实验动物讲义课件

实验1 基本技能操作 一 实验动物的抓取固定方法 1小鼠的抓取固定方法 抓取：不要激惹，可单手、双手 固定：鼠板（蜡板）和固定器两种 2 大鼠的抓取固定方法 抓取：戴防护手套：帆布或硬皮质的（否则狂犬 疫苗） 方法一同小鼠 方法二:腋下，拇指抵下颌骨，掌心握身体中段 固定同小鼠 3 豚鼠的抓取固定方法 豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人。 1拇指和食指环扣其颈部，另一手托臀部； 2另外可用布袋固定。 4 兔的抓取固定方法 抓取：右手从头前部把两耳压于手掌内，将颈部的毛连 同皮一起提起；左手托住臀部。 注意：不可只抓两耳，会损伤的。 固定：常用两种 盒式固定：常用于兔脑内和耳血管的操作； 台式固定：常用于测量血压、呼吸、静脉采血；一般麻 醉后用。 5 狗 将其嘴用绳捆绑后绕至颈后固定系好 二 实验动物编号标记方法 为了观察每个动物的不同情况，必须进行编号标记。 应保证作到号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 1颜料涂染 即用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进 行涂染或用不同颜色等来区分各组动物，是实验室最 常用、最容易掌握的方法。 常用的编号标记液有： 3%-5%苦味酸溶液 涂染黄色 2%硝酸银溶液 咖啡色（涂后需光照10分钟） 0.5%中性红或品红溶液 红色 煤焦油酒精溶液 黑色 龙胆紫溶液 紫色 2烙印法：不常用 3号牌法：不常用 如狗可用挂牌或背部剪毛或烫毛的方法； 家兔与豚鼠可用号码烙印钳在背部编号； 大小鼠常用3%-5%苦味酸编号，不同部位 代表不同数字。 三 实验动物给药途径和方法 1皮内注射：脱毛后进行小泡不会很快消失。如青霉素 皮试。 兔、豚鼠和大鼠的注射部位均为背部脊柱两侧的皮 肤。注射时针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内（表皮和真皮 间），如果小泡不很快消失则证明在皮内。 注射量：小鼠最多不超过0.05ml，豚鼠、大鼠和兔 一般为0.1ml。 2皮下注射： 注射针头进入皮下（真皮下），若针 头能自由拨动无牵阻，注入注射液后形成小泡，很快消失。 或通过后腿肌肉进入皮下注射。 3肌肉注射：大小鼠直接刺入大腿外侧肌肉内，回血 无则可推液。兔在臀部。 4腹腔注射：进针方向与腹股沟垂直，无回血回尿即 可推液。小鼠头低尾高位。小鼠一般为0.51ml, 豚鼠、兔 一般为5ml。 5静脉注射： *大鼠小鼠尾静脉注射0.5ml为宜；左右为 静脉，上下为动脉；于下1/3处注射，先 用45度温水或酒精处理，使血管充盈。 *兔耳缘静脉注射； 6经口给药： *大小鼠：大鼠1-2ml/次，小鼠0.1-0.3ml/10g体重/次 左手持鼠，腹部朝上，头部向上有一个倾斜度；右手持灌胃 器，从口角进针，随其吞咽通过食道进入胃内。如果不挣扎，有落 空感，说明在胃内；如果挣扎或呕吐，有阻力，不可硬插，进入气 管会造成死亡，应重来。 灌胃器的制作方法： 用腰穿的针头，前部略弯，或12号注射针头，头部磨钝或焊 成凸沿，针头部大小鼠约长57cm。 兔：用木制张口器放入口内，动物即咬住张口器 。从小孔中插入15cm长的导尿管，轻、慢地送入食 管及胃内。用动物毛在导管口试一下，随呼吸不摆 动，不挣扎，即可连接注射器，灌液。 7其他给药途径 呼吸道给药：磨口瓶，插入两根管，如毒气、粉 尘、烟雾等 皮肤给药：背部脱毛后涂药，用兔、豚鼠 脊髓腔内给药：兔伏卧位，L7间隙下进针 小脑延髓给药：C1上进针，可用大动物 脑内给药：微生物室常用 直肠内给药：导尿管插入兔肛门 关节腔内给药：注入 实验动物用药量的确定及计算方法 大量实验证明，生物活性物质或药物在动物体内细胞外液中 的浓度和作用与体表面积呈平行关系。因此，人与动物之间 进行剂量换算，应当按体表面积比值进行换算。 （一）动物给药量的确定 1先用少量小鼠探索一下中毒剂量或致死量，然后取中毒剂量 或致死量的1/101/15，通过预实验再在动物身上探索；若 用大动物如猫、狗等，需在鼠类用量的1/151/2范围内探索 。 