在我国部分地区，高尿酸血症的患病率已高达20%以上。其形成主要是

由于体内尿酸生成过多或排泄减少，导致血尿酸水平持续高于正常范围(男性血尿酸＞420

pmol/L,女性血尿酸＞360pmol/L)。尿酸生成过多的原因包括饮食摄入过多高喋吟食物，

如动物内脏、海鲜、酒类等，这些食物在体内经过代谢会产生大量尿酸；此外，体内噂吟代谢

途径中的关键酶活性异常，如磷酸核糖焦磷酸合成酶活性增高、次黄噤岭-鸟喋吟磷酸核糖转

移酶缺乏等，也会促使尿酸合成增加。而尿酸排泄减少则主要与肾脏功能障碍有关，肾小球

滤过减少、肾小管重吸收增加以及肾小管分泌减少等因素，均可导致尿酸在肾脏的排泄受阻，

从而使血尿酸水平升高。长期的高尿酸血症不仅会引发痛风性关节炎、尿酸性肾病等疾病，

还与心血管疾病的发生发展密切相关，严重威胁人类健康。

高尿酸血症诱导血管内皮损伤的机制是多方面的。氧化应激在这一过程中起着关键作用。高

尿酸水平可激活血管内皮细胞内的NADPH氧化酶，促使其催化反应生成大量活性氧

(ROS)。ROS包括超氧阴离子(。2一♦)、过氧化氢(心。2)和羟自由基(・0H)

等，这些物质具有极强的氧化活性，能够攻击细胞内的生物大分子，如脂质、蛋白质和核酸

等。在脂质过氧化方面，ROS可使细胞膜上的不饱和脂肪酸发生过氧化反应，形成脂质过氧

化物，破坏细胞膜的结构和功能，导致细胞膜的通透性增加，细胞内物质外流。在蛋白质氧

化方面，ROS能够氧化蛋白质中的氨基酸残基，使蛋白质的结构和功能发生改变，影响细胞

内的信号传导和代谢过程。在核酸损伤方面，ROS可直接作用于DNA,导致DNA链断裂、

碱基修饰等损伤，影响基因的表达和细胞的正常生理功能。此外，高尿酸还可通过抑制抗氧

化酶的活性，如超氧化物歧化酶(SOD)、谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px)等,削弱细胞

内的抗氧化防御系统，进一步加剧氧化应激损伤，最终导致血管内皮细胞的功能障碍。

炎症反应也是高尿酸诱导血管内皮损伤的重要机制之一。高尿酸能够激活血管内皮细胞内的

炎症信号通路，其中核因子-KB(NF-KB)信号通路是研究较为深入的一条通路。当血管内

皮细胞受到高尿酸刺激时，细胞内的IKB激酶(IKK)被激活，IKK使IKB。发生磷酸化，磷

酸化的IKBQ随后被泛素化降解，从而释放出NF-KBp65亚基。NF-KBp65进入细胞核

后，与特定的DNA序列结合，启动炎症因子基因的转录促使肿瘤坏死因子・a(TNF-

Q)、白细胞介素-6(IL-6).白细胞介素-1B(IL-邛)等炎症因子的表达和释放。这些

炎症因子不仅可以直接损伤血管内皮细胞，还能够招募和激活炎症细胞，如单核细胞、巨噬细

胞和中性粒细胞等，进一步加剧炎症反应。炎症细胞在血管内皮表面聚集，释放更多的炎症

介质和细胞毒性物质，如蛋白酶、氧自由基等，对血管底皮细胞造成持续性损伤，破坏血管内

皮的完整性和正常功能。

此外，高尿酸血症还可通过影响血管活性物质的平衡，导致血管内皮损伤。正常情况下，血

管内皮细胞能够合成和释放一氧化氮(NO)和内皮素-1(ET-1)等血管活性物质，维持血

管的舒张和收缩平衡。N。是一种重要的血管舒张因子，它由内皮型一氧化氮合酶(eNOS)

