高龄女性改善卵巢功能的相关研究进展

高龄女性改善卵巢功能的相关研究进展【摘要】高龄女性卵巢功能衰退以卵泡数量减少、卵母细胞质量下降为主要特征，发病机制复杂，涉及氧化应激、线粒体功能障碍、DNA损伤、炎症及凋亡、卵巢微环境改变等多重机制，已成为影响高龄女性生殖健康与生活质量的重要因素。本文结合国内外卵巢衰老相关研究进展，重点总结药物干预、干细胞治疗、富血小板血浆治疗及线粒体替代技术在改善卵巢功能中的应用现状与前景，希望能为卵巢衰老的基础研究与临床管理提供思路与参考。【关键词】氧化应激；干细胞；卵巢储备；高龄社会的进步、女性职业发展需求的转变及我国三孩生育政策的落地实施，共同推动了女性生育年龄的推迟。与此同时，女性生育能力随年龄增长呈进行性下降。根据国内生殖医学领域共识，高龄女性的定义为年龄≥35岁［1］。高龄女性卵母细胞数量减少、质量下降，减数分裂错误增加，卵母细胞非整倍体率升高，进而引起胚胎非整倍体率升高，在自然妊娠、体外受精（invitrofertilization，IVF）助孕周期中均面临妊娠率降低、流产率增高的困境［2］。因此，如何安全、有效地改善高龄女性的卵巢功能成为生殖领域的重要议题。本文回顾近年来高龄女性卵巢衰老的相关机制及干预措施的研究进展，重点围绕药物干预、干细胞治疗、富血小板血浆治疗及线粒体替代技术，梳理其在改善卵巢功能中的应用现状与前景，以期为临床实践与后续研究提供参考。一、高龄女性卵巢衰老的病理生理机制高龄女性卵巢衰老是一种不可逆的生理与病理进程［3］，核心表现为卵泡进行性耗竭与卵母细胞质量的下降。氧化应激是卵巢衰老的关键机制之一，发生于活性氧（reactiveoxygenspecies，ROS）生成过量或机体抗氧化能力不足时。ROS累积可诱导线粒体通透性转换孔开放，导致线粒体膜电位（ΔΨm）去极化和细胞色素c释放，激活内在凋亡途径中的caspase-9和caspase-3［4-5］，此外，Fas通路活化后招募Fas相关死亡结构域蛋白形成死亡诱导信号复合物，激活caspase-8及下游caspase-3进而诱导凋亡［6］。ROS还可损伤易感的线粒体DNA（mitochondrialDNA，mtDNA）和线粒体内膜结构，破坏氧化磷酸化过程及ATP合成，直接诱导并加剧线粒体功能障碍［7］；刺激鸟嘌呤氧化导致双链断裂，激活DNA损伤反应，导致减数分裂生长停滞［8］。同时，ROS还可干扰卵母细胞-颗粒细胞（granulosacells，GCs）复合体中的cAMP-PKA、PI3K-AKT和MAPK信号通路，改变与减数分裂、凋亡和线粒体生物合成相关的基因表达［9］。此外，ROS可通过TLR/核因子（nuclearfactor，NF）-κB通路促进NLR家族含热蛋白结构域蛋白3（NOD-likereceptorfamilypyrindomaincontaining3，NLRP3）和白细胞介素-1β前体的表达，也可诱导TXNIP解离、触发K+外流与Ca²+紊乱、造成线粒体损伤释放mtDNA等机制激活NLRP3炎症小体，NLRP3活化后又加剧ROS生成［10］。过量ROS可通过诱发线粒体功能障碍、DNA损伤与减数分裂异常、干扰相关基因表达及破坏卵巢微环境等多途径共同加速卵母细胞衰老。线粒体功能障碍是卵母细胞质量下降的另一核心驱动因素。线粒体可通过三羧酸循环与氧化磷酸化途径，为卵母细胞成熟、受精及胚胎发育等关键生理过程供给能量，线粒体功能障碍将干扰上述多条生理通路的正常运行。线粒体功能障碍引起的Ca²+稳态失衡与异常波动可破坏氧化还原平衡，增加线粒体外膜通透性（mitochondrialoutermembranepermeabilization，MOMP），造成细胞内外环境失衡，加剧氧化应激，诱导凋亡。在此过程中，Bcl-2家族蛋白作为凋亡的关键调节因子，包括促凋亡和抗凋亡成员，可通过激活或抑制MOMP来决定细胞的生存或死亡［11］。线粒体功能障碍还可导致ROS过度积累，持续加重细胞损伤、触发凋亡通路，而氧化损伤的长期积累也加剧线粒体功能障碍，形成ROS过量累积和线粒体损伤的恶性循环，最终导致持续加剧氧化应激和细胞凋亡［12］。同时，研究发现生殖衰老卵母细胞与mtDNA拷贝数减少呈正相关［13］。mtDNA作为独立于核DNA的遗传物质，对氧化应激和损伤高度敏感，随着女性年龄增加，mtDNA拷贝数下降、突变率增高，加之ATP合成减少共同损害线粒体功能［7］。