2人与动物用药量的折算： 人类用药量为1时，猫、狗的用量是人的5-10倍，兔、豚鼠的 用量是人的15-20倍，大小鼠是人的50100倍。 动物体表面积越小，用药量越大。 3确定剂量后，如果第一次实验的作用不明显，动物也无 中毒表现（体重下降、精神萎靡、活动减少），可以 加大剂量再次实验，如果出现中毒现象，作用也明显 ，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的 剂量范围内，药物的作用随剂量的增加而增加。有条 件时，最好用几个剂量作实验。如果剂量与作用效果 不成比例，应慎重分析实验结果。 4剂量的多少要考虑年龄与体质： 一般我们使用的是成年动物。老年痴呆用老年鼠。同 人用药一样。 5还要考虑用药途径： 如当口服为100时，灌肠应为100-200，皮下应30-50 ，静脉应25。 （二）计算方法： 例1 计算给体重1.8kg的兔静脉注射20%乌拉坦，按每 kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？ 1kg 1g 1.8kg 1.8g 20g 100ml 1.8g x ml x=100*1.8/20=9ml 四 实验动物的麻醉 （一）常用的麻醉剂 1挥发性麻醉剂：乙醚和氯仿 乙醚：优点：适用于各种动物，麻醉量与致死量差别大，安全，麻醉 深度易掌握，苏醒快。 缺点：局部刺激作用大，易窒息，麻醉时间长了易死，味大。 2非挥发性麻醉剂： 苯巴比妥钠；戊巴比妥钠；水合氯醛 优点：使用方便，麻醉时间长，麻醉过程平衡。 缺点：苏醒较慢，麻醉量与致死量差距小，追加一点就可致死 ，最好一次给足量。 3中药麻醉剂： 洋金花 氢溴酸东莨菪碱（提纯） 作用不够稳定，有时需要加佐剂麻醉 （二） 动物的麻醉方法 1全身麻醉：包括吸入法、非吸入如腹腔和静脉给药法 吸入麻醉：乙醚 挥发吸入，抑制中枢神经系统，作用快而短，但刺激呼吸 道粘膜使分泌物增加，可使用阿托品来拮抗它。呼吸道有 病者禁用乙醚麻醉。使用密闭透明容器，放入动物即可。 一般用于短期实验，燃点低，易燃，应远离火源。 非吸入麻醉： 小型动物大小鼠多为腹腔给药。 常用于家兔，耳缘静脉注射。 2局部麻醉： 盐酸普鲁卡因：用于手术局部浸润麻醉可用1%溶液，剂 量按麻醉面大小而定，骨髓穿刺、局部皮肤切开等均可采 用。 3本实验室常用的两种： 乌拉坦（氨基甲酸乙酯）：使用时配制 为20%-25%的溶液，用药量为g/kg，耳 缘静脉注射。注射快慢，检查深度。 10%水合氯醛：大小鼠腹腔注射 0.35ml/100kg 4 麻醉注意事项： 静脉注射缓慢推药，同时注意麻醉深度如肌肉的 松弛度，角膜反射等；先快后慢，不够，追加量不能 大于1/4。麻药的浓度不可过高或过低，要适中。 注意保温：方法有：装灯台灯、电褥、照射等， 根据动物肛温而定。 实验动物的正常体温： 猫38.61度 兔38.41度 大鼠39.30.5度 做慢性实验时，麻药应加热至动物体温水平。 五 实验动物采血方法 注意事项： 1光线充足 室温应保持：冬 1520度；夏 2528度 2采血部位消毒 3注射器、试管应清洁干燥：吹风机 4抗凝剂：血清（不加抗凝剂）；血浆（加 抗凝剂）离心 （）小鼠、大鼠采血法 1割（剪）尾采血：温水泡，消毒，剪刀剪 一下尾尖，血滴下，试管接血即可。 2鼠尾刺血法：用7号、8号针头刺入尾静脉 ，流出，1050mm3/次，使用方向 ：从尾尖开始往上用。 3眼眶静脉丛采血法：两眼可轮流取，反复 取，刺入。0.5-1ml/次大鼠 4断头取血：铡刀，接血，一松一放。不易 溶血 5心脏取血：死亡性的，0.50.6ml/次 6颈动静脉采血：解剖后才能使用，药理经 常用。 7腹主动脉采血：解剖后用，从分叉处进针 8股动（静）脉采血：腹股沟处解剖后用 （二）豚鼠采血法 1耳缘剪口采血：刀片或剪刀抗凝后剪破耳缘血 管，流出，可采血0.5ml。 2心脏采血：同兔 3股动脉采血：同鼠 4背中足静脉取血：略 （三）兔采血法 1耳缘静脉采血 2耳中央动脉采血：刺之易收缩 3心脏取血：可每天取 4后肢胫部皮下静脉取血：不常用，解剖后用 5股静脉、颈静脉取血：解