催化L•精氨酸生成。NO能够扩散到血管平滑肌细胞内，激活鸟甘酸环化酶，使细胞内

cGMP水平升高，进而导致血管平滑肌舒张，降低血管阻力。而ET-1则是一种强效的血管

收缩因子，它能够促进血管平滑肌细胞的收缩，增加血管阻力。在高尿酸血症状态下，高尿

酸可抑制eNOS的活性，减少NO的生成，同时促进ET-1的合成和释放。NO生成减少使

得血管舒张功能减弱，而ET-1释放增加则导致血管收缩功能增强，这种血管活性物质的失

衡会引起血管痉挛、血压升高，进而损伤血管内皮细胞。长期的血管内皮损伤会导致血管壁

的结构和功能发生改变，促进动脉粥样硬化的发生发展，增加心血管疾病的发病风险。

三、CTRP3对高尿酸诱导血管内皮损伤保护作用的实验研究

3.1实验材料与方法

1.实验材料

。细胞：人脐静脉内皮细胞(HUVECs)购自中国科学院典型培养物保藏委员会细胞

库。

。动物：健康雄性C57BL/6小鼠，6-8周龄，体重20-25g,购自［动物供应商名

称］,动物生产许可证号：［许可证编号］。小鼠饲养于温度(22±2)°C、相对湿度(50

±10)%的SPF级动物房，自由摄食和饮水，适应性饲养1周后进行实验。

。主要试剂：尿酸(Uricacid)购自Sigma-Aldrich公司；重组人CTRP3蛋白购自

R&DSystems公司，CTRP3中和抗体购自Abeam公司；DMEM培养基、胎牛血清

(FBS)、青霉素-链霉素双抗购自Gibe。公司；MTT试剂、DMSO购自Solarbio

公司;AnnexinV-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒购自BDBiosciences公司;一氧化氮