此外，有学者发现随着年龄增长，卵巢烟酰胺腺嘌呤二核苷酸（nicotinamideadeninedinucleotide，NAD⁺）水平下降，而NAD+水平下降可抑制OXPHOS复合物活性引发ATP合成缺陷和ROS过度积累，进而诱导GCs周期阻滞（G1/S期）和线粒体依赖性凋亡通路激活［14］，NAD+水平降低还可抑制沉默信息调节因子1（silentinformationregulator1，SIRT1）活性，削弱线粒体生物发生、抗氧化防御及自噬调控能力［15-16］，诱导卵母细胞的衰老。线粒体功能障碍可加重氧化应激，引起能量代谢紊乱、钙稳态失衡、mtDNA损伤、ATP合成降低等，多机制协同诱导卵母细胞质量下降。GCs是卵泡的重要组成成分，已有研究表明，GCs的凋亡、增殖和类固醇激素合成能力对卵泡的发育至关重要，GCs功能障碍则可能诱导卵泡闭锁，导致卵母细胞数量和质量的下降［17-19］。GCs在卵母细胞减数分裂的阻滞与重启中起关键调控作用，可通过激活C型利钠肽前体-利钠肽受体2系统上调环磷酸鸟苷（cyclicguanosinemonophosphate，cGMP）水平维持减数分裂阻滞，也可在黄体生成素作用下分泌表皮生长因子（epidermalgrowthfactor，EGF）下调cGMP，恢复卵母细胞减数分裂［20］。有学者研究发现甲羟戊酸（mevalonicacid，MVA）通路可通过调节GCs中的黄体生成素受体（luteinizinghormonereceptor，LHR）影响EGF信号通路的激活，而MVA通路异常下调EGF信号，可导致卵巢衰老过程中卵母细胞的减数分裂异常和非整倍体［21］。此外，有研究者还提出核富集转录体1通过miR-204-5p/ESR1轴介导的MAPK信号通路可调节GCs凋亡、增殖和类固醇生物合成［22］。随着女性年龄增长，卵巢微环境发生病理性与生理性重塑，进而可直接损害卵母细胞质量。研究发现胆固醇酯化受损会抑制卵母细胞的线粒体自噬，导致线粒体膜电位下降、ATP生成减少及ROS过度积累［23］。此外，有研究提出卵巢衰老过程中GCs发生线粒体能量代谢重编程，高龄组GCs中糖酵解代谢产物（如葡萄糖-6-磷酸、果糖-1，6-二磷酸、乳酸等）表达水平显著上调，而氧化磷酸化和三羧酸循环相关中间产物（如丙酮酸、柠檬酸等）表达显著下调，代谢通路由氧化磷酸化向糖酵解转变［24］，可能影响GCs对卵母细胞的营养支持间接损害卵母细胞质量。随着年龄增长，MⅠ期卵母细胞中谷胱甘肽（glutathione，GSH）减少，氧化型谷胱甘肽（glutathionedisulfide，GSSG）增高，GSH/GSSG比率向氧化型偏移，卵母细胞自身抗氧化能力降低；几乎所有磷脂类别均呈下降趋势，NAD+、嘌呤及嘧啶核苷酸生物合成受损，而糖酵解底物（葡萄糖、丙酮酸、乳酸）及谷氨酰胺累积，三羧酸循环利用底物能力下降［25］，共同促进卵母细胞功能的衰退。在炎症及纤维化调控方面，有研究显示NLRP3炎症小体活化及其下游促炎因子上调促进小鼠卵巢局部形成慢性、低度炎症微环境，通过诱导卵泡凋亡等途径参与卵巢衰老进程［26］。而衰老诱导卵巢间质的线粒体功能障碍，可导致ATP生成减少、ROS升高及氧化损伤，进而激活M1/M2型巨噬细胞，上调IL-6、转化生长因子β1（transforminggrowthfactorbeta1，TGF-β1），衰老相关分泌表型（senescence-associatedsecretoryphenotype，SASP）的成纤维细胞增加，促进Ⅰ/Ⅲ型胶原沉积，促进卵巢纤维化［27-28］。Lu等［29］观察到金属硫蛋白2高表达点可通过胶原蛋白-整合素（如COL14A1-α11β1、COL18A1-α11β1）及TGFB1-TGFBR3等配体-受体对，传播衰老信号，诱导促炎、促纤维化的微环境，高表达SASP相关基因，并随年龄增加而积累。年龄相关的卵巢微环境改变是多维度协同作用的过程，通过代谢紊乱、炎症激活、纤维化进展、细胞间信号转导等多种途径共同诱导卵母细胞衰老。铁死亡以抗氧化防御减弱和铁水平升高导致细胞膜中脂质过氧化物的显著积累为特征，是一种铁依赖性的调节性细胞死亡形式［30］，SystemXc-/GSH/谷胱甘肽过氧化物酶4（glutathioneperoxidase4，GPX4）轴为铁死亡的核心调控通路，SystemXc-（胱氨酸/谷氨酸反向转运体）将胱氨酸转入细胞，用于合成GSH，GSH作为辅因子，维持GPX4的活性，GPX4将有毒的脂质氢过氧化物还原为无毒的脂质醇，从而抑制脂质过氧化，阻断铁死亡进程［31］。