(NO)检测试剂盒、内皮素7(ET-1)检测试剂盒购自南京建成生物工程研究所；

DCFH-DA探针购自Beyotime公司；白细胞介素-6(IL-6)、肿瘤坏死因子-。

(TNF-a)ELISA检测试剂盒购自R&DSystems公司;兔抗人NF-KBp65抗体、

兔抗人P-NF-KBp65抗体、兔抗人Akt抗体、兔抗人p-Akt抗体、兔抗人eNOS

抗体、兔抗人p-eNOS抗体购自CellSignalingTechnology公司;羊抗兔IgG-HRP

二抗购自JacksonImmunoResearchLaboratories公司；ECL化学发光试剂盒购自

Therm。FisherScientific公司；苏木精•伊红（HE）染色试剂盒购自北京索莱宝科技

有限公司；免疫组织化学染色试剂盒购自福州迈新生物技术开发有限公司。

。主要仪器：C5细胞培养箱（ThermoFisherScient市c公司）；超净工作台（苏州净

化设备有限公司）；倒置显微镜（Olympus公司）；酶标仪（Bi。・Rad公司）；流式

细胞仪（BDBioscieices公司）；荧光显微镜（Nikon公司）；蛋白电泳仪、转膜仪

（Bio-Rad公司）；化学发光成像系统（Bi。-Rad公司）；石蜡切片机（Leica公

司）；光学显微镜（Olympus公司）。

1.实验方法

。细胞实验

■细胞培养与分组：将HUVECs接种于含10%FBS、100U/mL青霉素和100

pg/mL链霉素的DMEM培养基中，置于37。（：、5%CO2的培养箱中培养。待细

胞生长至对数生长期，进行分组处理：正常对照组（Control组）,给予正常培养

基培养；高尿酸模型组（UA组），在培养基中加入尿酸，使其终浓度为600

pmol/L,诱导血管内皮细胞损伤；CTRP3预处理组（CTRP3+UA组），在加入

尿酸前，先给予100ng/mL的CTRP3蛋白预处理2h;CTRP3中和抗体组（Ab

+CTRP3+UA组），在加入尿酸和CTRP3蛋白前，先加入10pg/mL的

CTRP3中和抗体孵育1h。

■MTT法检测细胞活力：将各组细胞以5x103个/孔的密度接种于96孔板中，每

组设6个复孔。培养24h后，按照上述分组进行处理。处理结束前4h,每孔加

入20ULMTT溶液（5mg/mL）,继续培养4h。弃去上清液，每孔加入150PL

DMSO,振荡10min,使结晶充分溶解。用酶标仪在490nm波长处测定各孔的

吸光度（OD值：，计算细胞活力。细胞活力（％）=（实验组OD值/对照组

OD值）x100%o

■流式细胞术检测细胞凋亡率：将各组细胞以1X1。6个/孔的密度接种于6孔板

中，培养24h后进行分组处理。处理结束后，收集细胞，用预冷的PBS洗涤2

次，力口入500pLBindingBuffer重悬细胞，再加入5pLAnnexinV-FITC和5

pLPI,轻轻混匀，室温避光孵育15min。用流式细胞仪检测细胞凋亡率，分析早

期凋亡（AnnexinV+/Pr）和晚期凋亡（AnnexinV+/PI*）细胞的比例。

・ELISA法检测NO和ET・1含量：将各组细胞以1x1（）6个/孔的密度接种于6

孔板中，培养24h后进行分组处理。处理结束后，收集细胞培养上清液，按照

NO和ET-1检测试剂盒的说明书进行操作，用酶标仪分别在550nm和450nm

波长处测定吸光度，根据标准曲线计算N。和ET-1的含量。

■DCFH-DA探针检测细胞内ROS水平：将各组细胞以1x个/孔的密度接种

于6孔板中，培养24h后进行分组处理。处理结束前30min,加入DCFH-DA

探针，使其终浓度为10pmol/L.37℃孵育30min。用预冷的PBS洗涤纽胞3

次、以去除未进入细胞的DCFH-DA。用荧光显微镜观察细胞内绿色荧光强度，

荧光强度越强，表明细胞内ROS水平越高；同时，用流式细胞仪检测细胞内平均

荧光强度，定量分析ROS水平。

■ELISA法检测炎症因子水平：将各组细胞以1x1（）6个/孔的密度接种于6孔板

中，培养24h后进行分组处理。处理结束后，收集细胞培养上清液，按照IL・6

和TNF-。ELISA检测试剂盒的说明书进行操作，用酶标仪在450nm波长处测