研究发现，GCs铁死亡可下调GPX4和GSH，脂质过氧化产物丙二醛（malondialdehyde，MDA）增加，导致卵泡发育障碍及卵巢组织纤维化，进而损害卵母细胞质量［32］。此外，端粒稳态异常也是卵巢功能衰退的重要分子机制，端粒稳态与DNA修复通路之间存在双向调控关系，端粒缩短、T环解离及末端融合加速，导致卵母细胞减数分裂异常及非整倍体增加，进而加速卵泡耗竭与卵母细胞质量下降［33］。综上，ROS累积、线粒体功能障碍、GCs功能障碍、卵巢微环境改变、铁死亡等多途径相互交联、彼此影响，共同损害卵母细胞质量，进而构成高龄女性卵巢功能衰退的分子基础。二、药物改善高龄卵巢功能相关进展1.褪黑素：褪黑素主要由松果体释放，是一种受昼夜节律调节的多功能激素。既往研究表明褪黑素可通过直接清除以及激活抗氧化酶系统清除ROS，提高还原型GSH水平，调控糖酵解基因（HK2、ENO1、PKM、LDHA）的水平，改善三羧酸循环相关基因（CS、IDH1、SUCLA2、FH、MDH1）的表达，调节铁死亡相关基因（TFRC、GPX4）的表达，在卵巢储备功能减退患者中还可抑制PARP1介导的细胞死亡，减少凋亡诱导因子的核易位，通过减少氧化应激、重编程能量代谢、减轻卵丘细胞和GCs中的铁死亡、增强线粒体功能及调节卵泡微环境等改善卵母细胞质量［34-37］。在动物实验中，有学者发现在幼年山羊体外成熟培养基中添加褪黑素后可提高正常受精率、卵裂率和囊胚率［38］；在含猪卵泡液和FLI生长因子的卵母细胞体外成熟培养基中，添加100nmol/L褪黑素可显著提高正常受精率，但对囊胚率提升有限［39］；褪黑素可减少氧化应激改善马玻璃化冷冻卵母细胞的胚胎发育潜能［40］，然而对玻璃化冷冻后小鼠生发泡卵母细胞的成熟及后期发育而言，褪黑素未能显著提高生发泡破裂率、MⅡ卵率及2-细胞胚胎率［41］，考虑可能存在物种特异性及处理条件依赖性。在辅助生殖技术（assistedreproductivetechnology，ART）相关研究中，褪黑素对临床结局的影响仍存争议。既往有研究发现褪黑素可提高获卵数、受精率和胚胎质量［34］。ART女性卵泡液中褪黑素水平与AFC、血清抗米勒管激素（anti-Müllerianhoromone，AMH）水平、获卵数、正常受精卵数、第3天优质胚胎数、囊胚数及总胚胎数均呈显著正相关［37］。Hu等［42］进行系统性综述与荟萃分析发现褪黑素治疗可有效增加获卵数、成熟卵母细胞数及优质胚胎数，显著提高临床妊娠率与生化妊娠率，但未观察到其对活产率或流产率的明显改善作用。Tsui等［36］的一项前瞻性队列研究发现口服褪黑素可显著提升≥38岁不孕女性的临床妊娠率、持续妊娠率和活产率。Tang等［43］则提出补充褪黑素对临床妊娠率及活产率无明显改善。褪黑素的临床应用价值仍需大样本的研究进一步验证。2.生长激素（growthhormone，GH）：GH在调节卵巢功能方面具有直接与间接双重作用机制，可通过直接结合卵巢GCs及卵母细胞表面的GH受体（GHreceptor，GHR），并间接诱导胰岛素样生长因子-1的合成以激活PI3K/Akt等信号通路发挥生物学效应［44］。既往研究显示随着年龄增长GCsGHR密度显著降低，GH可通过GHR直接影响卵巢功能［45-46］。GH还可通过cAMP/PKA通路及上调FSHR、LHR表达提高卵泡对促性腺激素的敏感性，促进GCs与卵泡膜细胞的类固醇生成，减少氧化应激相关的线粒体损伤，降低衰老卵母细胞中γ-H2AX的表达和凋亡［45］。研究结果显示，在卵母细胞体外成熟培养基中添加GH可显著上调减数分裂进程胚胎发育相关基因的表达，包括AURKA、PDIA6、LINGO2、CENPJ，进一步促进卵母细胞成熟［47］。GH在不同的研究中应用效果存在一定差异。Guo等［48］发现添加GH可提高整倍体囊胚率、临床妊娠率和活产率；Zafardoust等［49］发现添加GH后可明显提高第3天优质胚胎数及临床妊娠率，但持续妊娠率及活产率无明显改善；Gong等［50］的研究则提示添加GH后着床率和临床妊娠率仅有增高趋势，但差异均无统计学意义。针对高龄人群GH添加的研究更为有限，Ho等［51］的研究显示在40~44岁女性中GH联合卵巢刺激在获卵数、胚胎数、胚胎质量、种植率及妊娠率方面差异均无统计学意义；Regan等［46］发现在39岁以上的不孕女性中，GH治疗组的妊娠率显著高于对照组，活产率亦有升高趋势，但差异无统计学意义。