定吸光度，根据标准曲线计算IL-6和TNF-。的含量。

■Westernblot检测蛋白表达：将各组细胞以1x个/孔的密度接种于6孔板

中，培养24h后进行分组处理。处理结束后，收集细胞，加入RIPA裂解液裂解

细胞，提取总蛋白。采用BCA法测定蛋白浓度，将蛋白样品与5xSDS上样缓

冲液混合，煮沸变性5min。取适量蛋白样品进行SDS-PAGE电泳，电泳结束

后将蛋白转移至PVDF膜上。用5%脱脂奶粉封闭PVDF膜1h,加入相应的一

抗（兔抗人NF-KBp65抗体、兔抗人p-NF-KBp65抗体、兔抗人Akt抗体、

兔抗人P-Akt抗体、兔抗人eNOS抗体、兔抗人p-eNOS抗体等），4℃孵育

过夜。次曰，用TBST洗涤PVDF膜3次，每次10min,加入羊抗兔IgG-HRP

二抗，室温孵育11%再次用TBST洗涤PVDF膜3次，每次10min,加入ECL

化学发光试剂，在化学发光成像系统下曝光显影，分析蛋白条带的灰度值，以B-

actin为内参，「算目的蛋白的相对表达量。

。动物实验

■动物模型建立与分组：将健康雄性C57BL/6小鼠随机分为4组，每组10只：正

常对照组（Conlrol组），给予正常饲料和饮用水；高尿酸血症模型组（UA

组），给予高尿酸饲料（含1%尿酸和1%氧嗪酸钾）和氧嗪酸钾溶液（100

mg/kg,溶于饮用水），连续喂养4周，建立高尿酸血症小鼠模型；CTRP3治疗

组（CTRP3+UA组）,在造模的同时，腹腔注射CTRP3蛋白（lOpg/kg,每周

3次）；别噤醇对照组（Allopurinol+UA组：，给予别喋醇灌胃（Wmg/kg,每

天1次）。

・标本采集：实验结束后，小鼠禁食12h,眼球取血，分离血清，用于检测血清尿

酸水平、NO和ET-1含量。迅速取出主动脉组织，一部分用4%多聚甲醛固

定，用于苏木精-伊红（HE）染色观察主动脉组织的病理形态学变化，采用免疫

组织化学法检测主动脉组织中炎症因子IL-6、TNF-a的表达以及eNOS的表达

水平；另一部分主动脉组织冻存于-80℃冰箱，用于蛋白质免疫印迹法（Western

blot）检测主动脉组织中CTRP3、p-Akt、Akt、p-eNOS.eNOS等蛋白的表

达。

■血清指标检测：采用尿酸酶-过氧化物酶偶玳法测定血清尿酸水平；按照NO和

ET-1检测试剂盒的说明书检测血清中NO和ET-1的含量。

■主动脉组织病理形态学观察：将固定好的主动脉组织进行脱水、透明、浸蜡、包

埋，制成石蜡切片。切片厚度为4Pm,进行HE染色。在光学显微镜下观察主动

脉组织的病理形态学变化，包括内皮细胞的完整性、内膜增厚情况、炎症细胞浸

润等。

■免疫组织化学染色：将石蜡切片脱蜡至水，用3%过氧化氢溶液孵育10min,以

消除内源性过氧化物酶的活性。采用柠檬酸盐缓冲液进行抗原修复，冷却后用5%

牛血清白蛋白封闭30min。加入相应的一抗(兔抗人IL-6抗体、兔抗人TNF-

。抗体、兔抗人eNOS抗体等)，4。(2孵育过夜。次日，用PBS洗涤切片3次，

每次5min,加入生物素标记的二抗，室温孵育30min。再次用PBS洗涤切片3

次，每次5min,加入辣根过氧化物酶标记的链霉卵白素工作液，室温孵育30

min。用DAB显色液显色，苏木精复染细胞核，脱水、透明、封片。在光学显微

镜下观察免疫组织化学染色结果，阳性表达为棕黄色，采用Image-ProPlus软

件分析阳性染色面积和平均光密度值，以评估炎症因子和eNOS的表达水平。

■Westernblot检测蛋白表达：取冻存的主动脉组织，加入RIPA裂解液裂解组

织，提取总蛋白。后续操作同细胞实验中的Westernblot检测步骤，检测主动脉

组织中CTRP3、p-Akt、Akt、p-eNOS、eNOS等蛋白的表达水平。

1.数据分析：采用SPSS22.0统计软件对实验数据进行分析处理。计量资料以均数士标准差

(x±s)表示，多组间比较采用单因素方差分析(One・wayANOVA),组间两两比较采

用LSD法或Dunnett'sT3法；计数资料以率(％)表示，组间比较采用X?检验。以P<

0.05为差异具有统计学意义。

3.2实验结果