Sui等［52］则提出补充GH可显著提高38~40岁女性获得整倍体囊胚的概率，但在41~46岁女性中无显著益处。上述研究结论的异质性考虑纳入人群的基线特征、GH使用剂量及用药时间存在差异，仍需开展多中心、大样本的研究予以明确。3.辅酶Q10：辅酶Q10兼具抗氧化特性及线粒体电子传递链关键组分的双重功能，研究表明辅酶Q10可通过改善线粒体功能、降低染色体非整倍体率、减少卵母细胞碎片化，提高高龄不孕女性ART过程中的卵母细胞质量与受精率［53］。在人类卵母细胞培养基中添加辅酶Q10可显著提升高龄不孕女性的卵母细胞成熟率，并降低非整倍体率［54-55］。有研究在体外成熟过程中应用线粒体靶向辅酶Q10处理高龄不孕女性卵母细胞，观察到成熟率从51%提升至77%，染色体排列错误率从61%降至25%［56］。动物实验同样支持辅酶Q10的有益作用。有学者发现添加辅酶Q10治疗可显著增加老年小鼠原始卵泡和生长卵泡数量、排卵数及窝仔数［57］。该研究中Pds2敲除可导致年轻小鼠出现类似衰老的线粒体功能障碍（ATP降低、ROS减少、线粒体膜电位升高）、卵泡储备减少、排卵障碍，而这些表型可通过母源性辅酶Q10补充部分逆转。有研究者在猪卵母细胞的体外实验中发现添加还原型辅酶Q10可通过阻断线粒体生物发生相关蛋白（SIRT1、PGC-1α）与线粒体自噬相关蛋白（PINK1、PARKIN）的降低，改善氧化应激、细胞凋亡与自噬［58］。临床研究方面，Schütz等［55］发现辅酶Q10可提高卵巢低反应患者的获卵数，但对活产率的影响目前尚无统一定论。Lin等［59］发现辅酶Q10联合脱氢表雄酮（dehydroepiandrosterone，DHEA）、Cleo-20T3可降低GCs中TFRC、NCOA4和SLC3A2的表达，升高GPX4水平，减少脂质过氧化物堆积，抑制铁死亡，改善卵母细胞质量从而提高获卵数、MⅡ卵母细胞数、受精卵数、第3天胚胎数及第3天优质胚胎数。Shang等［60］的荟萃分析提示，抗氧化剂治疗可提高临床妊娠率、获卵数及高质量胚胎数，减少促性腺激素用量；其中辅酶Q10（30mg/d，连续3个月）对年龄<35岁的卵巢储备功能减退女性提高临床妊娠率获益显著。其他保护卵巢的干预措施也值得关注。补充NAD+前体烟酰胺单核苷酸可升高老年小鼠卵巢NAD+水平、恢复纺锤体结构、降低非整倍体率、提高获卵数和活产率［61］。槲皮素可通过SIRT1/AMPK信号通路调节ROS水平，促进GCs自噬，减轻氧化应激诱导的细胞凋亡［62］。DHEA可通过增加卵巢内雄激素浓度以增强卵泡对卵泡刺激素（folliclestimulatinghormone，FSH）的敏感性、降低β-半乳糖苷酶活性延缓细胞衰老，DHEA还可抑制卵巢储备功能减退大鼠AMPK-SIRT1通路及线粒体自噬，从而改善线粒体功能及卵母细胞质量［16，63］。白藜芦醇则可通过激活SIRT1表达，预防缺氧或衰老相关的线粒体功能障碍［64］。Galatis等［65］系统总结了2015—2021年卵巢低反应的管理策略，涵盖辅酶Q10、DHEA、GH等多种方案，但尚未有单一方案被证实具有明确优势。除传统药物治疗外，营养补充与生活方式干预亦可能对卵巢功能产生良性调节作用。因此，在指导患者试孕的同时，临床可将此类干预作为重要的辅助手段加以整合应用。三、干细胞治疗干细胞是一类具备自我更新与多向分化潜能的未分化细胞，根据来源可分为成体干细胞（adultstemcell，ASC）、胚胎干细胞（embryonicstemcell，ESC）与诱导多能干细胞（inducedpluripotentstemcell，iPSC）［66］。其中，间充质干细胞（mesenchymalstemcell，MSC）作为ASC的重要成员，在生殖医学领域研究最为广泛。1.MSC：MSC主要通过旁分泌途径发挥作用，分泌EGF、肝细胞生长因子、血管内皮生长因子（vascularendothelialgrowthfactor，VEGF）及携带微小RNA（microRNA，miRNA）的外泌体，从抗凋亡、促血管生成、免疫调节、抗氧化及抗纤维化等多维度协同改善卵巢微环境，促进卵泡发育与激素水平恢复［67-68］。