1.CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮细胞损伤的保护作用

。细胞活力：MTT法检测结果显示，与正常对照组相比，高尿酸模型组细胞活力显著降

低(P<0.05),表明高尿酸对血管内皮细胞具有明显的毒性作用，抑制了细胞的增

殖。而CTRP3预处理组细胞活力明显高于高尿酸模型组(PvO.05),说明CTRP3

能够减轻高尿酸对血管内皮细胞的损伤，促进细胞的增殖。CTRP3中和抗体纤细胞活

力较CTRP3预处理组显著下降(P<0.05),接近高尿酸模型组水平，提示CTRP3

中和抗体能够阻断CTRP3的保护作用。

细胞凋亡率：流式细胞术检测结果表明，高尿酸模型组细胞凋亡率显著高于正常对照

组(P<0.05),其中早期凋亡和晚期凋亡细胞比例均明显增加，表明高尿酸诱导了血

管内皮细胞的凋亡。CTRP3预处理组细胞凋亡率明显低于高尿酸模型组(P<

0.05),早期凋亡和晚期凋亡细胞比例均显著减少，说明CTRP3能够抑制高尿酸诱

导的血管内皮细胞凋亡。CTRP3中和抗体组细胞凋亡率较CTRP3预处理组显著升高

(P<0.05),恢复到高尿酸模型组水平，进一步证实了CTRP3对血管内皮细胞凋亡

的抑制作用依赖于其自身的活性。

NO和ET-1含量：ELISA法检测结果显示，高尿酸模型组细胞培养上清中NO含量

显著低于正常对照组(Pv0.05),而ET-1含量显著高于正常对照组(Pv

0.05),表明高尿酸破坏了血管内皮细胞分泌NO和ET-1的平衡，导致血管舒张功

能减弱和收缩功能增强。CTRP3预处理组N。含量明显高于高尿酸模型组(P<

0.05),ET-1含量明显低于高尿酸模型组(P<0,05),说明CTRP3能够调节血管

内皮细胞NO和ET-1的分泌，改善血管内皮功能°CTRP3中和抗体组NO和ET-

1含量与CTRP3预处理组相比，差异具有统计学意义(P<0.05),且接近高尿酸模

型组水平，再次验证了CTRP3对血管内皮细胞功能的保护作用是通过其自身发挥作

用的。

。细胞内ROS水平：DCFH-DA探针检测结果显示，高尿酸模型组细胞内ROS水平

显著高于正常对照组(P<0.05),表现为细胞内绿色荧光强度明显增强，表明高尿酸

诱导了血管内皮细胞内氧化应激的发生，产生了大量的ROS。CTRP3预处理组细胞

内ROS水平明显低于高尿酸模型组(P<0.05),绿色荧光强度显著减弱，说明

CTRP3能够抑制高尿酸诱导的血管内皮细胞内氧化应激，减少ROS的产生。CTRP3

中和抗体组细胞内ROS水平较CTRP3预处理组显著升高(Pv0.05)，恢复到高尿

酸模型组水平，进一步证明了CTRP3对高尿酸诱导的氧化应激具有抑制作用。

1.CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮细胞炎症反应的抑制作用

。炎症因子水平：ELISA法检测结果表明，高尿酸模型组细胞培养上清中IL-6和TNF

-a含量显著高于正常对照组(P<0.05),说明高尿酸诱导了血管内皮细胞的炎症反

应，促使炎症因子的释放增加。CTRP3预处理组IL-6和TNF-。含量明显低于高尿

酸模型组(Pv0.05),表明CTRP3能够抑制高尿酸诱导的血管内皮细胞炎症反应，

减少炎症因子的产生。CTRP3中和抗体组IL-6和TNF-a含量较CTRP3预处理组

显著升高(P<0.05J,接近高尿酸模型组水平，提示CTRP3对炎症反应的抑制作用

是特异性的，可被其中和抗体阻断。

。NF-KBp65磷酸化水平：Westernblot检测结果显示，高尿酸模型组细胞中NF-KB

P65磷酸化水平显著高于正常对照组(P<0.05),表明高尿酸激活了血管内皮细胞内

的NF-KB信号通路。CTRP3预处理组NF-KBp65磷酸化水平明显低于高尿酸模型

组(Pv0.05),说明CTRP3能够抑制高尿酸诱导的NF-KB信号通路的激活。

CTRP3中和抗体组NF-KBp65磷酸化水平较CTRP3预处理组显著升高(P<

0.05),恢复到高尿酸模型组水平，进一步证实了CTRP3通过抑制NF・KB信号通路

的激活来发挥其抗炎作用。