既往的相关研究发现，脐带间充质干细胞（umbilicalcordmesenchymalstemcell，UC-MSC）来源的分泌组可通过激活PINK1/Parkin介导的线粒体自噬通路，上调PINK1、Parkin、LC3B、BNIP3等自噬相关蛋白，促进损伤线粒体清除；同时调节线粒体动力学，恢复融合蛋白（OPA1、MFN1/2）和分裂蛋白（p-DRP1、FIS1、MFF）的表达，改善线粒体动力学与生物能量学，从而抗凋亡、抗氧化，恢复化疗损伤的GCs功能［69］。动物实验中脂肪干细胞条件培养基（adiposestemcellconditionedmedium，ASC-CM）高频静脉注射可上调高龄小鼠卵巢中Gpx1、Catalase和Bcl2的表达，并通过减轻氧化应激和抗凋亡作用，改善高龄小鼠卵母细胞质量［70］。MSCs还可通过调控卵巢局部肾素-血管紧张素系统平衡来延缓卵巢衰老，治疗后卵巢局部AT1R表达下调，卵巢重量增加，原始、次级、成熟卵泡增加，闭锁卵泡减少；血清雌二醇和AMH水平升高，FSH和黄体生成素水平降低；卵巢组织匀浆中ROS、MDA、IL-6表达降低，超氧化物歧化酶、GSH、IL-10表达升高［71］。对小鼠进行不同频率（每8天3次和每4天6次）的ASC-CM静脉注射发现，每4天6次的高频率注射可显著提高6月龄小鼠的胚胎着床数［70］。同时，MSC来源的凋亡囊泡输注可有效改善15月龄衰老小鼠的卵泡数量和卵母细胞质量［72］。另有研究提出，脂肪源性间充质干细胞（adipose-derivedstemcells，ADSC）［73］及UC-MSC［71］均可提升老年小鼠的卵母细胞质量，其机制涉及改善卵巢微环境、恢复线粒体功能、抑制细胞凋亡及促进激素分泌。2.外泌体：外泌体是干细胞分泌的纳米级囊泡，也是介导干细胞再生效应的关键载体。其中，MSC来源的外泌体（MSC-derivedexosome，MSC-EXO）可通过抑制GCs凋亡与自噬、缓解氧化应激及炎症反应、促进血管生成并拮抗纤维化等多种途径协同修复卵巢功能。此外，研究还发现人脐带间充质干细胞来源的外泌体（humanumbilicalcordmesenchymalstemcell-derivedexosomes，hUCMSC-Exos）治疗可激活卵母细胞中PI3K/Akt/mTOR信号通路（p-Akt、p-mTOR、p-rpS6升高），促进原始卵泡向初级卵泡转化及后续卵泡发育，可显著增加生长卵泡比例，降低卵母细胞纺锤体异常率，降低ROS水平并恢复线粒体膜电位，提升老龄小鼠分娩率［74］。Zhou等［75］发现hUCMSC-Exos能逆转环磷酰胺对KGN细胞增殖的抑制，减少细胞凋亡，降低ROS、Fe²⁺及脂质过氧化水平，通过Nrf2/GPX4通路抑制铁死亡，减轻化疗诱导的卵巢损伤和GCs凋亡，同时显著提升早发性卵巢功能不全（prematureovarianinsufficiency，POI）小鼠AMH和雌二醇水平，降低FSH水平，增加卵巢中原始卵泡和初级卵泡的数量，促进卵泡发育。Li等［76］对14月龄自然衰老小鼠尾静脉注射hUCMSC-Exos也发现可显著降低衰老小鼠卵巢中PTEN、Bax、caspase-3、caspase-9的表达，升高Bcl-2表达，减少TUNEL阳性凋亡细胞，增加EdU阳性增殖细胞及PCNA/Ki67表达，恢复各级卵泡数量，升高血清AMH和雌二醇水平，抑制GCs凋亡、促进细胞增殖。近期研究通过工程化改造使细胞外囊泡过表达程序性死亡蛋白配体1和半乳糖凝集素-9，在自身免疫性疾病模型中可有效抑制T细胞介导的自身免疫应答［77］，为卵巢免疫损伤的治疗提供了新思路。作为无细胞治疗手段，MSCEXO具备免疫原性低、安全性良好、易于标准化制备等优势，为卵巢的再生修复提供了新兴途径［68］。3.MSC联合治疗：近年来，研究者进一步探索联合治疗策略，并取得了一系列进展。研究发现，ADSCs与富血小板血浆（platelet-richplasma，PRP）联合治疗，PRP可通过激活Akt/ERK信号通路，显著增强ADSC的活力、增殖、迁移能力并抑制其凋亡，同时促进ADSC分泌VEGF及免疫调节因子［78］。PRP可作为MSC的生物材料支架，通过诱导血管新生增强组织修复效能［79］。UC-MSC与自交联透明质酸联用，可通过抑制细胞凋亡、延长其在卵巢的驻留时间，增强旁分泌功能，激活PI3K-AKT信号通路，改善POI及自然衰老小鼠的卵巢功能［80］。4.ESC与iPSC：ESC因来源受限、存在伦理争议及致瘤风险，临床转化面临较大制约。iPSC通过成体细胞重编程获得，兼具低免疫排斥与无伦理争议的双重优势。