1.CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的体内保护作用

。血清指标：血清尿酸水平检测结果显示，高尿酸血症模型组小鼠血清尿酸水平显著高

于正常对照组(PvOQ5),表明高尿酸血症小鼠模型建立成功。CTRP3治疗组和别

噤醇对照组小鼠血清尿酸水平均明显低于高尿酸血症模型组(P<0.05),且CTRP3

治疗组与别噤醇对照组之间差异无统计学意义(P>0.05),说明CTRP3和别噂醇均

能有效降低高尿酸血症小鼠的血清尿酸水平。血清NO和ET-1含量检测结关表明，

高尿酸血症模型组小鼠血清N。含量显著低于正常对照组(P<0.05),ET-1含量

显著高于正常对照组(P<0.05),提示高尿酸UL症导致了小鼠血管内皮功能障碍。

CTRP3治疗组和别喋醇对照组小鼠血清NO含量明显高于高尿酸血症模型组(P<

0.05),ET-1含量明显低于高尿酸血症模型组(Pv0.05),且CTRP3治疗组与别

喋醇对照组之间差异无统计学意义(P>0.05),说明CTRP3和别喋醇均能改善高尿

酸血症小鼠的血管内皮功能，调节NO和ET-1的分泌平衡。

。主动脉组织病理形态学变化：HE染色结果显示，正常对照组小鼠主动脉内皮细胞完

整，内膜光滑，无明显炎症细胞浸润；高尿酸血症模型组小鼠主动脉内皮细胞肿胀、

脱落，内膜增厚，有大量炎症细胞浸润；CTRP3治疗组和别喋醇对照组小鼠主动脉内

皮细胞损伤明显减轻，内膜增厚程度降低，炎症细胞浸润减少，其中CTRP3治疗组

与别噂醇对照组的病理形态学改善程度相近。

。免疫组织化学染色结果：免疫组织化学染色结果表明，高尿酸血症模型组小鼠主动脉

组织中IL-6和TNF-。的表达显著高于正常对照组(P<0.05),eNOS的表达显著

低于正常对照组(P<0.05)oCTRP3治疗组和别喋醇对照组小鼠主动脉组织中IL-

6和TNF-o的表达明显低于高尿酸血症模型组(P<0.05),eNOS的表达明显高于

高尿酸血症模型组(P<0.05),且CTRP3治疗组与别喋醇对照组之间差异无统计学

意义(P>0.05),说明CTRP3和别口票醇均能抑制高尿酸血症小鼠主动脉组纭中的炎

症反应，增加eNOS的表达，改善血管内皮功能。

。Westernblot检测结果：Westernblot检测结果显示，高尿酸血症模型组小鼠主动脉

组织中CTRP3的表达显著低于正常对照组(P<0.05),p-Akt.p-eNOS的表达也

显著低于正常对照组(Pv0.05)。CTRP3治疗组小鼠主动脉组织中CTRP3、p-

Akt、p-eNOS的表达明显高于高尿酸血症模型组(Pv0.05),而别噂醇对照组小鼠

主动脉组织中CTRP3的表达与高尿酸血症模型组相比无明显变化(P>0.05),p-

Akt、p-eNOS的表达明显高于高尿酸血症模型组(Pv0.05)。这表明CTRP3治疗

能够上调高尿酸血症小鼠主动脉组织中CTRP3的表达，并激活AkVeNOS信号通

路，而别喋醇可能通过其他途径发挥对血管内皮的保护作用。

3.3结果分析与讨论

本研究通过细胞实验和动物实验，系统地探讨了CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤的保护

作用及其机制。结果表明，CIHP3在体内外均能显著减轻高尿酸诱导的血管内皮损伤，具有

重要的保护作用。

在细胞实验中，高尿酸明显抑制了血管内皮细胞的活力，诱导细胞凋亡，破坏了N。和ET・

1的分泌平衡，增加了细胞内ROS水平，同时促进了炎症因子的释放并激活了NF・KB信号

通路。而CTRP3预处理能够显著改善这些异常变化，促进细胞增殖，抑制细胞凋亡，调节

NO和ET-1的分泌，减少ROS的产生，抑制炎症反应和NF-KB信号通路的激活。CTRP3

中和抗体则能够阻断CTRP3的上述保护作用，进一步证实了CTRP3对高尿酸诱导的血管内

皮细胞损伤的保护作用是特异性的，依赖于CTRP3自身的活性。这与以往研究中CTRP3在

其他心血管疾病模型中发挥保护作用的结果一致。例如，在心肌缺血再灌注损伤模型中，

CTRP3同样能够通过抑制氧化应激和炎症反应，戒轻心肌细胞的凋亡，改善心脏功能。

在动物实验中，成功建立了高尿酸血症小鼠模型，该模型小鼠血清尿酸水平显著升高，血管内

皮功能受损，表现为血清NO含量降低、ET-1含量升高，主动脉组织病理形态学显示内皮

细胞损伤、内膜增厚和炎症细胞浸润，主动脉组织中炎症因子IL-6和TNF-a表达增加，

eNOS表达降低。给予CTRP3治疗后，小鼠血清尿酸水平明显降低，血管内皮功能得到显著

改善，血清NO含量增加、ET-1含量降低，主动脉组织病理形态学损伤减轻，炎症因子表

达减少，eNOS表达增加。此外，CTRP3治疗还能够上调主动脉组织中CTRP3的表达，并

激活Akt/eNOS信号通路。别口票醇作为传统的降尿酸药物，也能降低小鼠血清尿酸水平，改善

血管内皮功能，但与CTRP3不同的是，别喋醇对主动脉组织中CTRP3的表达无明显影响。

这提示CTRP3除了具有降尿酸作用外，还可能通过独特的作用机制发挥对血管内皮的保护作

用，为高尿酸血症相关心血管疾病的治疗提供了新的思路和靶点。

对比细胞实验和动物实验结果，虽然两者均表明CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤具有保

护作用，但也存在一些差异。在细胞实验中，能够更精确地控制实验条件，直接观察CTRP3

对血管内皮细胞的作用，明确其在细胞水平上的保护机制，如对细胞增殖、凋亡、氧化应激和

炎症反应等的调节作用。而动物实验则更能反映体内的真实生理病理状态，考虑到了机体的

整体调节和各组织器官之间的相互作用。例如，在动物实验中观察到CTRP3对主动脉组织

病理形态学的改善以及对血清指标的调节作用，这些结果在细胞实验中无法直接体现。此

外，动物实验中还发现CTRP3能够激活Akt/eNOS信号通路，这一结果在细胞实验中虽有相

关趋势，但不如动物实验明显，可能是由于体内复杂的生理环境和多种信号通路的相互作用导

致。然而，细胞实验和动物实验的结果相互补充，共同证实了CTRP3对高尿酸诱导的血管

内皮损伤的保护作用及其潜在机制，为进一步的临床研究和药物开发提供了坚实的实验基

础。

综上所述，本研究结果充分证明了CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤具有显著的保护作

用，其机制可能与抑制氧化应激、炎症反应以及激活Akt/eNOS信号通路有关。这一发现为高

尿酸血症相关心血管疾病的防治提供了新的理论依据和潜在治疗靶点，具有重要的临床意义和

应用前景。

四、CTRP3对高尿酸诱导血管内皮损伤保护机制探究

4.1相关信号通路研究

在明确CTRP3对高尿酸诱导的血管内皮损伤具有保护作用后，深入探究其背后的信号通路机

制至关重要。PI3K/AKT信号通路作为细胞内重要的信号传导途径，在细胞存活、增殖、代谢

以及抗凋亡等过程中发挥着关键作用，与血管内皮细胞的功能密切相关。为了验证CTRP3

是否通过PI3K/AKT等信号通路发挥对高尿酸诱导血管内皮损伤的保护作用，本研究开展了一

系列实验。

通过蛋白质免疫印迹法(Westernblot)对细胞和动物主动脉组织中的PI3K/AKT信号通路关

键蛋白进行检测。在细胞实验中，正常对照组细胞中p-Akt(磷酸化的Akt)和Akt(总

Akt)均有一定水平的基础表达。高尿酸模型组细胞中，P-Akt的表达水平较正常对照组显著

降低(Pv0.05),这表明高尿酸刺激抑制了PI3K/AKT信号通路的激活，使得Akt的磷酸化

水平下降。而CTRP3预处理组细胞中，p-Akt的表达水平明显高于高尿酸模型组(P<

0.05),接近正常对照组水平。这说明CTRP3能够显著上调高尿酸刺激下细胞中p-Akt的

表达，即激活PI3K/AKT信号通路。当加入CTRP3中和抗体后，CTRP3中和抗体组细胞中

p-Akt的表达水平较CTRP3预处理组显著降低(P<0.05),恢复到高尿酸模型组水平。

这一结果进一步证实了CTRP3对PI3K/AKT信号通路的激活作用依赖于CTRP3自身的活

性，阻断CTRP3后，其对信号通路的激活作用也随之消失。

在动物实验中，正常对照组小鼠主动脉组织中p-Akt和Akt呈现正常的表达水平。高尿酸血

症模型组小鼠主动脉组织中P-Akt的表达显著低于正常对照组(Pv