目前，人iPSC已成功分化为卵原细胞样细胞［81］，Kim等［82］建立了人子宫内膜来源iPSC，并诱导其分化为颗粒样细胞。然而，当前研究多处于基础阶段，未来可加强基础与临床协同研究，推动干细胞疗法的临床转化。四、PRP治疗PRP因其组织修复、细胞活化及生殖潜能调控作用，在生殖医学领域备受关注。PRP经激活后可释放高浓度细胞因子、生长因子及细胞外基质活性组分，主要包括VEGF、TGF-β、EGF、血小板衍生生长因子、1-磷酸鞘氨醇及IGF等。上述活性因子可通过多信号通路协同调控卵巢功能：在卵泡发育水平，激活PI3K/Akt、TGF-β通路，促进原始卵泡活化，抑制GCs凋亡并减少卵泡闭锁；在卵巢微环境水平，通过VEGF介导血管新生以改善卵巢微循环，降低ROS蓄积、调节炎症因子，促进细胞外基质重塑，维持卵巢微环境稳态［83-84］。临床研究方面，PRP的疗效尚存争议。Safarova等［85］发现PRP注射后直径≥14mm卵泡数、雌二醇水平、获卵数及MⅡ卵母细胞数均显著增加，不孕年限小于3年者的自发妊娠率明显更高。Zhao等［86］研究结果与之相似，PRP治疗后可改善卵巢储备（AMH、AFC升高），获卵数、MⅡ卵母细胞数、2PN受精数、可利用胚胎数及囊胚数均显著增加，同时接受累积胚胎移植者累积临床妊娠率为45.45%，活产率为34.09%。Herlihy等［87］则有不同的研究结果，发现PRP治疗组与对照组在MⅡ卵数、囊胚数、整倍体囊胚数以及持续种植率上差异均无统计学意义，仅对AMH和AFC有轻度改善，且差异无统计学意义。此外，也有研究提示PRP注射可提高获卵数、胚胎数、AMH及AFC水平，但对妊娠结果无明显改善［88］。一项评估卵巢内注射PRP对连续3次促排卵中获卵数及胚胎质量的影响双盲、随机、安慰剂对照试验，发现PRP组累积成熟卵母细胞数略高于对照组，第3次促排卵时PRP组获卵数显著增加，然而，两组在囊胚形成数、整倍体囊胚数及整倍体囊胚获得率上差异均无统计学意义，且PRP组临床妊娠率反而低于对照组［89］。既往研究结果确实存在一定差异，特别是在PRP对妊娠结局的影响上。有研究提出，PRP注射及穿刺操作本身可能通过机械性破坏Hippo信号通路激活残存卵泡，从而促进卵泡发育及增加获卵数，但未能改善胚胎整倍体率及妊娠结局［89］。PRP的作用更准确地说应为卵泡激活，而非卵巢年轻化［89］。综上，PRP治疗为改善卵巢功能提供了新的思路，但研究异质性较大，PRP的制备方法及注射剂量等尚无统一标准，且随访时间短、安全性数据不足，目前证据不支持其常规临床应用，迫切需要开展以活产为主要终点的标准化、大样本随机对照试验［90］。五、线粒体替代技术（mitochondrialreplacementtherapies，MRTs）高龄引发的mtDNA拷贝数降低与突变累积，是卵母细胞质量下降的核心原因，改善线粒体功能成为生殖衰老研究重点。MRTs是一类靶向线粒体或其胞质成分的生殖干预技术，其核心策略是将携带缺陷线粒体DNA的卵母细胞（或受精卵）中的核DNA，转移至含有健康线粒体的供体细胞中，实现核遗传物质与健康线粒体的重组。根据线粒体来源，MRTs可分为异体线粒体移植（heterologousmitochondriatransfer，HMT）与自体线粒体移植（autologousgermlinemitochondrialenergytransfer，AUGMENT）［91］。1.HMT：HMT通过引入供体来源的健康线粒体，旨在提升患者卵母细胞的发育能力。其中，胞质移植技术通过将供体卵母细胞的部分胞质注入患者卵子，以补充功能性线粒体；相比之下，核移植技术则通过将患者的完整遗传物质转移至去核的供体细胞中，实现线粒体的整体替换。核移植包括纺锤体移植（maternalspindletransfer，MST）、原核移植（pronucleartransfer，PNT）、生殖泡移植（germinalvesicletransfer，GVT）及极体移植（polebodytransfer，PBT）［92］。胞质移植作为最早应用于临床的线粒体替代技术，虽操作简便且可与卵胞质内单精子注射同步实施，但由于存在mtDNA异质性残留及潜在的遗传与表观遗传改变风险，其临床应用仍存争议［93］。研究者们对多种异体线粒体移植技术进行了探索，各技术均存在优势与局限。其中，MST虽操作复杂，但mtDNA残留少，可有效阻断线粒体病的母系遗传；PNT因操作需使用受精卵，涉及胚胎处置问题，且存在母源mtDNA残留的可能，故伦理争议较大；但2025年一项临床研究显示，22例患者接受PNT治疗后获8例活产（含一对双胞胎），新生儿血中母源致病mtDNA水平降低77%~100%，证实其可有效降低线粒体疾病遗传风险［94］。GVT理论上可降低非整倍体率，但卵母细胞体外成熟效率低下且技术难度高；PBT操作简便、mtDNA残留低，但极体在排出后存活时间短，取材窗口期狭窄，技术实施难度大。HMT技术已在动物实验和临床研究中展现出改善卵母细胞质量、预防线粒体疾病遗传的潜力，部分技术已成功应用于临床并诞生健康婴儿。然而，这些技术仍面临mtDNA异质性残留、胚胎伦理争议以及相关技术成熟率低等问题，限制了其临床转化［92，95］。2.AUGMENT：AUGMENT技术通过自体功能性线粒体移植实现细胞修复与器官功能恢复。在供体细胞的筛选与优化方面，动物实验显示，ADSC来源的线粒体移植可提高老龄小鼠的囊胚形成率［96］。另有研究系统比较了ADSC、骨髓源性MSC、尿液来源间充质干细胞（urine-derivedstemcell，USC）及卵巢GCs，发现USC来源的线粒体具备非侵入性获取、高增殖能力及稳定的线粒体功能，被认为是自体线粒体移植的理想供体［97］。然而，体细胞来源的线粒体移植在疗效与安全性方面仍存在较大争议，其效果不佳可能归因于供体体细胞与受体卵母细胞之间线粒体固有特性的差异［98］。为克服这一局限，研究者进一步探索了iPS细胞作为线粒体供体的可行性。动物实验表明，iPS细胞因其线粒体与卵母细胞在形态与功能上高度同步，可显著提高高龄小鼠胚胎的着床率与活产率［99］。2024年一项基于随机对照试验的随访研究显示，AUGMENT组与对照组在妊娠并发症、分娩孕周、出生体重及新生儿结局方面差异均无统计学意义，然而该研究样本量小，作者指出此为初步数据，尚需大样本研究验证。目前证据提示该技术未较常规IVF展现出明显临床优势，其应用价值存疑［100］。综上，MRTs虽可改善线粒体功能障碍，但仍面临异质性残留、伦理争议、操作损伤及疗效不确定性等多重挑战。未来需进一步优化技术路径，并通过大样本随机对照试验为技术标准化与临床转化提供循证依据。六、总结与展望近年来，研究人员在改善高龄女性卵巢功能领域取得了一系列进展，但相关研究的干预方案缺乏统一的标准，多以小样本研究为主，且远期影响仍不明确，导致研究结果较难横向比较与临床转化。未来研究可统一干预标准，开展高质量随机对照试验及相关机制研究，延长随访时间并重点关注子代远期安全。同时，可开展再生医学、材料科学、人工智能等多学科深度协作，推动新型干预技术从实验室向临床的高效转化。参考文献[1]中华医学会生殖医学分会.中国高龄不孕女性辅助生殖临床实践指南[J].中国循证医学杂志,2019,19(3):253-270.DOI:10.7507/1672-2531.201812103.[2]WuD,LiuC,DingL.Follicularmetabolicdysfunction,oocyteaneuploidyandovarianaging:areview[J].JOvarianRes,2025,18(1):53.DOI:10.1186/s13048-025-01633-2.[3]JadejaRN,MartinPM,ChenW.Mitochondrialoxidativestressandenergymetabolism:impactonagingandlongevity[J].OxidMedCellLongev,2021,2021:9789086.DOI:10.1155/2021/9789086.[4]Rodríguez-VarelaC,LabartaE.Clinicalapplicationofantioxidantstoimprovehumanoocytemitochondrialfunction:areview[J].Antioxidants(Basel),2020,9(12):1197.DOI:10.3390/antiox9121197.[5]BernardiP,GerleC,HalestrapAP,etal.Identity,structure,andfunctionofthemitochondrialpermeabilitytransitionpore:controversies,consensus,recentadvances,andfuturedirections[J].CellDeathDiffer,2023,30(8):1869-1885.DOI:10.1038/s41418-023-01187-0.[6]WuJ,LiJ,LiuY,etal.Tannicacidrepairofzearalenone-induceddamagebyregulatingthedeathreceptorandmitochondrialapoptosissignalingpathwayinmice[J].EnvironPollut,2021,287:117557.DOI:10.1016/j.envpol.2021.117557.[7]SongJ,XiaoL,ZhangZ,etal.Effectsofreactiveoxygenspeciesandmitochondrialdysfunctiononreproductiveaging[J].FrontCellDevBiol,2024,12:1347286.DOI:10.3389/fcell.2024.1347286.[8]ShadfarS,ParakhS,JamaliMS,etal.RedoxdysregulationasadriverforDNAdamageanditsrelationshiptoneurodegenerativediseases[J].TranslNeurodegener,2023,12(1):18.DOI:10.1186/s40035-023-00350-4.[9]LiuS,JiaY,MengS,etal.Mechanismsofandpotentialmedicationsforoxidativestressinovariangranulosacells:areview[J].IntJMolSci,2023,24(11):9205.DOI:10.3390/ijms24119205.[10]AbaisJM,XiaM,ZhangY,etal.RedoxregulationofNLRP3inflammasomes:ROSastriggeroreffector?[J].AntioxidRedoxSign,2015,22(13):1111-1129.DOI:10.1089/ars.2014.5994.[11]HazafaA,BatoolA,AhmadS,etal.Humanin:amitochondrial-derivedpeptideinthetreatmentofapoptosis-relateddiseases[J].LifeSci,2021,264:118679.DOI:10.1016/j.lfs.2020.118679.[12]ZhangX,ZhangL,XiangW.Theimpactofmitochondrialdysfunctiononovarianaging[J].JTranslMed,2025,23(1):211.DOI:10.1186/s12967-025-06223-w.[13]ChungTH,KimJH,SeolSY,etal.TheeffectsofKoreanRedGinsengonbiologicalagingandantioxidantcapacityinpostmenopausalwomen:adouble-blindrandomizedcontrolledstudy[J].Nutrients,2021,13(9):3090.DOI:10.3390/nu13093090.[14]YangQ,LiH,WangH,etal.DeletionofenzymesfordenovoNAD+biosynthesisacceleratedovarianaging[J].AgingCell,2023,22(9):e13904.DOI:10.1111/acel.13904.[15]CordoneV,VergaraT,FaloneS,etal.IsNAD⁺akeyfactorinovarianaginganddysfunction?Insightsanduncertaintiesfromcurrentresearch[J].BiolReprod,2025,112(3):1-28.DOI:10.1093/biolre/ioaf140.[16]MaQ,ShenM,WuJ,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